Die Autoren danken zahlreichen WPA Personal deren Beiträge die Überwachung während des ICR und durchgeführt UCMR3 möglich, die folgenden führenden Forschern anderer EPA Studien berichtet: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrej Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, und Tim Wade; und Shannon Griffin und Michael Ware für dieses Manuskript kritisch zu prüfen. Die Autoren danken den Indian Hill Water Works für die Nutzung einer ihrer Pumpenhäuser zu Probennahme zu zeigen. Obwohl diese Arbeit wurde vom US-EPA überprüft und zur Veröffentlichung freigegeben, kann es nicht unbedingt offizielle Agentur Politik. Die Erwähnung von Handelsnamen oder Handelsprodukten stellt keine Billigung oder Empfehlung für den Einsatz.

1. Vorabverfahren <ol><li> Montieren eines Standardfiltervorrichtung nach Figur 1, bestehend aus einem Saugmodul eine Kartusche Gehäusemodul und einem Abgabemodul nach Zusätzliche Materialien beschrieben ist. </li><li> Kalibrieren Sie den Durchflussmesser / Zählwerk an den Flussraten für die Probenahme vor dem ersten Gebrauch verwendet. Überprüfen Sie die Kalibrierung nach dem ersten Einsatz und dann nach einem Monat der Nutzung. Ist der Durchfluss Kalibrierung entweder nach dem ersten Gebrauch oder nach dem ersten Monat der Nutzung geändert, bestimmen die Frequenz für Kalibrierungsprüfungen wie in Zusätzliche Materialien beschrieben. <ol><li> Schließen Sie ein Entlademodul mit einem Einlassmodul und schließen Sie das Einlassmodul an einen Wasserhahn. Stellen Sie den Durchflussmesser / Zähler, um den Durchsatz zu lesen. Drehen Sie den Wasserhahn vollständig und dann die Durchflussmenge auf 10 l / min mit dem Bronze-Durchgangsventil einzustellen. Sobald die Durchflussrate bei 10 l / min stabil, setzen Sie den Durchflussmesser / Zählwerk zu Gesamtvolumen lesen. </li><li> Legen Sie die herausließ der Entladungsmodul in einen 4 L oder größer Messzylinder und gleichzeitig setzen Sie den Zähler auf Null zurück. Messen Sie den Zählerstand im 4-L-Zeichen und den Zeitaufwand für die 4 L Markierung auf dem Zylinder zu erreichen. Ändern Sie den Durchflussmesser / Zählwerk Einstellung zurück auf Durchfluss. HINWEIS: Wenn die Durchflussrate auf unter 9,95 L fallen gelassen oder nach Abschluss von Schritt 1.2.2 auf mehr als 10,05 L, warten Sie, bis die Durchflussrate stabil ist, und wiederholen Sie Schritt 1.2.2. Ein richtig kalibriert Messgerät den 4 L Markierung auf dem Messzylinder bei 24 ± 1 s mit einem Zählerstand von 4,0 ± 0,04 L. erreichen </li><li> Wenn der Zählerstand weniger als 3,96 oder mehr als 4,04 L, berechnet einen Korrekturfaktor notwendig, um für die beobachtete Differenz einzustellen. Zum Beispiel, wenn der Durchflussmesser / Zähler liest 3,9 L in der 4 L Markierung auf dem Messzylinder, der Korrekturfaktor würde 1,026 (4 ÷ 3,9) sein. Wenn somit der gewünschte Volumen einer Feldprobe wurden 300 L nach der r das Volumen gesammelteneading am Durchflussmesser / Zählwerk soll 300 ÷ 1,026 = 292,4 L. </li></ol></li><li> Sterilisieren Sie die Standard-Filtergerät und bereiten Sie es für die Probenentnahme. <ol><li> Sterilisation der Einlass und Kartuschengehäusemodule mit 0,525% Natriumhypochlorit für mindestens 30 min vor jeder Verwendung durch entweder vollständig Eintauchen der Module in den Lösungen oder durch Zirkulieren des Natriumhypochlorit wenn die Module mit Hilfe einer Pumpe. Spülen der Module mit sterilem dH 2 O und dann in einer Lösung, die 50 ml 1 M Natriumthiosulfat pro Liter sterile analysenreinem Wasser für 5 min dechlorieren. Bedecken Sie die Filterentnahmevorrichtung Modul endet mit sterilen Aluminiumfolie. </li><li> In einer elektroPatronenFilter mit dem Patronengehäuse Modul aseptisch. HINWEIS: Achten Sie darauf, dass die Filterpatrone richtig im Gehäuse sitzt. Richtig sitzt Filter wird nicht auslaufen und die Filter nicht innerhalb des Gehäuses zu bewegen, wenn sie geschüttelt. Die Dichtungen auf aproperly sitzen Filter wird sichtbar Vertiefungen zeigt, wo die Filter Kontakte ihnen. Die Dichtungen sollten immer Vertiefungen unmittelbar nach der Filter aus dem Gehäuse entfernt zu überprüfen. </li><li> Nehmen Sie ein einzigartiges Probennummer auf einem Probendatenblatt (siehe Zusätzliche Materialien für ein Beispiel) und dann Bringen Sie das Filterproben-Entnahmevorrichtung und die Probendatenblatt an die Person, die werden das Feld Probensammel werden, zusammen mit allen zweckdienlichen Weisungen Probe Sammlung (zB Probenvolumen, Probenentnahmestelle, etc.). </li></ol></li></ol> 2. Vorbereitung der Probenentnahme an der Probenahmefläche <ol><li> Hände waschen nach der Ankunft in der Sammelstelle und don OP-Handschuhe, die Möglichkeit einer Kontamination der Probe minimieren. Proben zu sammeln, wenn Sie nicht erleben, Darm- oder Atemwegsbeschwerden. Wechseln Sie die Handschuhe häufig, vor allem nach dem Berühren Wasserhähne und andere Gegenstände, die Fortsetzung sein könnenaminierten. </li><li> Nehmen Sie relevante Probe Tracking-Informationen auf einem Proben Datenblatt. Relevante Informationen sind vor Ort und Probenidentifikation, Namen Samplers und Ausrüstung Modelle und Seriennummern. </li><li> Schalten Sie den Wasserhahn für 2-3 min bis alle Ablagerungen, die in der Zeile abgesetzt hat zu löschen. Falls erforderlich, verwenden Sie einen Gartenschlauch oder Schläuche zu einem Abfluss in diesem Schritt zu erreichen. </li><li> Wenn die Probenentnahmevorrichtung Module angeschlossen sind, trennen Sie sie und schützen die offenen Enden des Kassettengehäuses Modul mit steriler Folie. Schließen Sie das Entlademodul mit dem Einlassmodul und schließen Sie beide an den Wasserhahn. Schließen Sie einen Gartenschlauch am Ende des Entladungsmodul und legen Sie das freie Ende in der 1 l Behälter aus Polypropylen. </li><li> Drehen Sie den Wasserhahn auf und übergeben Sie bis zu 75 l des Wassers durch die Vorrichtung abgetastet werden. <ol><li> Messen und die Wasserqualitätsparameter während des Flush Frist am Wasser in den Behälter aus Polypropylen-Chlorrückstand fließendet, pH, Temperatur und Trübung. </li><li> Nach dem Ausschalten des Wasser am Wasserhahn, trennen Sie das Entlademodul vom Saugmodul, und schließen Sie die Patronengehäusemodul mit dem Ausgang des Einlassmodul und der Entladungsmodul mit dem Ausgang des Patronengehäuses Modul dann. Setzen Sie den Zähler auf Null zu lesen. </li></ol></li></ol> 3. Feldprobenentnahme <ol><li> Notieren Sie sich die ersten Zählerstand zusammen mit dem Datum und Uhrzeit und dann den Wasserhahn langsam öffnen. <ol><li> Sicherstellen, dass das Kassettengehäuse ist in einer aufrechten Position, und dass es vollständig mit Wasser füllt. Einige Gehäuse haben einen Lüftungstaster, der gedrückt werden kann, um Luft aus dem Gehäuse während der Befüllung zu vertreiben werden. </li><li> Öffnen Sie den Wasserhahn vollständig. Die Durchflussmenge auf 10 l / min mit dem Bronze-Durchgangsventil und nehmen Sie dann die erste Durchflussrate. </li></ol></li><li> Fahren Sie 300 L von Oberflächenwasser oder 1.500 bis 1.800 L des Grundwassers durch die Vorrichtung mitdie Zählerstände (wie eingestellt, falls erforderlich). Wenn die Filter verstopft, bevor das erforderliche Volumen erreicht ist, und mehr als die Hälfte des Volumens gesammelt worden ist, mit einem zweiten Filtergehäusemodul, um die verbleibende Probe zu sammeln, wenn ein solcher vorhanden ist. </li><li> Beachten Sie die Durchflussrate als das Probenvolumen nähert sich dem Ende der Abtastperiode und schalten Sie den Wasserfluss an der Probenhahn. Notieren Sie sich die endgültige Strömungsgeschwindigkeit, Datum, Uhrzeit, die letzte Zählerstand und die Gesamtprobenvolumen. </li><li> Trennen Sie die Filterproben-Entnahmevorrichtung aus dem Wasserhahn. Trennen Sie das Patronengehäuse Modul von den anderen Modulen. <ol><li> Drehen Sie das Filtergehäuse (n) auf den Kopf und lassen Sie überschüssiges Wasser abfließen lassen, bis kein Wasser mehr aus den beiden Einlass- und Auslasskanäle zu entleeren. </li><li> Drehen Sie das Gehäuse aufrecht und decken die Schnellverschlüsse an beiden Enden mit steriler Aluminiumfolie. Legen Sie das Gehäuse in eine oder mehrere Plastikbeutel. </li><li> Lassen Sie das Wasser aus dem Einlass und discharge Module. Platzieren der Module, die in einem oder mehreren versiegelbaren Plastikbeuteln. </li></ol></li></ol> 4. Lieferung von Feldproben <ol><li> Legen Sie die Filterentnahmevorrichtung Module in einem isolierten Lagerung und Transport kühler. </li><li> Fügen gefrorenen Eispackungen oder doppelt verpackte Eiswürfel auf die Lagerung und Transport-Kühler, um sicherzustellen, dass die Probe zwischen 1-10 ° C bleibt während des Transports. Zwei große und 6-8 kleine Eisbeutel sollte ausreichend sein. </li><li> Legen Sie eine Temperatur-Aufzeichnungsgerät in dem isolierten Lagerung und Transport der Brust an einem Ort ohne Kontakt zu Eisbeutel oder Eisbeutel. HINWEIS: Die Temperatur-Erfassungseinrichtung ist optional, wenn das Analyselabor wird mit Hilfe einer visuellen Infrarot-Thermometer, um die Temperatur des Kassettengehäuses unmittelbar nach der Ankunft und der Öffnung des Behälters zu messen. </li><li> Füllen Sie jeden Hohlraum mit Verpackungsmaterial und legen Sie dann die Beispieldatenblatt in einem verschließbaren Plastikbeutel geschützt, auf T-op. Schließen Sie die isolierte Lagerung und Transport Brust und kleben Sie es auf ein Austreten von Wasser zu verhindern. </li><li> Transporte des Probe zum Analyselabor. Dass die Probe gelangt zu dem Analyselabor nach Beginn der Feldprobensammlung nicht später als 24 Stunden (dh die Zeit, in Schritt 3.1 erfasst). </li></ol>

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The authors have nothing to disclose.

Verschiedene Filtertypen zur Konzentrierung von Viren aus Umwelt Wasser wurden über die Jahre 26 verwendet. Aktuelle Verfahren verwenden Ultrafilter 27, elektro Filter 13,28,29, Glaswolle-Filter 23 und elektro Filter 30. Elektro Filter wurden weit verbreitet für viele Jahre verwendet, aber eine Anforderung für die Zugabe von Salz und die Einstellung der Wasser pH im Bereich vor oder während des Abtastens der ihre Eignung 13. Die praktischste Filter Wahl für Feld Probenahme elektro Filter. Diese Filter ermöglichen die Probenahme von großen Wassermengen bei hohen Flussraten und ohne Konditionierung des Wassers. Glaswolle-Filter sind die am wenigsten teure Option, aber langsamere Fließgeschwindigkeiten als elektro Filter und sind nicht im Handel erhältlich. Ultrafilter die höchste Virusrückforderungen über einen großen Bereich der Wasserqualität, aber die Ausrüstung für sampli erforderlichng nicht ohne weiteres Feld beweglich und die erforderliche Zeit, um Proben zu sammeln, ist viel länger 27. Verfahren wurden vor kurzem entwickelt worden, dass die Verwendung vorkonditionierten elektro Filtern, um die Notwendigkeit einer Einstellung im Bereich zu vermeiden, aber diese können nicht für das Sammeln großer Probenvolumina 28,29 sein. EPA-Methode 1615 nutzt elektroPatronenFiltern, die ihre positive Ladung entweder von Aluminiumoxid-Nanofasern oder quartäre Amine erhalten. Die Vorteile des ehemaligen über die letztere ist, dass es weniger teuer ist und effizient sammelt Virus von Wasser über einen größeren Bereich der natürlichen pH-Werten von 30,31; aber jede Patrone, sowie die Glaswollefilter von Borchardt und Kollegen verwendet zu ähnlichen Ausbeuten von Enteroviren und Noroviren aus dem Wasser 23,31,32 (Cashdollar, unveröffentlichte Daten). Patronenfilter werden in einer einfachen Abtastvorrichtung, die dazu bestimmt ist, die Entnahme von Proben zu vereinfachen platziertund verringern Kontamination während der Probennahme. Standardmethoden sind von unschätzbarem Wert, wenn große Studien mit mehreren Analyselabors durchgeführt. EPA-Methode 1615 bietet Standard-Verfahren und Leitlinien, um die beiden wichtigsten Fragen, die Probennahme von Daten während dieser gesammelten beeinflussen können minimieren Studien-falsch-positive Ergebnisse stammen von Verunreinigungen während der Probenahme oder unzureichend desinfizierten Gerätekomponenten und die Verstopfung der Filterporen durch Komponenten wobei das Wasser entnommen. So wie Enteroviren können aufgrund mangelnder Hygiene verbreiten Person-to-Person werden, können Viren in Proben aus schlecht gewaschene Hände oder Hände mit kontaminierten Handschuhen 33 eingeführt werden. Es ist wichtig, Sampler verstehen die potenziellen Wege der Kontamination und benutzen aseptische Technik bei der Probenahme. Sampler sollten verstehen, dass Handschuhe sind in erster Linie verwendet, um den p-Sampler aus dem Gefahrenbereich zu schützen und nichtchützen das Gerät vor Verschmutzung. Die Hände sollten gewaschen werden vor Beginn der Probenahme und Sorgfalt ist bei der An- und Ausziehen von Handschuhen ergriffen werden, um die Hand zu verhindern, um eine Kontamination Handschuh werden. Sampler mit Gastroenteritis oder Atembeschwerden dürfen nicht Proben zu sammeln, wie sie sein könnten vergießen Enteroviren oder Noroviren in hohen Konzentrationen. Zweitens, muss darauf geachtet werden, um Kontamination des Virus aus vorherigen Abtastereignissen verhindern. Um diese potentielle Quelle von Verunreinigungen zu verringern, wurde die Probenentnahmevorrichtung in Verfahren 1615 von dem des ICR, indem sie nicht einen Druckregler und Druckmesser zwischen dem Einlass und dem Kassettengehäuse Modul modifiziert. Diese Komponenten wurden entfernt, weil die bei der Probenahme Ereignisse beobachtet Drücke waren immer unter der maximalen Gehäuse Bewertung (zB 125 psi für 5-Zoll Kassettengehäuse) und weil sie schwer zu desinfizieren. Das letztere Problem wurde durch die Verwendung von Geräten Blindkontrollen in st gezeigtudies im Anschluss an die ICR 6,20. Das Ausmaß, in dem sie die betroffenen ICR-Daten ist unbekannt, aber wahrscheinlich war klein; gab es nur zwei falsch positive negative Performance Evaluation Proben während der Studie (Daten nicht gezeigt). Um die Möglichkeit einer Verschleppung weiter zu verringern, es wird auch empfohlen, dass die Einlassrohrmodul nach jedem Abtastereignis ersetzt. Es ist besonders wichtig, um eine ausreichende Desinfektion zu gewährleisten, wenn die Vorrichtung für eine Qualitäts- oder Leistungssteuerung, die mit dem Virus geimpft wurde. Vor der Durchführung der Desinfektion, sollte die Konzentration des freien Chlors für Verluste während der Lagerung zu messen. Zusätzlich zu den Änderungen in der Konfiguration der oben beschriebenen Vorrichtung ist es wichtig, dass regelmäßige Ausrüstung Rohlinge ausgeführt, um zu zeigen, dass eine Desinfektion wirksam werden. Methode 1615 schreibt vor, dass Geräte-Rohlinge mit Apparaten, die nach der für die Virus ausgesät Kontrollen verwendet desinfiziert worden sind ausgeführt werden, wodurch die Vereinfachungdas Verfahren durch den Wegfall der Notwendigkeit, einen Virus-seeded-Lösung durch die Vorrichtung vor der Desinfektion übergeben. Die Konzentration des Desinfektionsmittels für Method 1615 bis 0,525% Hypochlorit erhöht, da diese Konzentration auch erforderlich, um alle lebensfähigen Viren auf der Ausrüstung zu inaktivieren und Nukleinsäuren abbauen. Daher müssen die Geräte Blanks sowohl mit Zellkultur und qPCR-Assays untersucht werden. Beide Arten von elektro Filter unterlagen Verstopfung während des Studiums in Tabelle 1 angegeben. Eine unbekannte Anzahl von Proben mit reduzierten Volumina können durch Stichprobenfehler wie einem falschen Verständnis der Zähler oder einer vorsätzlichen frühen Stopp der Probenahme in einen anderen zu erfüllen gewesen, Frist, vor allem für Gewässer mit Trübungswerte von weniger als 20 NTU. Der Grad der Verstopfung ist sowohl von den Parametern Filtertyp und Wasserqualität. Vorfilter bieten ein gewisses Maß an Verbesserung, aber wenn verwendet wird, sollte verarbeitet und analysiert werdengetrennt von der elektroFilter. Die aktuelle Empfehlung für die UCMR3 ist, dass die Probe ohne Vorfiltern mit zwei Aluminiumoxid-Nanofaser basierenden Filter, wenn zumindest die Hälfte des Volumens unter Verwendung des ersten Filters gesammelt werden gesammelt werden.

Menschendarmviren replizieren im Magen-Darmtrakt und werden durch die fäkal-oral zu verbreiten. Diese Viren werden oft in Abwasser in hohen Konzentrationen 1-3 gefunden. Sie können in Abwässern 4,5 bestehen, und in Oberflächen 6,7, Boden 8-10 und behandelter Konsum 11 Gewässern. Wenn vorhanden, ist typischerweise die Konzentration der Viren im Umgebungswasser in den USA für die direkte Messung 12,13 zu gering. Dies erfordert, dass Viren aus großen Volumina von Wasser konzentriert werden. Während der Informationssammlungsregel (ICR) Überwachung durch die US-Umweltschutzbehörde (US-EPA) 14 durchgeführt, die Viruskonzentrationen positiver Proben im Quellwasser des großen Versorgungsunternehmen bundesweit von 0.009 lag um 19,7 wahrscheinlichste Zahl der infektiösen Einheiten (MPN) / L. Median und mittleren Konzentrationen von positiven Proben waren 0,03 und 0,17 MPN / L für Quellwasser aus frischem Wasser, 0,010,07 MPN / L für die von Seen und Stauseen, und 0,04-0,74 MPN / L für die Verwendung des Grundwassers 11 (Daten aus dem ICR Aux1 18 Monate Access-Datenbank vom 2000.04.25). Virus Konzentrationen von positiven Proben von einem US-EPA-Studie der nationalen Grundwasser reichten von 0,009 bis 2,12 infektiösen Einheiten / L mit einer medianen und mittleren Konzentrationen von 0,13 und 0,29 infektiösen Einheiten / L 8. Die Konzentration des Virus in positive Grundwasserproben war höher als die in fließende Ströme. Die meisten Einrichtungen mit Grundwasser in diesen Studien erhalten Wasser aus Grundwasserleitern in Karstgebieten entfernt. Diese, zusammen mit denen in Kalkstein und kristallinen befindet (gebrochene Fels) Einstellungen sind wahrscheinlich höhere Viruskonzentrationen als in anderen Einstellungen 8,15,16 haben. USEPA Virus Methoden festlegen Probevolumen von 200 l (ICR) und 300 L (Methode 1615) von Oberflächenwasser und 1.000 L (ICR) auf 1.500 L (Methode 1615) des Grundwassers 17,18. Aber auch bei der Verwendung vongroße Probenvolumina sind die meisten Oberflächen- und Grundwasserproben negativ Virus 8,11,19,20. In Oberflächengewässern vorhandenen Viren ein potenzielles Gesundheitsrisiko für die Verbraucher von Trinkwasser. Die Wasseraufbereitungs Regel verlangt, dass alle Behandlungsanlagen mit Oberflächenwasser, um Viruskonzentrationen um mindestens 4-log zu reduzieren. Selbst mit einem 4-Log-Reduktion könnte infektiösen Viruskonzentrationen im Quellwasser so klein wie 0,0044 MPN / L auf eine Infektion pro Tag führen Nahme dieser durchschnittliche Exposition und Behandlungsbedingungen und die Dosis-Wirkungs-Parameter für Rotavirus 11,21. Das Risiko von Virus im unbehandelten Grundwasser Fall noch weiter aufgrund der fehlenden Behandlung und viralen Eintritt sein. Borchardt und Kollegen schätzen, dass bis zu 22% von akuter Gastroenteritis bei Erwachsenen und 63% bei Kindern unter fünf Jahren konnte aufgrund von Virus im Trinkwasser in den Gemeinden mit unbehandeltem Grundwasser 19 sein. USEPA Methode 1615 wurde entwickelt, um Enteroviren und Noroviren bei der ungeregelten Schadstoffüberwachungsverordnung drittÜberwachungsZyklus (UCMR3) 22 als National erkennen Follow-up zu den Ergebnissen der Borchardt und Kollegen 19,23. Das US-EPA-Methode wurde vor allem für die Messung Virus in Systemen mit unbehandeltem Grundwasser ausgelegt, wurde aber allgemein geschrieben, um andere Wassermatrixtypen umfassen. Das neue Verfahren ist ein Hybridkonservierungs viele Komponenten aus der bei der ICR 17 verwendet vorherigen Virus Verfahren ist der Zusatz von Molekular Verfahren nach dem Verfahren von Borchardt et al. 19,23 und zusätzliche Primersets für Norovirus 24 basiert. Das Ziel dieser Arbeit ist es, die Probenahmeverfahren und die notwendigen Schritte, um die Integrität der Probe während der Entnahme und Versand zu erhalten zu beschreiben. Eine Bewertung des Gesamtverfahrens wird in Cashdollar et al. 25 beschrieben. Dieses Protokoll umfasst einfache Feld collection von Oberflächen- und Grundwasser in dem eine Pumpe und Vorfilter sind nicht notwendig, und wo Anpassungen sind nicht für den pH-Wert oder die Anwesenheit von Desinfektionsmittel im Wasser erforderlich, um zu beproben. Je komplexer Sampling Anforderungen sind in Fout et al. 17,18 beschrieben.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:215px;">Name of the reagent/Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:129px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:271px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">1-L polypropylene bottle</td>
			<td style="width:99px;">Nalgene</td>
			<td style="width:129px;">2104-0032</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Aluminum foil squares</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06275-40</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Autoclave</td>
			<td style="width:99px;">Steris</td>
			<td style="width:129px;">Amsco Lab Series</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Bubble wrap</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50776</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Uline</td>
			<td style="width:129px;">S-12283</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">S31798C</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Commercial ice packs</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06345-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Cool safe box</td>
			<td style="width:99px;">Diversified Biotech</td>
			<td style="width:129px;">CSF-BOX</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Gauze sponge</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-415-469</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Graduated cylinder</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06135-90</td>
			<td style="width:271px;">4-L or larger</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Hype Wipe</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">14-412-56</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">iButtons temperature data logger</td>
			<td style="width:99px;">Maxim</td>
			<td style="width:129px;">DS1921G</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Insulated storage and transport chest</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">11-676-12</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Packing tape</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50083</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable chlorine colorimeter II test kit</td>
			<td style="width:99px;">Hach</td>
			<td style="width:129px;">5870062</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable pH and temperature probe</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">PHH-830</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable turbidity meter</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">TRB-2020-E</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">PTFE thread tape</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">08270-34</td>
			<td style="width:271px;">Use on all threaded connections</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Pump, Centrifugal Magnetic Drive</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">72010-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Reduction nipple</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06349-87</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;">Use locally available household bleach</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium thiosulfate (Na2S2O3)</td>
			<td style="width:99px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">217247</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Surgical gloves</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">19-058-800</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Waterproof marker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-290546</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;"></td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:215px;">Media</td>
			<td style="width:99px;">Composition</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="299">
			<td height="299" style="height:299px;width:215px;">0.525% sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.&#160; Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="240">
			<td height="240" style="height:240px;width:215px;">1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.&#160; Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Verstopfen des Filters ist ein wichtiger potentielles Problem, das mit der Methode 1615 angetroffen werden können Verstopfungen vermindert die Strömungsrate des Wassers durch den Filter. In einigen Fällen kann dies durch Öffnen des Kugelventils zu stärkeren Austausch ermöglichen überwunden werden. In anderen Fällen wird der Filter vollständig verstopft werden, bevor das erforderliche Volumen durchgeleitet wurde. Tabelle 1 zeigt den Anteil der Proben mit reduzierten Volumina als eine Funktion der Filtertyp, Wasser-Typ, und Trübung. Verstopfung aufgetreten sowohl Grund- und Oberflächenwasserproben mit der Aluminiumoxid-Nanofaser-basierten Filter besser als der quartären Amin-basierte Filter zur Grundwasserproben, während das Gegenteil der Fall für die Oberflächenwasserproben war. Insgesamt waren 6% der gesammelten Proben unter Verwendung des quartären Amin-basierte Filter Mangel an Volumen, während 10% der Proben mit den Aluminiumoxid-Nanofaser-basierten Filtern gesammelt nicht die erforderliche Mindest angegebene Volumen aufgrund einer Verstopfung zu erfüllen. In Gattungenl, Verstopfung erhöht mit Trübung, aber eine Reihe von verschiedenen Komponenten, die Trübung beitragen und einige von diesen nicht zu einer Verstopfung führen. So wurden beispielsweise 43% aller verstopfen Ereignisse während der ICR-Studie auftritt, zwei Flusssysteme beschränkt (Daten nicht gezeigt). Während des ICR war die Mindestzielvolumen für Oberflächenwasser 200 L. Das durchschnittliche Volumen während der Studie gesammelten betrug 217 ± 32 L mit einer mittleren Volumen von 208 L (Daten aus dem ICR Aux1 18 Monate Access-Datenbank vom 2000.04.25) . So kann das volle Volumen von vielen Wassern auch bei hohen Trübungen gesammelt werden. Der ICR erforderlich Sampler einen Vorfilter zu verwenden, wenn Trübungen waren mehr als 75 NTU, aber auch mit einem Vorfilter, 34% der in den Gewässern mit Trübungen über 75 gesammelten Proben NTU verstopft. Methode 1615 empfiehlt die Verwendung von einem Vorfilter mit Wasser über 50 NTU; jedoch, da die Veröffentlichung Method 1615 verschiedene Vorfilter Optionen zusätzlich zu dem in der Methode aufgeführt wurdengetestet. Keine von diesen zu einer signifikanten Verbesserung der Probenvolumen (Daten nicht gezeigt). <img alt="Figur 1" src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg" /> Abbildung 1: Standard-Filtergerät. Die Standard-Filtergerät besteht aus Aufnahme, Filtergehäuse, und Druckmodule (siehe Zusätzliche Materialien für eine Beschreibung der einzelnen Module). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieses Bild anzuzeigen.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Insgesamt Proben ein </td><td> Anzahl der Mangel Proben b </td><td> Prozent Mangel Proben </td><td> Trübung (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Grundwasser mit NanoCeram<html> Filter c </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Oberflächenwasser mit NanoCeram Filter c </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 d </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 d </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> Insgesamt NanoCeram c </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Grundwasser mit 1MDS Filter c </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>ext-align: center &quot;&gt; Oberflächenwasser mit 1MDS Filter c </td></tr><tr><td> 2693 </td><td> 27 </td><td> 1 e </td><td> &lt;20 e </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 f </td><td> 20 - &lt;50 f </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 e </td><td> 50 - &lt;75 g </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 e, f </td><td> ≥ 75 e, f, g </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> Insgesamt 1MDS c </td></tr><tr><td> 3869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> Tabelle 1 Filterkapazität ein Muster sind aus den folgenden Studien, aus dem Volumen und Trübungsdaten stehen zur Verfügung:. 1) USEPA ICR-Studie (Daten aus dem ICR Aux1 18 Monate Access-Datenbank vom 02.045/2000), 2) USEPA Grundwasserstudie 8, 3) US-EPA und Lawrence Lowell, MA-Studie (unveröffentlichte Daten), 4) USEPA Mississippi Studie (unveröffentlichte Daten), 5) USEPA Trinkwasseraufbereitungsanlage Studie (unveröffentlichte Daten), 6) US-EPA-Methode 1615 Evaluationsstudie 25 und 7) die ersten drei Monate des UCMR3 Überwachung (unveröffentlichte Daten). b Proben, wo die Filter vor dem Mindestwassermenge für jede Studie angegeben verstopft gesammelt. Das war 200 L für Oberflächengewässer und 1.500 l bei Grundwasserkörpern, war aber 200 L für Quellwasser, das Grundwasser unter der USEPA ICR und 1893 L für die USEPA Grundwasser Studie waren. C Die Fähigkeit, den vollen festgelegten Mindestvolumen sammeln sich deutlich für Proben entnommen mit NanoCeram und 1MDS Filter (P = 0,002) und zwischen Oberflächengewässer und Grundwasser sowohl insgesamt (p &lt;0,001) und für jeden Filtertyp (P &lt;0,001) mit Hilfe des Mann-Whitney-Rangsummentest. d &amp; #8211; g Gruppen mit der gleichen hochgestellten Wert unterscheiden sich signifikant (p &lt;0,05) nach dem Kruskal-Wallis Eine Varianzanalyse an Rängen Test und Dunns paarweise multiple Vergleichsverfahren. Für alle statistischen Tests die abhängige Variable ist die durch das Filter als ein Bruchteil der festgelegten Mindestvolumen geleitet Volumen, jedoch mit einem maximalen Wert von 1,0.

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EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser von Kultur und RT-qPCR. I. Sammlung von Virenproben

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

epa-method-1615-measurement-enterovirus-norovirus-occurrence-water

Research

JoVE Journal

Environment

12.0K Aufrufe.  U.S Environmental Protection Agency. EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Serie: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

Ein kleines Volumen Verfahren für Viral Konzentration von Wasser

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

Forschung

Umwelt

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

EPA-Methode 1615 Messung von Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser durch Kultur und RT-qPCR. II. Insgesamt kultivierbaren Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

EPA-Methode 1615 Messung der Enterovirus und Norovirus Vorkommen in Wasser, Kultur und RT-qPCR. Teil III. Virenerkennung durch RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Automatisierte Gel Größenauswahl, um die Qualität der nächsten Generation Sequencing Libraries von Umweltwasserproben vorbereitet verbessern

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Eine einfache Methode für die automatisierte Festphasenextraktion von Wasserproben für die immunologische Analyse von kleinen Schadstoffe

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VACUSIP eine verbesserte Inex Methode für<em&gt; In Situ</em&gt; Messung von partikulären und gelösten Verbindungen, die durch Active Suspension Feeders Verarbeitet

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Die Verwendung einer Filterpatrone für die Filtration von Wasserproben und Extraktion von Umwelt-DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

A Lipid Extraction and Analysis Method for Characterizing Soil Microbes in Experiments with Many Samples

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial communities, a relatively precise but effort-intensive technique to assay microbial community composition is phospholipid fatty acid (PLFA) analysis. PLFA was developed to analyze phospholipid biomarkers, which can be used as indicators of microbial biomass and the composition of broad functional groups of fungi and bacteria. It has commonly been used to compare soils under alternative plant communities, ecology, and management regimes. The PLFA method has been shown to be sensitive to detecting shifts in microbial community composition.
An alternative method, fatty acid methyl ester extraction and analysis (MIDI-FA) was developed for rapid extraction of total lipids, without separation of the phospholipid fraction, from pure cultures as a microbial identification technique. This method is rapid but is less suited for soil samples because it lacks an initial step separating soil particles and begins instead with a saponification reaction that likely produces artifacts from the background organic matter in the soil. 
This article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples. The method combines the accuracy achieved through PLFA profiling by extracting and concentrating soil lipids as a first step, and a reduction in effort by saponifying the organic material extracted and processing with the MIDI-FA method as a second step.

The article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples.

Eine Lipid-Extraktions- und Analysemethode zur Charakterisierung von Boden-Mikroben in Experimenten mit vielen Proben

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several limitations that have resulted in the exclusion of many species. Advances in the field over the last two decades have led occupational health researchers to turn to molecular-based approaches for identifying fungal hazards. These methods have resulted in the detection of many species within indoor and occupational environments that have not been detected using traditional methods. This protocol details an approach for determining fungal diversity within air samples through genomic DNA extraction, amplification, sequencing, and taxonomic identification of fungal internal transcribed spacer (ITS) regions. ITS sequencing results in the detection of many fungal species that are either not detected or difficult to identify to species level using culture or microscopy. While these methods do not provide quantitative measures of fungal burden, they offer a new approach to hazard identification and can be used to determine overall species richness and diversity within an occupational environment.

Determining the fungal diversity within an environment is a method utilized in occupational health studies to identify health hazards. This protocol describes DNA extraction from occupational air samples for amplification and sequencing of fungal ITS regions. This approach detects many fungal species that can be overlooked by traditional assessment methods.

Erfassung und Gewinnung von betrieblichen Luftproben für Analyse der Pilz DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

Optimized Procedure for Determining the Adsorption of Phosphonates onto Granular Ferric Hydroxide using a Miniaturized Phosphorus Determination Method

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide (GFH), with little effort and high reliability. The phosphonate, e.g., nitrilotrimethylphosphonic acid (NTMP), is brought into contact with the GFH in a rotator in a solution buffered by an organic acid (e.g., acetic acid) or Good buffer (e.g., 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) [MES] and N-cyclohexyl-2-hydroxyl-3-aminopropanesulfonic acid [CAPSO]) in a concentration of 10 mM for a specific time in 50 mL centrifuge tubes. Subsequently, after membrane filtration (0.45 &#181;m pore size), the total phosphorus (total P) concentration is measured using a specifically developed determination method (ISOmini). This method is a modification and simplification of the ISO 6878 method: a 4 mL sample is mixed with H2SO4 and K2S2O8 in a screw cap vial, heated to 148-150 &#176;C for 1 h and then mixed with NaOH, ascorbic acid and acidified molybdate with antimony(III) (final volume of 10 mL) to produce a blue complex. The color intensity, which is linearly proportional to the phosphorus concentration, is measured spectrophotometrically (880 nm). It is demonstrated that the buffer concentration used has no significant effect on the adsorption of phosphonate between pH 4 and 12. The buffers, therefore, do not compete with the phosphonate for adsorption sites. Furthermore, the relatively high concentration of the buffer requires a higher dosage concentration of oxidizing agent (K2S2O8) for digestion than that specified in ISO 6878, which, together with the NaOH dosage, is matched to each buffer. Despite the simplification, the ISOmini method does not lose any of its accuracy compared to the standardized method.

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide, with little effort and high reliability. In a buffered solution, the phosphonate is brought into contact with the adsorbent using a rotator and then analyzed via a miniaturized phosphorus determination method.

Optimierte Verfahren zur Bestimmung der Adsorption von Phosphonaten auf Granular Ferric Hydroxid mit einer miniaturisierten Phosphor Entschlossenheit Methode

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric ...