Die Studie wurde finanziell von der Lundbeck Foundation, The Karen Elise Jensen-Stiftung, The Health Research Fund der Zentrale in Dänemark Region und das Institut für Klinische Medizin der Universitätsklinik Aarhus unterstützt. Wir erkennen dankbar die geschickte Hilfe von Donald F Smith, Anders Steen Sörensen, Henrik Soerensen, Asbjoern Ettrup-Christensen, und das Personal an Paaskehoejgaard.

1. Intubation <ol><li> Ausrüstung für die Intubation notwendig: mittels Beatmung, Schlingen für die Öffnung des Mundes, Niederdruck Absaugung mit stumpfer Spitze, Veterinär-Laryngoskop mit gerader Klinge zwischen 17 und 25 cm lang, Stilett, Spritze mit Luft, Stethoskop und Klebeband. Für erwachsene Göttingen Minipigs einen Endotrachealtubus Größe von 5 bis 7 mm geeignet ist 10. In diesem Video eine 5,5-mm-Rohr wurde 10 verwendet. </li><li> Das Minischwein ist auf den Rücken gelegt und richtig unterstützt werden, um sicherzustellen, dass der Kehlkopf-Passage gehalten ist gerade. </li><li> Die Zunge ist ein Stück herausgezogen und der Kiefer offen gehalten von einem Assistenten, ohne Überdehnung des Kopfes. Rotation der Atemwege oder der übermäßige Ausdehnung des Kopfes kann verschließen Atemwege, so dass die Larynxöffnung schwieriger zu identifizieren und zu kompliziert tracheale Platzierung des Tubus. </li><li> Das Laryngoskop wird in den Rachenraum weitergegeben und verwendet werden, um die Zunge drücken, so dass die Epiglottis sichtbar. Die Spitze des Saug wird verwendet, um die Epiglottis vom weichen Gaumen zu verdrängen. Die Spitze des Laryngoskop wird dann verwendet, um die Epiglottis nach oben drücken auf die Basis der Zunge und enthüllt die Larynxöffnung. </li><li> Die Aryknorpel Knorpel und Stimmbänder in den Blick gekommen sind und die Endotrachealtubus wird sanft mit einer leichten Drehung erweiterte, in die Luftröhre beim Ausatmen. </li><li> Die Schlauch-Manschette ist nach den Vorgaben der Herstellung aufgeblasen und achten dabei auf mehr als die Inflation, die Schwellungen und Ödeme der Atemwege verursachen können, zu vermeiden. Schweine haben einen Bronchus auf der rechten kranialen pulmonal lobe lüften. Es ist daher wichtig, dass das Rohr über der Bifurkation statt. Dies wird durch Verwendung der richtigen Rohrdurchmesser und allem durch das Anziehen der proximalen Ende des Rohres auf der Ebene der Schnauze mit Klebeband erleichtert. </li><li> Wenn das Minischwein richtig intubiert, müssen einen freien Durchgang von Luft durch das Rohr zu spüren sein, und die Brust Auskultation sollte Atmung klingt in der linken und rechten Seite des Brustkorbs zu offenbaren. </li><li> Nach dem Anschluss des Ventilators mit Monitoring-System zur Minischwein, sollte physiologischen exspiratorischen Kohlendioxid-Werte messbar sein und die Kohlendioxid-Kurve, die die Atmung, das durch die Ventilatoreinstellungen 6,10 beobachtet werden kann entschieden werden, folgt. </li><li> Das Kohlendioxid und Oxymetrie Werte können zunächst durch die Prämedikation und Narkoseeinleitung betroffen sein. Allerdings sind diese Werte sollten schnell wieder zur normalen mit der richtigen Belüftung 6,10. Jegliches Anzeichen von Zyanose trotz künstliche Beatmung zeigen falsche Platzierung der Röhre. Der häufigste Fehler ist, unbeabsichtigte Platzierung des Tubus in die Speiseröhre. </li></ol> 2. Transurethrale Blasenkatheter <ol><li> Dieses Verfahren ist nur für weibliche Schweine. Für erwachsene Minipigs ein Foley-Katheter Französisch Größe 8 oder 10 angebracht ist. Durch die Krümmung und Größe der externen Harnröhrenöffnung wird ein Katheter mit Mandrin vorzuziehen. Ein Nasenspekulum kann in kleinen Minipigs verwendet werden, während ein Spekulum mit längeren Klingen kann nützlich sein, für große Tiere. Notwendige Ausrüstung gehört auch ein stumpfes-Spitze Pinzette, eine Spritze mit Kochsalzlösung, Schmiermittel und ein geschlossenes System Urinbeutel. </li><li> Um eine optimale Visualisierung der externen Harnröhrenöffnung während der Katheterisierung der Minischwein ist auf seiner Rückseite mit einer Förderung im Rahmen der Lendenwirbelsäule gelegt, während ein Assistent zieht die Hinterbeine nach kranial. </li><li> Die geschmierten Spekulum eingesetzt und geöffnet, um die Scheidenwand zu visualisieren. Die weiblichen äußeren Harnröhrenöffnung ist in den Boden der Scheide etwa ein Drittel bis die Hälfte der Entfernung des Gebärmutterhalses (Abb. 1A) befindet. Doch weil das Tier auf den Rücken gelegt wird, wird die Position der Harnröhrenöffnung erscheinen invertiert werden. </li><li> Der Katheter mit der stumpfen Spitze-Zangen gesteuert, so dass die Spitze des Katheters wird in Fortsetzung der Zange. Schieben Sie den Katheter in die Öffnung der Harnröhre (Abb. 1B). Die Harnröhre ist leicht traumatisiert, wenn zu viel Kraft während der Katheterisierung verwendet wird. Allerdings kann leichter Widerstand zunächst fühlte, bis der Katheter die externe Blasenschließmuskel bestanden hat. Wenn dieses Problem weiterhin besteht, kann dies darauf hindeuten, dass das Tier nicht sediert tief genug. Die Lösung ist, eine Weile warten und ließ die Narkose auf sich wirken. </li><li> Da die Katheter erreicht die Blase, entfernen Sie das Stilett und Urin wird gesehen fließen werden. </li><li> Pumpen Sie den Ballon mit Kochsalzlösung nach den Vorgaben der Herstellung und ziehen Sie den Katheter aus, bis der Ballon fängt auf den Blasenhals. </li><li> Bringen Sie die geschlossenen System Urinbeutel. </li><li> Band des Katheters mit dem Schwanz, um ein versehentliches Verschieben des Katheters zu vermeiden beim Umgang mit dem Tier. </li></ol> 3. Arteria und Vena femoralis catheterization <ol><li> Notwendige Ausrüstung beinhaltet: Skalpell, stumpfen Spitze chirurgische Scheren, chirurgische Pinzetten, kleine stumpfe Spitze chirurgische Zange, kleine selbsthaltende Gewebe Retraktor, Nadelhalter, chirurgische Swaps, Nahtmaterial mit Nadel, heparinisierten Kochsalzlösung als Unterputz-Flüssigkeit Katheter Durchgängigkeit zu erhalten , zwei 18-Gauge-Kanüle IV, zwei 4-Französisch brite Spitze Hüllen mit Einführhilfe und Seldingerdraht. </li><li> Die Tiefe der Anästhesie sollte durch Prüfen der interdigitalen Schmerzen Reflex vor der Einleitung des Verfahrens bewertet werden. </li><li> Die Arteria und Vena femoralis mit dem Minischwein auf den Rücken gelegt näherte und das hintere Bein nach lateral. Identifizieren in die Hautfalte zwischen den gracilis und sartorius, wo das Pulsieren der oberflächliche Teil des medialen Arteria Saphena verschwindet. </li><li> Machen Sie eine longitudinale oberflächliche Hautinzision Schädelbasis bis zu diesem Punkt, wodurch versehentlich beschädigen die mediale Vena Schiffe. </li><li> Verwenden Sie einen stumpfen Spitze einer Schere auf die zugrunde liegende subkutane Gewebe zu sezieren. </li><li> Die Faszie Teilung der sartorius und M. gracilis ist unterteilt Schädel, um das Eindringen Ort der medialen Vena Schiffe, zuerst mit einem kleinen stumpfen Spitze chirurgischen Pinzette und dann digital. </li><li> Die beiden Muskelgruppen werden mit einem kleinen selbsthaltende Gewebe Retraktor getrennt und gleichzeitig dafür Sorge nicht auf den N. femoralis und Schiffe beschädigt. </li><li> Die Arterie wird auf einer Länge von ca. 1 bis 2 cm mit stumpf isoliert. </li><li> Drehen Sie den abgeschrägten Venflon Nadel so das Lumen nach oben zeigt. Biegen Sie die Nadel ein wenig so ist es das Schiff Krümmung leichter folgen. Denken Sie daran, sicherzustellen, dass die Nadel immer noch hin und her bewegen mit wenig Aufwand. </li><li> Die Arterie durchbohrt ist, eingefahrene der Nadel und der Seldingerdraht wird durch die Venflon Rohr eingeschoben. </li><li> Entfernen Sie die Venflon Rohr unter leichtem Druck auf die Arterie, um die Fixierung des Führungsdrahtes zu gewährleisten. </li><li> Der Mantel mit Einführhilfe über den Seldinger Draht eingeführt und an die gewünschte Position, nach der die Vertrauensperson und Seldinger Draht entfernt wird. </li><li> Die Vena femoralis ist nur unterhalb und medial der Arterie. Nach der Trennung von der Vene mit stumpfer Präparation wird die Vene kanülierten wie zuvor für die Arterie beschrieben. </li><li> Um sicherzustellen, dass sowohl die Arterie und Vene richtig katheterisiert, Blut aus beiden Scheiden und vergleichen Sie die Farbe der Proben. Wenn Zeichnung einer Blutprobe, denken Sie daran, anschließend spülen Sie die Katheter mit Heparin-Kochsalzlösung, um Katheter Durchgängigkeit zu erhalten. </li><li> Die Katheter sind gesichert und die Haut wird geschlossen mit einigen Nähten. </li><li> Ein Schiff Schleife rund um die Arterie und Vene gelegt werden, um die Schiffe vor der Punktion zu fixieren. Trotz ihrer Vorteile, wir in der Regel zu vermeiden ist dieser zusätzliche Schritt, weil es über Dissektion der Gefäße benötigt, und kann das Risiko einer Beschädigung der lateralen und tiefen Ästen zu erhöhen. </li></ol> 4. Transcardial Perfusion <ol><li> Die folgende Ausrüstung ist für das Verfahren benötigt: Perfusion System (Abb. 2), relevant Perfusion Flüssigkeiten, Skalpell, stumpfen Spitze chirurgische Scheren-, Knochen-Scheren, und zwei große Selbst-Haltezange, von denen mindestens eine eine gebogene Spitze. Ein selbst behalten sternalen Retraktor ist nicht unbedingt notwendig, aber es erleichtert das Verfahren erheblich. </li><li> Transcardial Perfusion müssen in einem gut belüfteten Raum mit einer hohen Leistung Absaugung und Einrichtungen, die Sammlung von Perfusat Flüssigkeiten und Blut lassen für eine spätere sichere Entsorgung durchgeführt werden. </li><li> Nach intravenöser Injektion einer tödlichen Dosis von Pentobarbital, testen Sie die interdigitalen Schmerzen Reflex, bevor Sie fortfahren. </li><li> Der beste Zugang zum Herzen und der Aorta wird über eine mediane Sternotomie zur Verfügung gestellt. Machen Sie eine tiefe Längs Hautschnitt, der sich vom Manubrium zum Schwertfortsatz des Brustbeins. Sie erhalten Zugriff auf die Brusthöhle, indem sie einen kleinen Einschnitt in die Membran direkt unterhalb der Schwertfortsatz. </li><li> Legen Sie die Knochen Schere in der Brusthöhle und halbiere das Brustbein. Vorsicht ist bei der Durchführung dieses Verfahrens sein, weil das Herz kann an irgendeiner Stelle auf der Innenseite des Brustbeins verwachsen. Stellen Sie daher sicher, dass die Klinge des Knochens Schere zu jeder Zeit innerhalb der Brusthöhle gegen die Innenseite des Brustbeins liegt. </li><li> Nach dem Brustbein gespalten hat, in der selbsthaltende sternalen Retraktor zu setzen und die Brusthöhle. </li><li> Wenn noch intakt ist, einen kleinen Einschnitt in den Herzbeutel an der Herzspitze und dann digital öffnen den Herzbeutel. </li><li> Identifizieren Sie die linke Herzkammer, den rechten Vorhof und der Aorta zusammen mit dem überlegenen Hohlvene (Abb. 1C) </li><li> Machen Sie einen kleinen oberflächlichen Schnitt in der Nähe der Herzspitze und der Zugang des linken Ventrikels durch Perforieren des Herzmuskels mit einem stumpfen Instrument. </li><li> Legen Sie die perfusIonen-Kanüle in die linke Herzkammer und bewegen Sie die Kanülenspitze nach kranial in die Aorta. </li><li> Wenn die Kanüle zwischen den Fingern in die Aorta zu spüren ist, klemmen Sie die Kanüle in Ort mit der Selbsthaltung einer gebogenen Pinzette. </li><li> Machen Sie einen Schnitt in den rechten Vorhof und beginnen die Injektion der Fixierlösung durch die Perfusionskanüle. Der Fluss der Perfusat in der Aorta kann gefühlt werden, und das Blut ausgießen werde durch die eingeschnittenen rechten Vorhof als Perfusat fließen in die Minischwein Schiffe weiter. Beachten Sie, wie systemische Perfusion mit Paraformaldehyd Überstreckung der Extremitäten induziert und Zucken der oberflächlichen Muskulatur aufgrund der Aldehyd-Vernetzung von Nerven und Muskeln. Bei Verwendung einer Perfusion System mit Druckluft statt der Schwerkraft angetrieben, vergewissern Sie sich, um die Kanüle entfernen oder klemmen Sie die klare Silikonschlauch, bevor der Behälter leer ist, um Luft in das Gefäßsystem zu vermeiden. </li></ol><img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig1.jpg" alt="Abbildung 1" /> Abbildung 1. A: Der weibliche Göttingen Minischwein externen Harnröhrenöffnung B:. Die Harnröhrenöffnung nach dem Einsetzen des Katheters C:. Ventrale Ansicht der Minischwein Herz nach mediane Sternotomie. <img src="/files/ftp_upload/2652/2652fig2.jpg" alt="Abbildung 2" /> Abbildung 2. A: Die Perfusion System besteht aus Zulaufschlauch mit einer einstellbaren Druckventil und ein Hebel benutzt, um Einlass von Druckluft in den Behälter mit der Perfusat zu kontrollieren. Klare Silikonschlauch verbindet die Behälter zu einer stumpfen Spitze Kanüle aus einer 4 mm Stahlrohr B und C:.. Durch die Komprimierung der Einlass Hebel, steigt der Druck in dem Behälter und dem Perfusat wird durch die Kanüle D angetrieben: Wenn das klar Silikonschlauch und Kanüle mit Perfusat gefüllt sind, wird der Fluss mit einer Klemme gestoppt und das System ist einsatzbereit.

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Alle Arbeiten wurden von der dänischen Experimental Tiere Inspectorate, dänische Justizministerium genehmigt und wurden nach der &quot;Principles of Labor animal care&quot; (NIH Publikation Nr. 86-23, revised 1985) durchgeführt.

Diese Präsentation enthält Schritt-für-Schritt-visuelle Anweisungen, wie zu vier häufig verwendete Verfahren in Minischwein Forschung 12,13 auszuführen. Die beschriebenen Techniken kann mit wenig oder ohne Anpassung in Landrasse Schweine und andere große Forschungseinrichtungen Tiere wie Hunde und Schafe 14 verwendet werden. Aseptische Bedingungen müssen eingesetzt werden, um Infektionen zu vermeiden, bei der Durchführung der beschriebenen Verfahren in Überlebensstudien werden. Einleitung der Narkose ist für den Tierschutz und wissenschaftlichen Gründen wichtig, und sollte das Fehlen der Corneareflexe und gute muskuläre Entspannung zu bieten, vor Intubation versucht wird. Da jedoch die Anästhetika zur Induktion verwendet werden, nicht in festen Dosen verabreicht werden, sondern verabreicht, bis der gewünschte Effekt beobachtet wird, ist es wichtig, genau zu beobachten das Tier wegen der Gefahr der Apnoe, insbesondere bei Verwendung von Propofol 6,10. Bei der trachealen Intubation kann der Einsatz von Xylocain Spray oder Muskelrelaxans erleichtern die Einführung der Röhre, aber die Anwendung von neuromuskulären Blockern sollte nur von Personen in solchen Verfahren gut ausgebildet sind, um so mit den ethischen Anforderungen genügen durchgeführt werden. Es sollte darauf geachtet werden, dass der Kehlkopf-Passage während der Intubation zu traumatisieren, um trachealen Schwellungen und Ödeme zu vermeiden. Airway Ödem kann mit NSAID oder ähnliche entzündungshemmende Medikamente 10 behandelt werden. Schweine können aus verschiedenen Positionen intubiert werden, aber nachdem das Tier auf dem Rücken neigt leichter zu sein für diejenigen, die regelmäßig durchzuführen menschlichen Intubation, da es die Atemwege stellt in ähnlicher Weise 6. Der häufigste Fehler bei der Intubation wird ein unbeabsichtigtes Platzierung des Tubus in die Speiseröhre, die knapp unterhalb des Kehlkopfes Durchgang, wenn das Tier auf den Rücken gelegt befindet. Beachten Sie, sollte das Rohr nie, ohne vorher klar die Aryknorpel Knorpel und Stimmbänder vorangetrieben werden. Transurethrale Katheterisierung der Harnblase durch die Harnröhre ist leicht in weiblichen Schweinen durchgeführt, während dieser Prozedur ist extrem schwierig, vielleicht unmöglich, bei Männern 6. Es wird darauf hingewiesen, dass seit der weiblichen Harnröhrenmündung ist anterior der Vagina, der größere vaginale Öffnung irrtümlich kann katheterisiert werden. Die Verwendung von sterilen und Desinfektion Schmiermittel ist ratsam, für das Überleben Studien. Darüber hinaus kann Schmiermittel mit örtlicher Betäubung Wirkung erleichtert die Katheterisierung Verfahren. Bei der Durchführung von Arteria und Vena femoralis Katheterisierung, die Wahl des Schiffes Kathetern und wie sie gesichert sind unterschiedlich zwischen Nicht-Überleben und das Überleben Studien, vor allem, wenn Katheter für einen längeren Zeitraum 6 sind implantiert. Zum Beispiel Katheter für chronische Implantation sollte hoch biokompatibel, haben Retentionsperlen oder Manschetten für die Befestigung sowie nicht traumatisieren der Gefäßwand im Laufe der Zeit, und veranlassten eine Thrombose oder Erosion 6. Im vorliegenden Video, verwenden wir ein geschlossenes System mit Druckluft für transcardial Perfusion mit Strom versorgt. Eine weitere Möglichkeit ist, ein System von der Schwerkraft angetrieben verwenden. Der Vorteil der Schwerkraft-Systeme im Vergleich zu Systemen unter Verwendung von Druckluft ist, dass sie einfach, effizient sind, und stellen keine Gefahr von Druckluft in das Gefäßsystem. Jedoch ändert sich der hydrostatische Druck durch die Schwerkraft-Systeme ausgeübt kontinuierlich während der Perfusion, und dies kann die histologischen Ergebnisse 15 beeinflussen. Je nachdem, welche Art von histopathologischen Untersuchungen will man nicht, so kann es vorteilhaft sein, das Tier mit heparinisierten Kochsalzlösung ersten perfuse. Dies ist insbesondere bei der Durchführung importantance Immunfluoreszenzfärbung um Autofluoreszenz Probleme, die durch Erythrozyten zu vermeiden. Außerdem, wenn das Organ von Interesse ist das Gehirn, könnten die absteigende Aorta abgeklemmt, um zu retten Fixativ werden. Doch bei Schweinen, bringt dieser Schritt zusätzliche sezieren und das Verfahren zu verlängern.

<table border="1"><tbody><tr><th> Verfahren </th><th> Ausstattung </th><th> Firma </th><th> Katalog-Nummer </th></tr><tr><td> Intubation </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Respirator </td><td> Datex-Ohmeda S / S Avance, GE Healthcare </td><td> 1009-9002-000 </td></tr><tr><td></td><td> Absaugung mit stumpfer Spitze </td><td> Unomedical </td><td> 34091181 </td></tr><tr><td></td><td> Laryngoskop </td><td> Müller </td><td> 85-0045 (Laryngoskop Set) </td></tr><tr><td></td><td> Endotrachealtubus 5,5 mm ID </td><td> Smiths Medical International Ltd </td><td> 100/199/055 </td></tr><tr><td></td><td> Stylet </td><td> Hudson RCI </td><td> 5-151001 </td></tr><tr><td></td><td> Spritze 5ml </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Stethoskop </td><td> Martin </td><td> 17-262-00 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Blase Katheterisierung </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> AquaFlate Glycerin Silikon Foley Katheter 8-Französisch mit Mandrin </td><td> Rüsch </td><td> 178003 </td></tr><tr><td></td><td> Speculum nasal </td><td> Martin </td><td> 36-859-50 </td></tr><tr><td></td><td> Speculum rektale </td><td> Martin </td><td> 30-613-15 </td></tr><tr><td></td><td> Blunt-Spitze Pinzette </td><td> Martin </td><td> 13-374-16 </td></tr><tr><td></td><td> Katheter Gleitgel </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Cathejell Lidocain </td><td> Montavit </td><td> CJL08501 </td></tr><tr><td></td><td> Instillagel Comb. </td><td> Farco Pharma </td><td> 08-40-200 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> A4 Urinbeutel </td><td> Unomedical </td><td> 38 155 1S </td></tr><tr><td></td><td> Klebeband </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Arteria und Vena femoralis Katheterisierung </</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Skalpell </td><td> Martin </td><td> 10-295-11 </td></tr><tr><td></td><td> Blunt-Spitze chirurgische Scheren </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Tissue Zange </td><td> Martin </td><td> 12-100-14 </td></tr><tr><td></td><td> Kleine stumpfen Spitze chirurgischen Pinzette </td><td> Martin </td><td> 13-375-13 </td></tr><tr><td></td><td> Kleine selbsthaltende Tissue Retraktor </td><td> Martin </td><td> 15-753-13 </td></tr><tr><td></td><td> Nadelhalter </td><td> Martin </td><td> 20-634-14 </td></tr><tr><td></td><td> Chirurgische Swaps </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Suture mit Nadel </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Saline </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Heparine </td><td> LEO </td><td> 585679 </td></tr><tr><td></td><td> 18-Gauge-Venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393206 </td></tr><tr><td></td><td> 4-Französisch brite Spitze Hüllen mit Einführhilfe und Seldingerdraht </td><td> Cordis </td><td> 154-2629-1/0017 </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td> Transcardial Perfusion </td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Pressurized Perfusionssystem </td><td> Startseite von Teilen in den meisten professionellen Baumärkten gemacht </td><td></td></tr><tr><td></td><td> Rauchabsaugsystems </td><td> Gram A / S </td><td> 01750000 und 0303700 </td></tr><tr><td></td><td> Perfusant 5L </td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td> Blunt-Spitze chirurgische Scheren </td><td> Martin </td><td> 11-881-18 </td></tr><tr><td></td><td> Knochen Schere </td><td> FST </td><td> 16150-24 </td></tr><tr><td></td><td> Große gebogene Spitze selbst Haltezange </td><td> Martin </td><td> 13-421-18 </td></tr><tr><td></td><td> Selbst Beibehaltung sternalen Retraktor </td><td> Rudolf Medical </td><td> 7520-10 </td></tr><tr><td></td><td> Pentobarbital</td><td> TheRoyal Veterinary and Agricultural University (KVL) </td><td> 200 mg / ml </td></tr><tr><td></td><td> 22-Gauge-Venflon </td><td> BD Venflon Pro </td><td> 393202 </td></tr></tbody></table>

basic surgical techniques in the g&ouml;ttingen minipig: intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion

Die Entstehung des Göttinger Minischwein in der Forschung mit Themen wie Neurowissenschaften, Toxikologie, Diabetes, Fettleibigkeit und experimentelle Chirurgie spiegelt die Ähnlichkeit dieser Tiere für die menschliche Anatomie und Physiologie 1-6. Die Größe des Göttinger Minischwein erlaubt den Einsatz von chirurgischen Geräte und fortschrittliche bildgebende Verfahren ähnlich wie beim Menschen 6-8 verwendet. Das Ziel dieser Lehr-Video ist, das Bewusstsein über den Wert der Minipigs in der biomedizinischen Forschung zu erhöhen, indem die demonstrieren, wie Intubation, transurethrale Blasenkatheter, Arteria und Vena femoralis Katheter sowie transcardial Perfusion durchzuführen. Endotracheale Intubation sollte durchgeführt werden, wenn ein Minischwein erfährt Vollnarkose, weil es der Atemwege führt, ermöglicht Beatmung und schützt die Atemwege vor saugt werden. Transurethrale Blasenkatheter können nützliche Informationen über etwa Hydratisierung sowie Nieren-und Herz-Kreislauf-Funktion während der langen chirurgischen Eingriffen bieten. Darüber hinaus können Blasenkatheterisierung verhindern Kontamination empfindlicher medizinisch-technische Ausstattung und schmerzhafte Blase Erweiterung, die das Tier schaden kann und unnötig Einfluss des Experiments aufgrund der erhöhten Vagotonus und veränderte physiologische Parameter. Arterielle und venöse Katheterisierung ist nützlich für den Erhalt wiederholt Blutproben und Überwachung verschiedener physiologischer Parameter. Katheterisierung der Femoralgefäße vorzuziehen ist Katheterisierung der Halsgefäße für einen leichten Zugang, bei der Durchführung von Experimenten mit Frame-basierte stereotaktische Neurochirurgie und Bildgebung des Gehirns. Bei der Durchführung Schiff Katheterisierung der Überlebenszeit durchgeführt wurden, darf strengen aseptischen Bedingungen eingesetzt werden, um Infektionen 6 zu vermeiden sein. Transcardial Perfusion ist die effektivste Methode, Fixierung und liefert herausragende Ergebnisse bei der Vorbereitung Minischwein Organe für Histologie und Histochemie 2,9. Für weitere Informationen über Anästhesie, Chirurgie und experimentellen Techniken bei Schweinen in der Regel beziehen wir uns auf 2007 Swindle. Ergänzende Informationen über die Vorbereitung und Einleitung der Anästhesie, Beatmung, Analgesie, prä-und postoperativen Betreuung von Göttingen Minipigs sind über das Internet zur Verfügung unter <a href="http://www.minipigs.com">http://www.minipigs.com</a> 10. Für umfassende Informationen über Schweine Anatomie verweisen wir auf Nickel et al. Vol. 1-5 November.

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Basic Surgical Techniques in the G&amp;#246;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Die Verwendung von in-und Minischweine in der Wissenschaft hat in den letzten Jahren stark zugenommen. Mit dem Nachweis, wie Intubation, transurethrale Blasenkatheter, Arteria und Vena femoralis Katheter sowie transcardial Perfusion durchzuführen, wollen wir weiter steigern den Wert von Göttingen Minipigs in der biomedizinischen Forschung.

Grundlegende chirurgische Techniken in der Göttinger Miniaturschwein: Intubation, Blasenkatheter, Femoral Schiff Katheterisierung und Transcardial Perfusion

The emergence of the G&ouml;ttingen minipig in research of topics such as neuroscience, toxicology, diabetes, obesity, and experimental surgery reflects ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

Basic Surgical Techniques in the G&ouml;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

69.0K Aufrufe.  Aarhus University Hospital. Die Verwendung von in-und Minischweine in der Wissenschaft hat in den letzten Jahren stark zugenommen. Mit dem Nachweis, wie Intubation, transurethrale Blasenkatheter, Arteria und Vena femoralis Katheter sowie transcardial Perfusion durchzuführen, wollen wir weiter steigern den Wert von Göttingen Minipigs in der biomedizinischen Forschung.

Serie: Basic Surgical Techniques in the G&#246;ttingen Minipig: Intubation, Bladder Catheterization, Femoral Vessel Catheterization, and Transcardial Perfusion

Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically implanted catheters permit a researcher to effectively and humanely administer substances, perform repeated blood sampling and assists in conscious direct measurements of blood pressure and heart rate. Once the catheter is implanted long-term sampling is possible. Patency and catheter life depends on multiple factors including the lock solution used, flushing regimen and catheter material. This video will demonstrate the methodology of femoral artery and venous catheterization of the rat. In addition the video will demonstrate the use of the femoral venous and arterial catheters for blood sampling, drug administration and use of the arterial catheter in taking measurements of blood pressure and heart rate in a conscious freely-moving rat. A tether and harness attached to a swivel system will allow the animal to be housed and have samples taken by the researcher with minimal disruption to the animal. To maintain patency of the catheter, careful daily maintenance of the catheter is required using lock solution (100 U/ml heparinized saline), machine-ground blunt tip syringe needles and the use of syringe filters to minimize potential contamination. With careful aseptic surgical techniques, proper catheter materials and careful catheter maintenance techniques, it is possible to sustain patent catheters and healthy animals for long periods of time (several weeks).

Chronic catheterization of blood vessels in the rat is often required for administration of substances, obtain blood sample over a period of time or for direct conscious blood pressure measurements. Femoral arterial catheterization of the rat and corresponding measurements of blood pressure in the conscious animal will be demonstrated.

Femoral arterielle und venöse Katheterisierung zur Blutentnahme, Drug Administration und Conscious Blutdruck und Herzfrequenz-Messungen

In multiple fields of study, access to the circulatory system in laboratory studies is necessary. Pharmacological studies in rats using chronically ...

Forschung

Medizin

Cardiac Stress Test Induced by Dobutamine and Monitored by Cardiac Catheterization in Mice

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the arteries (&beta;2). When systemically administered, it increases cardiac demand. Thus, dobutamine unmasks abnormal rhythm or ischemic areas potentially at risk of infarction. 
Monitoring of heart function during a cardiac stress test can be performed by either ecocardiography or cardiac catheterization. The latter is an invasive but more accurate and informative technique that the former.
Cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization accomplished as described here allows, in a single experiment, the measurement of the following hemodynamic parameters: heart rate (HR), systolic pressure, diastolic pressure, end-diastolic pressure, maximal positive pressure development (dP/dtmax) and maximal negative pressure development (dP/dtmin), at baseline conditions and under increasing doses of dobutamine.
As expected, in normal mice we observed a dobutamine dose-related increase in HR, dP/dtmax and dP/dtmin. Moreover, at the highest dose tested (12 ng/g/min) the cardiac decompensation of high fat diet-induced obese mice was unmasked.

We describe the protocol to perform a cardiac stress test induced by dobutamine and monitored by cardiac catheterization in normal mice. Also we show its application to unmask subclinical cardiac disease in high fat diet-induced obese mice.

Cardiac Stress Test durch Dobutamin induziert und Überwacht durch Herzkatheter in Mäuse

Dobutamine is a &beta;-adrenergic agonist with an affinity higher for receptor expressed in the heart (&beta;1) than for receptors expressed in the ...

Catheterization of the Carotid Artery and Jugular Vein to Perform Hemodynamic Measures, Infusions and Blood Sampling in a Conscious Rat Model

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. Intra-tracheal inoculation of a known amount of bacteria has been successfully used to reproduce the pathogenesis of pneumonia which then develops into sepsis. Monitoring hemodynamic parameters and providing standard clinical treatment including infusion of antibiotics, fluids and drugs to maintain blood pressure is critical to simulate routine supportive care in this model but to do so requires both arterial and venous vascular access. The video details the surgical technique for implanting carotid artery and common jugular vein catheters in an anesthetized rat. Following a 72 hr recovery period, the animals will be re-anesthetized and connected to a tether and swivel setup attached to the rodent housing which connects the implanted catheters to the hemodynamic monitoring system. This setup allows free movement of the rat during the study while continuously monitoring pressures, infusing fluids and drugs (antibiotics, vasopressors) and performing blood sampling.

Vascular accesses to measure hemodynamics, provide fluids and perform blood sampling are important to any small animal model study. We present a technique for implanting catheters into the carotid artery and the common jugular vein in an anesthetized rat for connecting to a system to perform monitoring, infusions and sampling.

Katheterisierung der Halsschlagader und Vena jugularis zur hämodynamischen Maßnahmen im Conscious Rattenmodell durchführen, Infusionen und Blutentnahme

The success of a small animal model to study critical illness is, in part, dependent on the ability of the model to simulate the human condition. ...

Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these strategies is to examine their effects on heart function. There are several techniques to measure in vivo cardiac mechanics (e.g., echocardiography, pressure/volume relations, etc.). Compared to echocardiography, real-time left ventricular (LV) pressure/volume analysis via catheterization is more precise and insightful in assessing LV function. Additionally, LV pressure/volume analysis provides the ability to instantaneously record changes during manipulations of contractility (e.g., &#946;-adrenergic stimulation) and pathological insults (e.g., ischemia/reperfusion injury). In addition to the maximum (+dP/dt) and minimum (-dP/dt) rate of pressure change in the LV, an accurate assessment of LV function via several load-independent indexes (e.g., end systolic pressure volume relationship and preload recruitable stroke work) can be attained. Heart rate has a significant effect on LV contractility such that an increase in the heart rate is the primary mechanism to increase cardiac output (i.e., Bowditch effect). Thus, when comparing hemodynamics between experimental groups, it is necessary to have similar heart rates. Furthermore, a hallmark of many cardiomyopathy models is a decrease in contractile reserve (i.e., decreased Bowditch effect). Consequently, vital information can be obtained by determining the effects of increasing heart rate on contractility. Our and others data has demonstrated that the neuronal nitric oxide synthase (NOS1) knockout mouse has decreased contractility. Here we describe the procedure of measuring LV pressure/volume with increasing heart rates using the NOS1 knockout mouse model.

This article describes the measurement of murine left ventricular function via pressure/volume analysis at different heart rates.

Herzkatheter in Mäuse, um den Druck Volumen Relationship Maßnahme: Untersuchung der Bowditch Effect

Animal models that mimic human cardiac disorders have been created to test potential therapeutic strategies. A key component to evaluating these ...

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous perfusion of organs provides the opportunity to improve organ quality and allows ex situ viability assessment of donor livers prior to transplantation. This video article provides a step by step protocol for ex situ normothermic machine perfusion (37 &#176;C) of human donor livers using a device that provides a pressure and temperature controlled pulsatile perfusion of the hepatic artery and continuous perfusion of the portal vein. The perfusion fluid is oxygenated by two hollow fiber membrane oxygenators and the temperature can be regulated between 10 &#176;C and 37 &#176;C. During perfusion, the metabolic activity of the liver as well as the degree of injury can be assessed by biochemical analysis of samples taken from the perfusion fluid. Machine perfusion is a very promising tool to increase the number of livers that are suitable for transplantation.

Ex Situ Normothermic Machine Perfusion of Donor Livers

Here we present a protocol describing oxygenated ex situ machine perfusion of donor liver grafts. This article contains a step by step protocol to procure and prepare the liver graft for machine perfusion, prepare the perfusion fluid, prime the perfusion machine and perform oxygenated normothermic machine perfusion of the liver graft.

Ex-situ-normothermen Maschine Perfusion von Spenderlebern

In contrast to conventional static cold preservation (0-4 &#176;C), ex situ machine perfusion may provide better preservation of donor livers. Continuous ...

Long-Term Catheterization of the Intestinal Lymph Trunk and Collection of Lymph in Neonatal Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal (central) efferent lymph. Importantly, the collection of central lymph from the intestine enables researchers to study both the mechanisms and lipid constitutes associated with lipid metabolism, intestinal inflammation and cancer metastasis, as well as cells involved in immune function and immunosurveillance. A ventral mid-line surgical approach permits excellent surgical exposure to the cranial abdomen and relatively easy access to the intestinal lymph trunk vessel that lies near the pancreas and the right ventral segment of the portal vein underneath the visceral aspect of the right liver lobe. The vessel is meticulously dissected and released from the surrounding fascia and then dilated with sutures allowing for insertion and subsequent securing of the catheter into the vessel. The catheter is exteriorized and approximately 1 L/24 hr of lymph is collected over a 7 day period. While this technique enables the collection of large quantities of central lymph over an extended period of time, the success depends on careful surgical dissection, tissue handling and close attention to proper surgical technique. This is particularly important with surgeries in young animals as the lymph vessels can easily tear, potentially leading to surgical and experimental failure. The video demonstrates an excellent surgical technique for the collection of intestinal lymph.

We present a surgical procedure to catheterize the intestinal lymph trunk in neonatal pigs to collect large quantities of lipid metabolism components from efferent lymph.

Long-Term Katheterisierung der Darmlymphe Trunk und Sammlung von Lymphe in Neonatal Pigs

Catheterization of the intestinal lymph trunk in neonatal pigs is a technique allowing for the long-term collection of large quantities of intestinal ...

Shunt Surgery, Right Heart Catheterization, and Vascular Morphometry in a Rat Model for Flow-induced Pulmonary Arterial Hypertension

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt (MCT+Flow). The shunt is created by inserting an 18-G needle from the abdominal aorta into the adjacent caval vein. Increased pulmonary flow has been demonstrated as an essential trigger for a severe form of PAH with distinct phases of disease progression, characterized by early medial hypertrophy followed by neointimal lesions and the progressive occlusion of the small pulmonary vessels. To measure the right heart and pulmonary hemodynamics in this model, right heart catheterization is performed by inserting a rigid cannula containing a flexible ball-tip catheter via the right jugular vein into the right ventricle. The catheter is then advanced into the main and the more distal pulmonary arteries. The histopathology of the pulmonary vasculature is assessed qualitatively, by scoring the pre- and intra-acinar vessels on the degree of muscularization and the presence of a neointima, and quantitatively, by measuring the wall thickness, the wall-lumen ratios, and the occlusion score.

This protocol describes a surgical procedure to create a model for flow-induced pulmonary arterial hypertension (PAH) in rats and the procedures to analyze the principle hemodynamic and histological end-points in this model.

Shunt-Chirurgie, Rechtsherzkatheter und Gefäß Morphometry in einem Rattenmodell für Durchfluss-induzierte pulmonale arterielle Hypertonie

In this protocol, PAH is induced by combining a 60 mg/kg monocrotalin (MCT) injection with increased pulmonary blood flow through an aorto-caval shunt ...

Harvest of Endothelial Cells from the Balloon Tips of Swan-Ganz Catheters after Right Heart Catheterization

A variety of pathologies lead to pulmonary hypertension (PH), which is defined as a mean pulmonary artery pressure exceeding 25 mmHg at rest. To further diagnose and manage PH, patients undergo repeated right heart catheterizations (RHC) wherein a Swan-Ganz catheter is advanced into a branch of the pulmonary artery and a balloon is inflated to wedge the catheter tip. This article illustrates a protocol whereby pulmonary artery endothelial cells (PAECs) may be harvested from the balloon tips of Swan-Ganz catheters after RHC, and purified with an anti- CD146 affinity column technique to purify putative PAECs. These cells might be used to provide an in situ snapshot of the biological state of the pulmonary vasculature endothelium to complement hemodynamic measurements obtained during RHC. Harvested and purified PAECs may be used for either cell culture or for subsequent analytical assays such as flow cytometery.

This protocol describes the removal and purification of pulmonary artery endothelial cells (PAECs) that adhere to the balloon tips of Swan-Ganz catheters while they are wedged in the pulmonary artery during right heart catheterization and remain adherent to the deflated balloon following removal from the patient's body.

Ernte von Endothelzellen von Sprechblasentipps Swan-Ganz Katheter nach rechts Herzkatheter

A variety of pathologies lead to pulmonary hypertension (PH), which is defined as a mean pulmonary artery pressure exceeding 25 mmHg at rest. To further ...

Brachial Artery Catheterization in Swine

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This technique enables researchers to measure arterial blood pressure continuously and collect arterial blood samples to assess arterial blood gas measurements. Arterial blood pressures and arterial blood gases are important physiological parameters to monitor during experimental procedures. In swine, four common methods of arterial catheterization have been described, including catheterization of the carotid, femoral, auricular, and medial saphenous arteries. Each of these techniques have advantages, such as ease of access for the auricular artery, and disadvantages that include deep tissue dissection for carotid artery catheterization. The described alternative method of arterial catheterization in swine, the catheterization of the distal aspect of the brachial artery, is a rapid procedure that requires relatively minimal tissue dissection and provides information that is in line with data collected from other arterial catheterization sites. The procedure uses a medial approach along an oblique plane of the lower brachium, positioned between the olecranon and the flexor aspect of the elbow joint, and this approach allows researchers the major advantage of unimpeded freedom for procedures that involve the caudoventral, caudodorsal back, or hind limbs of the pig. Due to the location of the upper forelimb of the catheterized vessel and potential challenges of effective homeostasis following catheter removal from the artery, this technique may be limited to non-recovery procedures.

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This procedure accurately measures arterial blood pressure and is a simple and fast method to collect samples for arterial blood gas measurements.

Brachial Arterie Katheterisierung bei Schweinen

The video describes in detail the catheterization of the distal brachial artery in swine. This technique enables researchers to measure arterial blood ...

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ventral neck for direct confirmation of cannula placement in the trachea. The relative difficulty or the tissue trauma induced to the subject by such procedures can be an impediment to an investigator&#8217;s ability to perform longitudinal studies. This article illustrates a technique in which physical manipulation of the mouse following the use of a depilatory to remove hair from the ventral neck permits transcutaneous visualization of the trachea for orotracheal intubation regardless of degree of skin pigmentation. This method is innocuous to the subject and easily achieved with a limited understanding of murine anatomy. This refined approach facilitates repeated intubation, which may be necessary for monitoring progression of disease or instillation of treatments. Using this method may result in a reduction of the number of animals and technical skill required to measure lung function in mouse models of respiratory disease.

The goal of this article is to describe a refined method of intubation of the laboratory mouse. The method is noninvasive and, therefore, ideal for studies that require serial monitoring of respiratory function and/or instillation of treatments into the lung.

Wiederholte orotracheale Intubation bei Mäusen

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...