This work was funded by Genome BC, Genome Canada, and Coastal Genomics. The authors thank Kirby Cronin and Michael Chan for their help in sample collection and processing. We also would like to acknowledge Thea Van Rossum and Dr. Fiona Brinkman for bioinformatics assistance.

1. Wassersammlung und Filtration <ol><li> Sammeln Süßwasserproben von verschiedenen Standorten (Abbildung 1). Geben Proben durch eine Reihe von Filtern: 1 &amp; mgr; m-Filter, 0,2 &amp; mgr; m-Filter und 30 kDa cutoff Tangentialstromfilter systematisch separaten eukaryotische, bakterielle und virale große Partikel auf. Hinweis: Nur der Reinigung und Analyse des Materials an der 0,2 &amp; mgr; m-Filter (frei lebenden Bakterien) gewonnen wird in diesem Bericht beschrieben, jedoch ähnlichen Ansätzen kann für die anderen Partikel vom Filter gewonnen werden. </li></ol> 2. Bakterien Konzentration, DNA-Extraktion und Reinigung <ol><li> Entfernen Sie die 0,2 um-Membranfilter (s) von der Wasser-Filtersystem (schematische Darstellung, Figur 2). Falten Sie die 0,2 um Scheibenfilter in der Mitte und legen Sie es in einen 50-ml-Röhrchen mit der offenen Seite nach oben. 5 ml 1x phosphatgepufferter Lösung (PBS) und 0,01% Tween, pH 7,4, indas Rohr. Wenn mehr als ein Filter während des Verfahrens verwendet verwenden eine andere Röhre pro Filter. Öffnungsrohr (e) mit Filter bei 4 ° C bis zur Verarbeitung. Andernfalls fahren Sie mit Schritt 2.2. </li><li> Entfernen Sie den 0,2 um-Membranfilter aus dem 50-ml-Röhrchen mit einer sterilen Pinzette. Platz-Filter (n) auf eine Petrischale (lassen Sie die PBS-Puffer in der Röhre). <ol><li> Mit einer sterilen Pinzette und einer sterilen Schere, schneiden Sie den Filter in kleine Streifen (1 cm x 1 cm). Desinfizieren Pinzette und Schere durch Einweichen in 70% Isopropanol, Abwischen mit einem DNA-Dekontaminations Oberfläche und Spülen mit Reinstwasser vom Typ 1 zwischen verschiedenen Proben. </li></ol></li><li> Setzen Sie den Filter in Streifen geschnitten wieder in den gleichen 50-ml-Tube. 10 ml 1x PBS und 0,01% Tween, pH 7,4 zu den Filtern gibt es insgesamt 15 ml Puffer in 50-ml-Röhrchen. </li><li> In 6 Reinwolframkügelchen (Durchmesser 3 mm) in jede 50 ml Tube, decken Sie die Röhrchen mit Parafilm und Vortex kräftig 20 min (zu verwenden 50-ml-Röhrchen Vortex-Adapter). Wenn multiple Filter werden von einer Probe, die Weitergabe und Pool alle Homogenat in ein sauberes 50-ml-Tube verarbeitet. Zentrifugiere die Röhrchen bei 3.300 xg für 15 min bei 4 ° C. </li><li> Das Pellet und aliquoten Bakterienzellen (~ 1 ml Aliquots) in 1,7 ml Mikrozentrifugenröhrchen. Beachten Sie, dass es 5 Mikrozentrifugenröhrchen pro Probe. </li><li> Spin down die Reaktionsgefäße bei 10.000 × g für 10 Minuten, und entfernen Sie die meisten der Überstand bis auf ~ 200 &amp; mgr; l-Marke. </li><li> Lagern Sie die Proben bei -80 ° C, oder fahren bakterielle DNA unter Verwendung eines kommerziell erhältlichen DNA-Isolierungskits nach den Angaben des Herstellers extrahiert. Während bakterielle DNA-Extraktion verwenden entweder PBS oder Wasser als negative Extraktionskontrolle und E. coli als positive Extraktionskontrolle. </li><li> Da DNA aus mehreren Rohren extrahiert werden, bündeln parallel Unterteilmengen aus der gleichen Probe in ein 2-ml-Tube. Diese führen eine O / N Niederschlag unter Verwendung einer Lösung von 0,1 umfassteVolumen von 3 M Natriumacetat, 2 Volumina 100% Ethanol und 5 &amp; mgr; l von 5 &amp; mgr; g / &amp; mgr; l lineares Acrylamid. Gut mischen und Proben bei -80 ° C. </li><li> Zentrifuge bei Höchstgeschwindigkeit (17,000 · g) für 30 min bei 4 ° C. Waschen Pellet mit 1 ml eiskaltem 70% Ethanol, der Luft trocknen in einer Biosicherheitswerkbank für nicht mehr als 5 Minuten und resuspendieren DNA-Pellet in 34 ul 10 mM Tris-Cl, pH 8,5. Hinweis: Linear Acrylamid wird dazu beitragen, DNA-Pellet nach der O / N Niederschlag zu visualisieren. </li><li> Bestimmen DNA Menge und Qualität mit einer hohen Empfindlichkeit fluoreszierender Nukleinsäure Quantifizierung Assay und eine Mikrovolumen Spektralphotometer jeweils folgenden Anweisungen des Herstellers (siehe Tabelle der Materialien). Hinweis: Wenn mehrere Proben werden zum Zeitpunkt hergestellt wird, kann eine hochempfindliche fluoreszierende Nukleinsäurefärbemittel Assay zur Quantifizierung dsDNA und plattenbasierte Fluorometer / Spektrophotometer stattdessen verwendet werden. </li></ol> 3. DNA-Bibliothek Vorbereitung <ol><li&gt; Normalisieren genomischen von Wasserproben auf eine Konzentration von ~ 0,2 ng / &amp; mgr; l Bakterien-DNA extrahiert. </li><li> Enzymatisch Fragment ein Nanogramm von bakterieller DNA mit einem Transposon-beruhenden Methode (tagmentation). Fügen Sie Adapter und Indexfolgen auf fragmentierte DNA nach den Anweisungen des Herstellers. Gegenstand tagmented Proben zu 12 PCR-Zyklen, wie in den Anweisungen des Herstellers, an welchem ​​Punkt die Sequenzierungs Indizes eingeschlossen angegeben. </li></ol> 4. Automatisierte Gel Größenauswahl <ol><li> Überspringen Standard Post-PCR-Clean-up-Schritt in den Anweisungen des Herstellers beschrieben (siehe Tabelle der Materialien). Größe wählen Post-PCR-Proben direkt mit Hilfe eines automatisierten Gel-Basis Größenauswahl Plattform. <ol><li> Hinzufügen 3,5 ul Beladungspuffer zu jeder Probe. </li><li> Nach dem Protokoll des Herstellers, laden Sie die Proben auf die Elektrophorese-Workstation, die Angabe eines Größenselektionsziel von 500 bis 800 bp, in einem 300 ul ExtraktIonenvolumen unter Verwendung eines vorgegossenen 1,5% Agarose-Kassette. </li><li> Konzentriere das rohe Ausgangsmaterial (300 ul) auf 25 &amp; mgr; l über Ethanolfällung. Hinweis: Alternativ können Sie die Elektrophorese Workstation an Konzentration für eine größere Anzahl von Proben über Filterplatte und Vakuumkammer zu automatisieren. <ol><li> Ausfällung des rohen Elutionsvolumen unter Verwendung von 0,1 Volumina 3 M Natriumacetat, 2 Volumina 100% Ethanol und 5 &amp; mgr; l von 5 &amp; mgr; g / &amp; mgr; l linear Acrylamid. Gut mischen, Ort Proben bei -80 ° CO / N. Zentrifuge Proben bei 17.000 xg für 30 min. </li><li> Verwerfen Überständen und fahren Sie mit DNA-Pellet mit 1 ml eiskaltem 70% Ethanol waschen. </li><li> Zentrifuge Proben wieder bei 17.000 × g für 30 min, die Überstände verworfen, an der Luft trocknen, und schließlich zu resuspendieren DNA Pellet in 25 ul 10 mM Tris-Cl, pH 8,5. </li></ol></li></ol></li><li> (Optional) Verwenden Sie 1 ul DNA-Bibliotheken Größe mit dem automatisierten Gelgröße Auswahl Plattform ausgewählt, um einen fünf machenfache Verdünnung mit Tris-EDTA-Pufferlösung, pH-Wert 8,0. Analysieren Bibliotheken unter Verwendung einer Chip-basierte Kapillarelektrophorese Instrument dsDNA Qualität entsprechend den Anweisungen des Herstellers analysiert. </li></ol> 5. Bibliothek Normalisierung und Sequencing <ol><li> Fahren Sie mit Proben mit Bibliothek Normalisierung Perlen (in der Transposon-basierte Bibliothek Vorbereitung Kit im Lieferumfang enthalten), wie in den Hersteller Vorbereitung Guide beschrieben zu normalisieren. <ol><li> Alternativ Maßnahme dsDNA-Bibliotheken mit einer hohen Empfindlichkeit fluoreszierender Nukleinsäurequantifizierungsassay, gefolgt durch die Bündelung in äquimolaren Verhältnissen, um eine endgültige dsDNA Konzentration von 2 nM erreichen. Fahren Sie mit Bibliotheken mit 10 ul der gepoolten Bibliotheken und 10 ul 0,2 N NaOH denaturiert, Inkubation für 5 min bei RT. Denaturierter Bibliotheken unter Verwendung von Hybridisierungspuffer (mit der Transposon-basierte Zubereitung Satz enthalten) in einem Endvolumen von 1 ml und die Konzentration von 23.05. </li></ol></li><li> Lastprobes in einer der nächsten Generation Sequenzierungsplattform durch folgende Standardsequenzierungsprotokolle des Herstellers. </li></ol>

<ol>
	<li>Siuda, W., Chrost, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+and+susceptibility+of+dissolved+DNA+for+enzyme+degradation+in+lake+water+-+some+methodological+remarks.">Concentration and susceptibility of dissolved DNA for enzyme degradation in lake water - some methodological remarks.</a> Aquatic Microbial Ecology. 21, 195-201 (2000).</li><li>Ficetola, G. F., Miaud, C., Pompanon, F., Taberlet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Species+detection+using+environmental+DNA+from+water+samples.">Species detection using environmental DNA from water samples.</a> Biology letters. 4, 423-425 (2008).</li><li>Liles, M. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery,+purification,+and+cloning+of+high-molecular-weight+DNA+from+soil+microorganisms.">Recovery, purification, and cloning of high-molecular-weight DNA from soil microorganisms.</a> Applied and environmental microbiology. 74, 3302-3305 (2008).</li><li>Bey, B. S., Fichot, E. B., Dayama, G., Decho, A. W., Norman, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extraction+of+high+molecular+weight+DNA+from+microbial+mats.">Extraction of high molecular weight DNA from microbial mats.</a> BioTechniques. 49, 631-640 (2010).</li><li>Tebbe, C. C., Vahjen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Interference+of+humic+acids+and+DNA+extracted+directly+from+soil+in+detection+and+transformation+of+recombinant+DNA+from+bacteria+and+a+yeast.">Interference of humic acids and DNA extracted directly from soil in detection and transformation of recombinant DNA from bacteria and a yeast.</a> Applied and environmental microbiology. 59, 2657-2665 (1993).</li><li>Solonenko, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sequencing+platform+and+library+preparation+choices+impact+viral+metagenomes.">Sequencing platform and library preparation choices impact viral metagenomes.</a> BMC genomics. 14, 320 (2013).</li><li>Aird, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+and+minimizing+PCR+amplification+bias+in+Illumina+sequencing+libraries.">Analyzing and minimizing PCR amplification bias in Illumina sequencing libraries.</a> Genome biology. 12, R18 (2011).</li><li>Quail, M. A., Swerdlow, H., Turner, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+protocols+for+the+illumina+genome+analyzer+sequencing+system.">Improved protocols for the illumina genome analyzer sequencing system.</a> Current protocols in human genetics / editorial board, Jonathan L. Haines .. [et al.]. 18, 18 (2009).</li><li>Head, S. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Library+construction+for+next-generation+sequencing:+overviews+and+challenges.">Library construction for next-generation sequencing: overviews and challenges.</a> BioTechniques. 56, 61-64, 66, 68 (2014).</li><li>Dijk, E. L., Jaszczyszyn, Y., Thermes, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Library+preparation+methods+for+next-generation+sequencing:+tone+down+the+bias.">Library preparation methods for next-generation sequencing: tone down the bias.</a> Experimental cell research. 322, 12-20 (2014).</li><li>Grunenwald, H., Baas, B., Caruccio, N., Syed, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid,+high-throughput+library+preparation+for+next-generation+sequencing.">Rapid, high-throughput library preparation for next-generation sequencing.</a> Nature Methods. 7, (2010).</li><li>Sambrook, J., Russell, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Molecular cloning : a laboratory manual. , (2001).</li><li>Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Agarose+gel+electrophoresis+for+the+separation+of+DNA+fragments.">Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments.</a> Journal of visualized experiments. , (2012).</li><li>Quail, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large+genome+center's+improvements+to+the+Illumina+sequencing+system.">A large genome center's improvements to the Illumina sequencing system.</a> Nature methods. 5, 1005-1010 (2008).</li><li>Marine, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+a+transposase+protocol+for+rapid+generation+of+shotgun+high-throughput+sequencing+libraries+from+nanogram+quantities+of+DNA.">Evaluation of a transposase protocol for rapid generation of shotgun high-throughput sequencing libraries from nanogram quantities of DNA.</a> Applied and environmental microbiology. 77, 8071-8079 (2011).</li><li>Rohland, N., Reich, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cost-effective+high-throughput+DNA+sequencing+libraries+for+multiplexed+target+capture.">Cost-effective high-throughput DNA sequencing libraries for multiplexed target capture.</a> Genome research. 22, 939-946 (2012).</li><li>Lamble, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+workflows+for+high+throughput+library+preparation+using+the+transposome-based+nextera+system.">Improved workflows for high throughput library preparation using the transposome-based nextera system.</a> Bmc Biotechnology. 13, (2013).</li><li>Picelli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tn5+transposase+and+tagmentation+procedures+for+massively+scaled+sequencing+projects.">Tn5 transposase and tagmentation procedures for massively scaled sequencing projects.</a> Genome research. , (2014).</li><li>Rhodes, J., Beale, M. A., Fisher, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Illuminating+Choices+for+Library+Prep:+A+Comparison+of+Library+Preparation+Methods+for+Whole+Genome+Sequencing+of+Cryptococcus+neoformans+Using+Illumina+HiSeq.">Illuminating Choices for Library Prep: A Comparison of Library Preparation Methods for Whole Genome Sequencing of Cryptococcus neoformans Using Illumina HiSeq.</a> PloS One. 9, e113501 (2014).</li></ol>

Jared R. Slobodan und Matthew J. Nesbitt beide halten Aktien der Küsten Genomics, ein in Privatbesitz British Columbia Corporation bietet die Ranger Technologie.

Die Anwesenheit von Adapter Dimere und Clusterbildung von kleinen Plattengrößen bevorzugt in aktuellen Plattformen sequenziert stellen eine Abnahme der nutzbaren Ertrag und Unterauslastung der Kapazität 15 der Geräte. Die Verwendung von Wulst zu schlagen Methoden kombiniert mit einer Transposon-basierten Ansatz, um Bibliotheken vorbereiten kann in mehrere DNA-Scherung führen im Vergleich zu anderen Methoden der Extraktion 4,5. Trotzdem werden alle Methoden der Extraktion und Bibliotheks Herste...

Metagenomics involves the sequencing of all the genetic material in a sample to characterize the microbial communities present. It is a complex and expensive process which involves the conversion of extracted nucleic acids into DNA libraries followed by next-generation sequencing. High quality libraries are essential for maximal data output and accurate metagenomics analysis. Environmental samples, such as water samples, often pose significant challenges to generating high quality libraries, due to low amounts of DNA that may also be degraded1-3 and the presence of inhibitors of PCR4-6. 
High quality libraries ideally consist of longer segments of DNA within a narrow range of lengths. In order to maximize the amount of useful data generated per sequencing run, the length of the DNA in the library should be at least as long as the maximum read length of the sequencing method being used. When using a sequencing-by-synthesis technology such as the Illumina MiSeq, the size of the DNA fragments affects the efficiency at which clusters are generated on the flow cell. For instance, when a library contains both shorter and longer DNA fragments, the shorter ones will be over-represented in the sequencing data7,8. In contrast, a library with similarly sized DNA fragments will be proportionally represented in the sequencing data. Many library preparation kits use ligation-based methods to add adapters to the DNA fragments and size selection is necessary to remove adapter dimers that do not contain an insert9,10. There are numerous methods11,12 to achieve this but the one technique that gives the most consistent results is the electrophoretic separation of DNA followed by the recovery of the desired lengths of DNA13,14. This process can be performed manually for a small number of samples, but when faced with processing hundreds of samples, automated solutions are required. The currently available platforms for automated gel size selection are low throughput and new platforms are needed to process large numbers of samples for sequencing. The Ranger Technology can be integrated with existing liquid handling workstations to enable the use of agarose gel electrophoresis for size selection and analytical purposes on a scale that satisfies today&#8217;s high throughput environment.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump Masterflex P/S 1400 Series</td>
			<td>Thermo Scientific&#160;</td>
			<td>1400-1620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &#181;m Supor Membrane</td>
			<td>VWR</td>
			<td>CA28143-969</td>
			<td>Pall Corporation, Ann Harbor, MI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten carbide beads 3 mm (200)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>69997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol 70%</td>
			<td>Jedmon Products</td>
			<td>825751</td>
			<td>Healthcare Plus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA away</td>
			<td>VWR</td>
			<td>7010</td>
			<td>Molecular BioProducts, Inc. San Diego, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Milli-Q water purification system</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ZMQS6VF0Y</td>
			<td>Merck Millipore. This system has been discontinued.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 X PBS pH 7.5</td>
			<td>VWR</td>
			<td>E703-1L</td>
			<td>Amresco, Inc., Solon, OH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP337-100</td>
			<td>Fisher chemicals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex adapter for 2 (50 ml) tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13000-V1-50</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex-Genie 2, 120V (Model G560)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>SI-0236</td>
			<td>Scientific Industries, Inc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beckman Centrifuge</td>
			<td>Raeyco Lab Equipment Systems Management Ltd</td>
			<td>Model J-6B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLyzer Powersoil DNA isolation kit</td>
			<td>VWR</td>
			<td>12855-100</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex adapter for 24 (1.5-2 ml) tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13000-V1-24</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microfuge 18 centrifuge</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>367160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nimbus Select workstation with Ranger Technology</td>
			<td>Hamilton Robotics</td>
			<td>92720-01</td>
			<td>Includes the liquid handling workstation and integrated Ranger Tech (electrophoresis hardware)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ranger reagent kit</td>
			<td>Coastal Genomics</td>
			<td>CG-10600-150-12-21</td>
			<td>Includes loading buffer and cassettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl alcohol (anhydrous)</td>
			<td>Commercial Alcohols</td>
			<td>P016EAAN</td>
			<td>Greenfield Ethanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium acetate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S2889-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear acrylamide (5 mg/ml)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>AM9520</td>
			<td>Ambion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf refrigerated centrifuge</td>
			<td>Raeyco Lab Equipment Systems Management Ltd.</td>
			<td>5417R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buffer EB (250 ml)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>19086</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoDrop 1000 Spectrophotometer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>ND-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit fluorometer</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Q32857</td>
			<td>Invitrogen. This product has been discontinued.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit dsDNA HS assay kit</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Q32854</td>
			<td>Invitrogen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High sensitivity DNA reagent</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>5067-4626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High sensitivity DNA chips</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>5067-4626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agilent 2011 Bioanalyzer</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>G2938B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT DNA sample preparation kit</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT index kit</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiSeq reagent kit v2 (500-cycles)</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>MS-102-2003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miseq system</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>SY-410-1003</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

automated gel size selection to improve the quality of next-generation sequencing libraries prepared from environmental water samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

DNA-Konzentration, and Quality Assessment Bakterielle DNA-Konzentrationen reichten von 0,01 bis 0,11 ng ​​/ ml pro Wasserprobe der verschiedenen Einzugsstellen (Tabelle 1). DNA aus Bakterien-Fraktion isoliert hatte eine 260/280 und A-260/230-Verhältnisse von 1,4 bis 1,8 und 0,3 bis 1,6 auf. Während einige der A 260/230 Verhältnisse waren relativ niedrig war, wurde keine offensichtliche Hemmung in der hergestellten Bibl...

Watch this Scientific Journal Video about Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples at JoVE.com

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Automatisierte Gel Größenauswahl, um die Qualität der nächsten Generation Sequencing Libraries von Umweltwasserproben vorbereitet verbessern

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

automated-gel-size-selection-to-improve-quality-next-generation

Research

JoVE Journal

Environment

10.4K Aufrufe.  The University of British Columbia. This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries. 