Name: a rat carotid artery pressure-controlled segmental balloon injury with periadventitial therapeutic application
Uploaded: 2020-07-09T12:30:00.000+00:00
Duration: 6 min 53 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application at JoVE.com

N.E.B. wurde durch ein Ausbildungsstipendium des National Institute of Environmental Health Sciences (5T32ES007126-35, 2018) und ein Vordoktorandenstipendium der American Heart Association (20PRE35120321) unterstützt. E.S.M.B. war ein KL2-Stipendiat, der teilweise vom UNC Clinical and Translational Science Award-K12 Scholars Program (KL2TR002490, 2018) und dem National Heart, Lung and Blood Institute (K01HL145354) unterstützt wurde. Die Autoren danken Dr. Pablo Ariel vom UNC Microscopy Services Laboratory für die Unterstützung bei LSFM. Die Lichtbogenfluoreszenzmikroskopie wurde im Mikroskopie-Service-Labor durchgeführt. Das Mikroskopie-Services-Labor, Abteilung für Pathologie und Labormedizin, wird zum Teil durch P30 CA016086 Cancer Center Core Support Grant für das UNC Lineberger Comprehensive Cancer Center unterstützt.

Alle hier beschriebenen Methoden wurden vom Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) der University of North Carolina at Chapel Hill genehmigt.
1. Präoperative Verfahren
<ol><li>Sterilisieren Sie chirurgische Instrumente. Autoklaven Sie alle chirurgischen Instrumente vor der Operation. Wenn Sie mehrere Operationen am selben Tag durchführen, sterilisieren Sie Instrumente zwischen Operationen mit einem trockenen Perlensterilisator.</li>
	<li>Bereiten Sie therapeutische in 25% Pluronic-127 Gel (in sterilem destilliertem Wasser verdünnt).</li>
	<li>Richten Sie einen 2F Fogarty Ballonkatheter auf den Insufflator ein und legen Sie das Ballonende des Katheters in eine 1 ml Spritze, die mit einer Salinelösung gefüllt ist.</li>
	<li>Induzieren Sie anästhesie, indem Sie die Ratte in eine Kammer mit 5% Isofluran e.V. setzen.<ol>
<li>Entfernen Sie die Ratte aus der Kammer und notieren Sie das Gewicht der Ratte. Verwenden Sie Haarschneider, um Fell auf dem ventralen Halsbereich zu rasieren.</li>
		<li>Legen Sie die Ratte wieder in die Kammer mit 5% Isofluran, um die Induktion der Anästhesie zu gewährleisten.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Legen Sie die Rattensupine auf eine chirurgische Plattform und setzen Sie das Gesicht in den Nasenkegel, so dass das Rattengesicht in Richtung des Chirurgen ist.<ol>
<li>Reduzieren Sie die inhalative Anästhesie auf 1,5% Isofluran. Überprüfen Sie die Tiefe der Anästhesie durch einen Zehen-Pinch-Reflex auf allen vier Füßen.</li>
		<li>Band alle vier Beine bis zur chirurgischen Plattform.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schalten Sie die Wärmelampe ein.</li>
	<li>Injizieren Sie Atropin (0,01 mg/kg) subkutan, um Atemwegssekrete zu reduzieren.</li>
	<li>Injizieren Sie Carprofen (5 mg/kg) subkutan zur prophylaktischen Schmerztherapie. Wenn entzündungshemmende Medikamente für das Experiment nicht akzeptabel sind, beziehen Sie sich auf die Schritte 3.2.2 und 3.2.3.</li>
	<li>Verwenden Sie Schmiermittel-Augensalbe auf beide Augen mit einem sterilen Wattestäbchen, um das Trocknen von Hornhäuten während der Operation zu verhindern.</li>
	<li>Wischen Sie den Hals dreimal in einer kreisförmigen Bewegung abwechselnd zwischen 70% Ethylalkohol gefolgt von Betadine aus der Mitte der rasierten Region nach außen, um die Einschnittstelle zu sterilisieren.</li>
	<li>Infiltrieren Sie die Einschnittlinie s.c. mit 0,25% Bupivacain.</li>
	<li>Setzen Sie sterile chirurgische Handschuhe auf, bevor Sie sterile chirurgische Instrumente und Zubehör verwenden.</li>
	<li>Legen Sie alle autoklavierten chirurgischen Instrumente auf einem sterilen chirurgischen Blatt aus.</li>
	<li>Schneiden Sie drei unabhängige 1 Zoll Stränge steriler 7-0 Prolene Naht.</li>
	<li>Wattestäbchen und Gaze auf chirurgisches Blatt legen.</li>
	<li>Die Ratte mit einem sterilen Operationsblatt, das nur den sterilisierten Halsbereich freilegt, drapieren.</li>
	<li>Schneiden Sie eine zusätzliche kleine Öffnung in Blatt, die einen Teil des Nasenkegels freisetzt. Dies wird der Ort sein, um den Ballonkatheter während der Verletzung zu kleben.</li>
</ol>2. Operative Verfahren
<ol><li>Während des gesamten chirurgischen Eingriffs die Tiefe der Anästhesie bewerten, indem Sie die Atemfrequenz überwachen (die Rate sollte konsistent und als normal angesehen werden) sowie alle 15 min durch Zehenkneifen. Wenn die Atemfrequenz steigt oder es eine Reaktion auf die Zehenprise gibt, dann unterbrechen Sie die chirurgische Manipulation und erhöhen Sie Isofluran bis zu 2,5%.</li>
	<li>Belichten Sie die gemeinsame Halsschlagader (CCA).<ol>
<li>Machen Sie einen oberflächlichen, geraden, Längsausschnitt Schnitt zwischen den Kieferknochen der Ratte. Der Schnitt wird etwa 1,5-2 cm lang sein.</li>
		<li>Machen Sie einen Schnitt durch das Bindegewebe unter der Haut, bis die Muskelschicht ausgesetzt ist. Verdrängen Sie die Speicheldrüsen unter der Haut, um auf das Muskelgewebe zuzugreifen.</li>
		<li>Trennen Sie das Bindegewebe unverblümt vom Muskel, indem Sie eine geschlossene Schere zwischen Muskelschicht und Bindegewebe einsetzen und die Schere sanft öffnen, während Sie die Haut nach oben ziehen.</li>
	</ol></li>
	<li>Sezieren Sie die beiden sichtbaren Muskeln (sternohyoid und sternomastoid) längs entlang der linken Seite der Luftröhre, bis ein dritter Muskel (Omohyoid) beobachtet wird, der senkrecht zu den beiden oberflächlichen Muskeln verläuft.</li>
	<li>Verwenden Sie Zangen, um ein Fenster zu erstellen, das diesen senkrechten Muskel (Omohyoid) vom Längsmuskel (Sternohyoid) trennt, der auf der Luftröhre verläuft. Führen Sie diese Trennung vorsichtig durch, um ein stumpfes Trauma der Luftröhre zu verhindern.</li>
	<li>Erreichen Sie Zangen unter dem senkrechten Muskel und schneiden Sie die beiden Längsmuskeln zu trennen und die CCA aussetzen.</li>
	<li>Sezieren Sie die CCA.<ol>
<li>Sezieren Sie die CCA in der Nähe der Bifurkation, bis die interne Halsschlagader (ICA) und die äußere Halsartery (ECA) freigelegt werden.</li>
		<li>Sezieren Sie die überlegene Schilddrüsenarterie (STA), die aus dem ECA verzweigt.</li>
		<li>Mit den vorgeschnittenen Prolene-Nähten ligate die STA und die ECA in der Nähe ihrer jeweiligen Bifurkation. Lassen Sie den Großteil der Naht auf einer Seite des Knotens und greifen Sie jede Naht mit einem gekrümmten Hämostat.</li>
		<li>Beenden Sie die Sezierung um die ICA, erreichen Sie Zangen unter und um die ICA und verwenden Sie eine nicht zerkleinerte Gefäßklemme, um eine distale Kontrolle zu erreichen. Klemmen Sie die Okzipitalarterie zusammen mit der ICA.</li>
		<li>Sezieren Sie das CCA-Proximal zur Bifurkation und stellen Sie sicher, dass der Vagusnerv vom CCA getrennt wird.</li>
		<li>Erreichen Sie Zangen unter und um den CCA und verwenden Sie eine nicht zerkleinerte Gefäßklemme, um eine proximale Kontrolle zu erreichen. Klemme mindestens 5 mm von der Bifurkation entfernt.</li>
	</ol></li>
	<li>Führen Sie Ballonverletzungen aus.<ol>
<li>Manövrieren Sie die gekrümmten Hämostate, die jeden ligaten Arterienzweig halten, um die Bifurkation zwischen dem ECA und dem überlegenen Zweig aufzudecken.</li>
		<li>Sezieren Sie das Gewebe vorsichtig an der Bifurkation und machen Sie dann einen Arteriotomie-Schnitt zwischen dem ECA und dem überlegenen Zweig mit einer Mikrodissektionsschere.</li>
		<li>Verwenden Sie einen Wattestäbchen, um das gesamte Blut aus dem CCA zu schieben und die Arteriotomie-Website zu säubern.</li>
		<li>Legen Sie den ungeblähen Ballonkatheter durch die Arteriotomie ein und rücken Sie in die CCA vor, bis das proximale Ende des Ballons hinter der Bifurkation liegt.</li>
		<li>Bandkatheter an den Nasenkegel, damit der Ballon während der Inflation nicht aus der Arterie rutscht.</li>
		<li>Aufblasen Sie den Ballon langsam auf 5 Druckatmosphären und lassen Sie ihn 5 Minuten lang im CCA ab, um eine arterielle Verletzung auszulösen. Stellen Sie sicher, dass der Druck während der gesamten 5 min konstant bleibt.</li>
		<li>Nach 5 min, entleeren Ballon und sanft aus dem CCA durch die Arteriotomie zu entfernen.</li>
		<li>Spülen Sie den CCA, indem Sie die Klemme am CCA vorsichtig drücken. Entfernen Sie die Klemme nicht.</li>
		<li>Ligate das ECA-Proximal an die Arteriotomie und entferne dann die Klemmen aus dem CCA und der ICA, um den Blutfluss durch das CCA in die ICA wiederherzustellen. Stellen Sie sicher, dass es keine sichtbaren Blutungen um die Arteriotomie gibt und dass die CCA pulsiert.</li>
	</ol></li>
	<li>Tragen Sie allein 100 L therapeutisches oder pluronisches Gelfahrzeug periadventitially entlang des verletzten CCA auf. Achten Sie dabei auf die linke Seite des CCA und dann auf die rechte Seite des CCA, um eine gleichmäßige Beschichtung der verletzten Arterie zu gewährleisten.</li>
	<li>Schließen Sie die Wundstelle.<ol>
<li>Überschüssige Prolene-Nähte schneiden.</li>
		<li>Schließen Sie die Wunde mit unterbrochenen 4-0 oder 6-0 Vicryl-Schichten entlang des Bindegewebes.</li>
		<li>Beenden Sie das Schließen der Wunde mit laufender 4-0 Nylon Naht entlang der Haut.</li>
	</ol></li>
</ol>3. Postoperative Verfahren
<ol><li>Legen Sie die Ratte allein in einen sauberen Käfig mit der Hälfte des Käfigs unter einer Heizlampe und überwachen Sie, bis die Ratte genügend Bewusstsein zurückerlangt, um die Brustruhe aufrechtzuerhalten. Halten Sie die Ratte in einem separaten Käfig, bis das Tier vollständig wachsam und mobil ist, bevor Es in seinen ursprünglichen Käfig zurückversetzt wird.</li>
	<li>Überwachen Sie die Ratte täglich für die nächsten drei Tage und dann dreimal pro Woche bis zur Sterbehilfe. Euthanisieren Sie mit Isofluran-Überdosierung gefolgt von bilateraler Thorakotomie wie unten beschrieben.<ol>
<li>Nutzen Sie das National Centre for the Replacement Refinement & Reduction of Animals in Research (NC3Rs) Grimace Scale, um postoperative Schmerzniveaus zu identifizieren. Wenn ein Tier Schmerzen zu haben scheint oder einen neurologischen Kompromiss entwickelt, opfern Sie sofort.</li>
		<li>Für Tiere, die kein Carprofen erhalten, adienen Acetaminophen 6 mg/ml in ihrem Trinkwasser 24 h vor der Operation durch 48 h nach der Operation. Acetaminophen bietet Analgesie mit minimalen entzündungshemmenden Wirkungen.</li>
		<li>Alternativ können andere Analgesie-Strategien mit minimaler entzündungshemmender Wirkung verwendet werden, wie Buprenorphin oder Buprenorphin erweiterte Freisetzung. Wenden Sie sich an das Veterinärteam Ihrer Einrichtung.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Gewebeernte und Bildgebung
<ol><li>Zwei Wochen nach der Operation, einschläfern Sie die Ratte durch Überdosierung der Anästhesie (5% Isofluran). Alternativ können Ratten zu einem früheren Zeitpunkt eingeschläfert werden, um die verschiedenen Aspekte der arteriellen Verletzungsreaktion zu analysieren.<ol>
<li>Sobald die Atmung stoppt, führen bilaterale Thorakotomie als sekundäre Methode der Euthanasie.</li>
	</ol></li>
	<li>Machen Sie einen seitlichen Schnitt durch den Bauch, und schneiden Sie dann nach oben, durch das Zwerchfell und die Rippen, die die Brusthöhle freisetzen.</li>
	<li>Durchdringen und fixieren Sie die Arterien.<ol>
<li>Legen Sie eine 18 G Kanüle, die an einem Gravitationsperfusions-Fixationssystem befestigt ist, durch den linken Ventrikel ein. Halten Sie den äquivalenten Druck zwischen Ratten aufrecht, indem Sie die Höhe des Perfusionssystems relativ zur Tischplatte markieren (120 cm Höhe, entsprechend 91 ± 3 mmHg).</li>
		<li>Klemmen Sie die Kanüle zusammen mit dem Ventrikel mit einem gekrümmten Hämostat.</li>
		<li>Machen Sie einen Schnitt im rechten Vorhof, öffnen Sie den Gefäßkreislauf und beginnen Sie die Perfusion mit PBS, gefolgt von 2-4% Paraformaldehyd (jeweils ca. 250 ml).</li>
		<li>Bereiten Sie Paraformaldehyd in PBS am Tag des Opfers verdünnt, oder höchstens in der Nacht vor dem Opfer. Bei der Vorbereitung am Tag des Opfers, stellen Sie sicher, dass Paraformaldehyd auf Raumtemperatur abgekühlt ist, bevor Sie mit der Perfusion beginnen. Paraformaldehyd bei 4 °C lagern.</li>
	</ol></li>
	<li>Nach der Fixierung die linken und rechten Karotisarterien extrahieren und bei 4 °C für 2 h in 2-4% Paraformaldehyd lagern.</li>
	<li>Arterien auf 30% Saccharose übertragen und über Nacht bei 4 °C lagern.</li>
	<li>Nach 16-24 h die Arterien in eine optimale Schnitttemperatur (OCT) einbetten und OCT-eingebettete Arterienblöcke einfrieren.<ol>
<li>Zustand Arterien in OCT bei Raumtemperatur für 10 min. Platzieren Sie die Arterie parallel zur Ebene des mit OCT gefüllten Kryomolds und markieren Sie die Seite des Kryomolds, auf die die arterielle Bifurkation gerichtet ist. Snap-Freeze in flüssigem Stickstoff.</li>
		<li>Tiefkühlblöcke langfristig bei -80 °C lagern.</li>
	</ol></li>
	<li>Abschnitt gefrorene Blöcke mit einem Kryostat.<ol>
<li>Sammeln Sie sechs 5 m dicke arterielle Querschnitte pro Rutsche, wobei Rutsche 1 an der Bifurkation beginnt.</li>
		<li>Abschnitt eingefrorene Blöcke, bis Hyperplasie nicht mehr sichtbar ist (ca. 100 Dias).</li>
	</ol></li>
	<li>Hämatoxylin & Eosin (H&E) Fleckenrutschen18<ol>
<li>Finden Sie den Bereich der Verletzung, indem Sie eine von zehn Dias entlang der gesamten Arterie ab der Bifurkation (z. B. Rutschen 1, 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 und 100) färben.</li>
		<li>Stain zusätzliche Dias um die Stelle der Verletzung, um die Rutsche mit Spitzenverschluss zu finden (z. B. Rutschen 20, 30 und 40 hatten sichtbare Hyperplasie, so Fleckenrutschen 15, 25, 35 und 45).</li>
		<li>Beflecken und quantifizieren Sie die Rutsche mit Spitzenverschluss und äquidistanten Dias vor und nach dem Spitzenverschlussrutsche (z. B. Spitzenverschluss, der bei Folie 35 gefunden wird, dann Flecken und Quantifizierungsgleitet 25, 45 usw.) für insgesamt 3-10 Dias pro Ratte.</li>
	</ol></li>
	<li>Für die Lichtbogenfluoreszenzmikroskopie-Bildgebung die Arterien über Nacht bei 4 °C nach Fixierung in Schritt 4.4 aufbewahren.<ol>
<li>Probearterie mit 1:500 Verdünnung des Kaninchenanti-CD31 Primärantikörpers in Verdünnungsmittel (pH 7.4) für 3 Tage. Dann Gegenfleck arterien mit 1:500 Verdünnung von Anti-Kaninchen Alexa Fluor 647 Sekundärantikörper für 2 Tage19.</li>
		<li>Löschen Sie die Arterie mit iDISCO+20.</li>
		<li>Bild der Arterie mit einem Lichtbogenfluoreszenzmikroskop21. Rendern von Bildern mit Software (z.B. Imaris)19.</li>
	</ol></li>
	<li>Quantifizieren Sie neointimale Hyperplasie. Führen Sie die Quantifizierung nach Möglichkeit in geblendeter Weise durch.<ol>
<li>Verwenden Sie die ImageJ-Software, um den Umfang der oben ermittelten 3-10 Dias (Schritt 4.8.3) zu verfolgen.</li>
		<li>Quantifizieren Sie die Fläche jeder verfolgten Region in ImageJ, und exportieren Sie diese Werte. Die Intima-Spur ergibt das Lumengebiet, die IEL-Spur ergibt das IEL-Gebiet und die EEL-Spur ergibt das EEL-Gebiet.</li>
		<li>Durchschnittlich die Werte, die aus den 3-10 Dias erhalten werden, um die durchschnittliche Verletzung (% Okklusion, Intima:Media (I:M) Verhältnis, neointimale Hyperplasie) pro Rattenkarotisarterie zu erhalten. Neointimalhyperplasie = IEL-Bereich - Lumenbereich <img alt="Equation 1" src="/files/ftp_upload/60473/60473eq1.jpg"> <img alt="Equation 2" src="/files/ftp_upload/60473/60473eq2.jpg">
</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
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L., Evans, T., Walsh, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reversal+of+GATA-6+downregulation+promotes+smooth+muscle+differentiation+and+inhibits+intimal+hyperplasia+in+balloon-injured+rat+carotid+artery.">Reversal of GATA-6 downregulation promotes smooth muscle differentiation and inhibits intimal hyperplasia in balloon-injured rat carotid artery.</a> Circulation Research. 84 (6), 647-654 (1999).</li><li>Becher, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-Dimensional+Imaging+Provides+Detailed+Atherosclerotic+Plaque+Morphology+and+Reveals+Angiogenesis+after+Carotid+Artery+Ligation.">Three-Dimensional Imaging Provides Detailed Atherosclerotic Plaque Morphology and Reveals Angiogenesis after Carotid Artery Ligation.</a> Circulation Research. 126 (5), 619-632 (2020).</li></ol>

Die Autoren erklären, dass es keine Interessenkonflikte in Bezug auf die Veröffentlichung dieses Manuskripts gibt.

Die Ratten-Carotis-Arterie Ballonverletzung ist eine der am häufigsten verwendeten und untersuchten Restenose-Tiermodelle. Sowohl das ursprüngliche Ballonverletzungsmodell3 als auch die modifizierte druckgesteuerte Segmentverletzungsvariante10 haben viele Aspekte der arteriellen Verletzungsreaktion, die auch beim Menschen auftritt, informiert, wobei die wenigen Einschränkungen darin bestehen, dass sich fibrinreicher Thrombus selten entwickelt und lokale Entzündungen im ...

Herz-Kreislauf-Erkrankungen (CVD) bleibt weltweit die häufigste Todesursache1. Atherosklerose ist die zugrunde liegende Ursache für die meisten CVD-bedingten Morbiditätunden. Atherosklerose ist die Ansammlung von Plaque in arterien, die in einem verengten Lumen führt, die ordnungsgemäße Blutdurchblutung zu Organen und distalen Geweben behindert2. Klinische Interventionen zur Behandlung schwerer Arteriosklerose sind Ballonangioplastie mit oder ohne Stentplatzierung. Diese Intervention beinhaltet das Vorrücken eines Ballonkatheters an die Stelle der Plaque, und das Aufblasen des Ballons, um die Plaque auf die arterielle Wand zu komprimieren, die Die Luminalfläche zu verbreitern. Dieses Verfahren schadet jedoch der Arterie und initiiert die arterielleVerletzungsreaktion 3. Eine längere Aktivierung dieser Verletzungsreaktion führt zu arterieller Resetnose oder Re-Verengung, sekundär zu neointimer Hyperplasie und Gefäßumbau. Während der Angioplastie wird die Intimschicht von Endothelzellen denudiert, was zu einer sofortigen Thrombozytenrekrutierung und lokalen Entzündungen führt. Lokale Signalisierung induziert phänotypische Veränderungen in vaskulären glatten Muskelzellen (VSMC) und adventlichen Fibroblasten. Dies führt zur Migration und Verbreitung von VSMC und Fibroblasten nach innen zum Lumen, was zu neointimer Hyperplasie4,5führt. Zirkulierende Vorläuferzellen und Immunzellen tragen ebenfalls zum Gesamtvolumen der Restenose6bei. Gegebenenfalls sind drogeneluierende Stents (DES) der aktuelle Standard zur Hemmung der Restenose7. DES hemmt jedoch eine arterielle Reendothelisierung und schafft so eine prothrombotische Umgebung, die zu einer späten In-Stent-Thrombose führen kann8. Daher sind Tiermodelle sowohl für das Verständnis der Pathophysiologie der Restenose als auch für die Entwicklung besserer therapeutischer Strategien zur Verlängerung der Wirksamkeit von Revaskularisationsverfahren von wesentlicher Bedeutung.
Mehrere große und kleine Tiermodelle9 werden für das Studium dieser Pathologie verwendet. Dazu gehören Ballon-Verletzung3,10 oder Draht-Verletzung11 der luminalen Seite einer Arterie, sowie Teilligation12 oder Manschettenplatzierung13 um die Arterie. Die Ballon- und Drahtverletzung verleugnen die Endothelschicht der Arterie und imitieren, was klinisch nach der Angioplastie geschieht. Insbesondere verwenden Ballonverletzungsmodelle ähnliche Werkzeuge wie im klinischen Umfeld (d. h. Ballonkatheter). Die Ballonverletzung wird am besten in Rattenmodellen durchgeführt, da Rattenarterien eine geeignete Größe für handelsübliche Ballonkatheter sind. Hierin beschreiben wir eine druckgesteuerte segmentale Arterienverletzung, eine etablierte, modifizierte Version der Rattenkarotisarterienballonverletzung. Dieser druckgesteuerte Ansatz imitiert das klinische Angioplastieverfahren und ermöglicht eine reproduzierbare neointimale Hyperplasiebildung zwei Wochen nach Derverletzung14,15. Darüber hinaus führt diese druckgesteuerte arterielle Verletzung zu einer vollständigen Endothelschichtwiederherstellung um 2 Wochen nach der Operation16. Dies steht direkt im Gegensatz zum ursprünglichen Ballonverletzungsmodell, das von Clowes beschrieben wird, wo die Endothelschicht nie wieder vollständig abgedeckt wird3.
Nach der Operation können Therapeutika auf die verletzte Arterie durch mehrere Ansätze angewendet oder auf sie gerichtet werden. Das hier beschriebene Verfahren verwendet die periadventitelle Anwendung eines kleinen Moleküls, das in eine Pluronic-Gellösung eingebettet ist. Insbesondere wenden wir eine Lösung von 100 'M cinnamic aldehyd in 25% Pluronic-F127 Gel auf die Arterie unmittelbar nach der Verletzung an, um die neointimale Hyperplasiebildung zu hemmen15. Pluronic-F127 ist ein ungiftiges, thermoreversibles Gel, das in der Lage ist, Medikamente lokal kontrolliert zu liefern17. In der Zwischenzeit ist die arterielle Verletzung lokal, daher ermöglicht die lokale Verwaltung das Testen eines Aktivenprinzips bei gleichzeitiger Minimierung von Off-Target-Effekten. Dennoch hängt die effektive Abgabe eines Therapeuten mit dieser Methode von der Chemie des verwendeten kleinen Moleküls oder biologischen Materials ab.

<table><tbody><tr><td>1 mL Syringe</td><td>Fisher</td><td>14955450</td><td></td></tr><tr><td>1 mL Syringe with needle</td><td>BD</td><td>309626</td><td></td></tr><tr><td>2 French Fogarty Balloon Embolectomy Catheter</td><td>Edwards LifeSciences</td><td>120602F</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Ethilon (Nylon) Suture</td><td>Ethicon Inc</td><td>662H</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Vicryl Suture</td><td>Ethicon Inc</td><td>J214H</td><td></td></tr><tr><td>7-0 Prolene Suture</td><td>Ethicon Inc</td><td>8800H</td><td></td></tr><tr><td>70% ethyl alcohol</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Anti-Rabbit Alexa Fluor 647</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A21245</td><td></td></tr><tr><td>Atropine Sulfate</td><td>Vedco Inc</td><td></td><td>for veterinary use</td></tr><tr><td>Cotton Swabs</td><td>Puritan</td><td>806-WC</td><td></td></tr><tr><td>Curved Hemostats</td><td>Fine Science Tools</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Fine Curved Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11203-25</td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14090-11</td><td></td></tr><tr><td>Gauze</td><td>Covidien</td><td>2252</td><td></td></tr><tr><td>IHC-Tek Diluent (pH 7.4)</td><td>IHC World</td><td>IW-1000</td><td></td></tr><tr><td>Insufflator</td><td>Merit Medical</td><td>IN4130</td><td></td></tr><tr><td>Iodine solution</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lubricating Eye Ointment</td><td>Dechra</td><td></td><td>for veterinary use</td></tr><tr><td>Mayo Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14010-15</td><td></td></tr><tr><td>Micro Serrefines</td><td>Fine Science Tools</td><td>18055-05</td><td></td></tr><tr><td>Microdissection Scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15004-08</td><td></td></tr><tr><td>Micro-Serrefine Clamp Applying Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18057-14</td><td></td></tr><tr><td>Needle Holder</td><td>Fine Science Tools</td><td>12003-15</td><td></td></tr><tr><td>Pluronic-127 (diluted in sterile water)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2443</td><td>25% prepared</td></tr><tr><td>Rabbit Anti-CD31</td><td>Abcam</td><td>ab28364</td><td></td></tr><tr><td>Retractor</td><td></td><td></td><td>Bent paper clips work well</td></tr><tr><td>Rimadyl (Carprofen)</td><td>Zoetis Inc</td><td></td><td>for veterinary use</td></tr><tr><td>Saline solution</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Standard Forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11006-12</td><td></td></tr><tr><td>Sterile Drape</td><td>Dynarex</td><td>4410</td><td></td></tr><tr><td>T-Pins</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

a rat carotid artery pressure-controlled segmental balloon injury with periadventitial therapeutic application

Herz-Kreislauf-Erkrankungen sind nach wie vor die häufigste Todesursache und Behinderung weltweit, zum Teil aufgrund von Arteriosklerose. Atherosklerotische Plaque verengt die luminale Oberfläche in den Arterien und reduziert so den ausreichenden Blutfluss zu Organen und distalen Geweben. Klinisch zielen Revaskularisationsverfahren wie Ballonangioplastie mit oder ohne Stentplatzierung darauf ab, den Blutfluss wiederherzustellen. Obwohl diese Verfahren den Blutfluss wieder herstellen, indem sie die Plaquebelastung reduzieren, beschädigen sie die Gefäßwand, die die arterielle Heilungsreaktion einleitet. Die verlängerte Heilungsreaktion verursacht arterielle Resensibilisierung oder eine erneute Verengung, was letztlich den langfristigen Erfolg dieser Revaskularisationsverfahren einschränkt. Daher sind präklinische Tiermodelle integraler Bestandteil für die Analyse der pathophysiologischen Mechanismen, die die Restenose antreiben, und bieten die Möglichkeit, neuartige therapeutische Strategien zu testen. Murine Modelle sind billiger und einfacher zu bedienen als große Tiermodelle. Ballon- oder Drahtverletzungen sind die beiden allgemein akzeptierten Verletzungsmodalitäten, die in murinen Modellen verwendet werden. Insbesondere Ballonverletzungsmodelle imitieren das klinische Angioplastieverfahren und verursachen ausreichende Schäden an der Arterie für die Entwicklung der Restenose. Hierin beschreiben wir die chirurgischen Details für die Durchführung und histologische Analyse des modifizierten, druckgesteuerten Ratten-Carotis-Arterien-Verletzungsmodells. Darüber hinaus zeigt dieses Protokoll, wie lokale periadventitelle Anwendung von Therapeutika verwendet werden kann, um neointimale Hyperplasie zu hemmen. Schließlich präsentieren wir die Lichtbogenfluoreszenzmikroskopie als neuartigen Ansatz zur Abbildung und Visualisierung der arteriellen Verletzung in drei Dimensionen.

Abbildung 1 zeigt alle Materialien und chirurgischen Werkzeuge, die für diese Operation verwendet werden. Die Hematoxylin-&Eosin-Färbung (H&E) von zweiwöchigen verletzten arteriellen Querschnitten ermöglicht eine klare Visualisierung der neointimalen Hyperplasie. Abbildung 2 zeigt repräsentative Bilder von H&E-befleckten arteriellen Querschnitten einer gesunden, verletzten und behandelten Arterie. Abbildung 2 zeigt auch, wie de...

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A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Die Ratten-Carotis-Arterie Ballon-Verletzung imitiert das klinische Angioplastie-Verfahren zur Wiederherstellung des Blutflusses in atherosklerotischen Gefäßen. Dieses Modell induziert die arterielle Verletzungsreaktion, indem es die arterielle Wand distend und die Intimschicht von Endothelzellen denudiert, was letztlich zu einer Umgestaltung und einer intimalen hyperplastischen Reaktion führt.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

Cardiovascular disease remains the leading cause of death and disability worldwide, in part due to atherosclerosis. Atherosclerotic plaque narrows the ...

a-rat-carotid-artery-pressure-controlled-segmental-balloon-injury

Research

JoVE Journal

Medicine

4.9K Aufrufe.  University of North Carolina at Chapel Hill. Die Ratten-Carotis-Arterie Ballon-Verletzung imitiert das klinische Angioplastie-Verfahren zur Wiederherstellung des Blutflusses in atherosklerotischen Gefäßen. Dieses Modell induziert die arterielle Verletzungsreaktion, indem es die arterielle Wand distend und die Intimschicht von Endothelzellen denudiert, was letztlich zu einer Umgestaltung und einer intimalen hyperplastischen Reaktion führt.

Serie: A Rat Carotid Artery Pressure-Controlled Segmental Balloon Injury with Periadventitial Therapeutic Application

Implantation of a Carotid Cuff for Triggering Shear-stress Induced Atherosclerosis in Mice

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce atherosclerosis (reviewed in 1 and 2). The role of shear stress has been extensively studied in vitro investigating the influence of flow dynamics on cultured endothelial cells 1,3,4 and in vivo in larger animals and humans 1,5,6,7,8. However, highly reproducible small animal models allowing systematic investigation of the influence of shear stress on plaque development are rare. Recently, Nam et al. 9 introduced a mouse model in which the ligation of branches of the carotid artery creates a region of low and oscillatory flow. Although this model causes endothelial dysfunction and rapid formation of atherosclerotic lesions in hyperlipidemic mice, it cannot be excluded that the observed inflammatory response is, at least in part, a consequence of endothelial and/or vessel damage due to ligation.
In order to avoid such limitations, a shear stress modifying cuff has been developed based upon calculated fluid dynamics, whose cone shaped inner lumen was selected to create defined regions of low, high and oscillatory shear stress within the common carotid artery 10. By applying this model in Apolipoprotein E (ApoE) knockout mice fed a high cholesterol western type diet, vascular lesions develop upstream and downstream from the cuff. Their phenotype is correlated with the regional flow dynamics 11 as confirmed by in vivo Magnetic Resonance Imaging (MRI) 12: Low and laminar shear stress upstream of the cuff causes the formation of extensive plaques of a more vulnerable phenotype, whereas oscillatory shear stress downstream of the cuff induces stable atherosclerotic lesions 11. In those regions of high shear stress and high laminar flow within the cuff, typically no atherosclerotic plaques are observed.
 
In conclusion, the shear stress-modifying cuff procedure is a reliable surgical approach to produce phenotypically different atherosclerotic lesions in ApoE-deficient mice.

The constricting cuff presented in this article is designed to induce atherosclerosis in the murine common carotid artery. Due to the conical shape of its inner lumen the implanted cuff generates well-defined regions of low, high and oscillatory shear stress triggering the development of atherosclerotic lesions of different inflammatory phenotypes.

Implantation einer Karotis Cuff für Triggering Shear-Stress-Induced Arteriosklerose bei Mäusen

It is widely accepted that alterations in vascular shear stress trigger the expression of inflammatory genes in endothelial cells and thereby induce ...

Forschung

Medizin

Vascular Gene Transfer from Metallic Stent Surfaces Using Adenoviral Vectors Tethered through Hydrolysable Cross-linkers

In-stent restenosis presents a major complication of stent-based revascularization procedures widely used to re-establish blood flow through critically narrowed segments of coronary and peripheral arteries. Endovascular stents capable of tunable release of genes with anti-restenotic activity may present an alternative strategy to presently used drug-eluting stents. In order to attain clinical translation, gene-eluting stents must exhibit predictable kinetics of stent-immobilized gene vector release and site-specific transduction of vasculature, while avoiding an excessive inflammatory response typically associated with the polymer coatings used for physical entrapment of the vector. This paper describes a detailed methodology for coatless tethering of adenoviral gene vectors to stents based on a reversible binding of the adenoviral particles to polyallylamine bisphosphonate (PABT)-modified stainless steel surface via hydrolysable cross-linkers (HC). A family of bifunctional (amine- and thiol-reactive) HC with an average t1/2 of the in-chain ester hydrolysis ranging between 5 and 50 days were used to link the vector with the stent. The vector immobilization procedure is typically carried out within 9 hr&#160;and consists of several steps: 1) incubation of the metal samples in an aqueous solution of PABT (4 hr); 2) deprotection of thiol groups installed in PABT with tris(2-carboxyethyl) phosphine (20 min); 3) expansion of thiol reactive capacity of the metal surface by reacting the samples with polyethyleneimine derivatized with pyridyldithio (PDT) groups (2 hr); 4) conversion of PDT groups to thiols with dithiothreitol (10 min); 5) modification of adenoviruses with HC (1 hr); 6) purification of modified adenoviral particles by size-exclusion column chromatography (15 min) and 7) immobilization of thiol-reactive adenoviral particles on the thiolated steel surface (1 hr). This technique has wide potential applicability beyond stents, by facilitating surface engineering of bioprosthetic devices to enhance their biocompatibility through the substrate-mediated gene delivery to the cells interfacing the implanted foreign material.

These studies report on reversible attachment of adenoviral gene vectors to coatless metal surfaces of stents and model mesh disks. Sustained release of transduction-competent viral particles contingent upon hydrolysis of cross-linkers used for vector immobilization results in a durable site-specific transgene expression in vascular cells and in stented arteries.

Gefäß Gentransfer von metallischen Stent Oberflächen mit Adenovirus-Vektoren durch Tethered Hydrolysierbare Vernetzer

In-stent restenosis presents a major complication of stent-based revascularization procedures widely used to re-establish blood flow through critically ...

Vascular Balloon Injury and Intraluminal Administration in Rat Carotid Artery

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and cellular mechanisms involved in vascular smooth muscle dedifferentiation, neointima formation and vascular remodeling. Male Sprague-Dawley rats are the most frequently employed animals for this model. Female rats are not preferred as female hormones are protective against vascular diseases and thus introduce a variation into this procedure. The left carotid is typically injured with the right carotid serving as a negative control. Left carotid injury is caused by the inflated balloon that denudes the endothelium and distends the vessel wall. Following injury, potential therapeutic strategies such as the use of pharmacological compounds and either gene or shRNA transfer can be evaluated. Typically for gene or shRNA transfer, the injured section of the vessel lumen is locally transduced for 30 min with viral particles encoding either a protein or shRNA for delivery and expression in the injured vessel wall. Neointimal thickening representing proliferative vascular smooth muscle cells usually peaks at 2 weeks after injury. Vessels are mostly harvested at this time point for cellular and molecular analysis of cell signaling pathways as well as gene and protein expression. Vessels can also be harvested at earlier time points to determine the onset of expression and/or activation of a specific protein or pathway, depending on the experimental aims intended. Vessels can be characterized and evaluated using histological staining, immunohistochemistry, protein/mRNA assays, and activity assays. The intact right carotid artery from the same animal is an ideal internal control. Injury-induced changes in molecular and cellular parameters can be evaluated by comparing the injured artery to the internal right control artery. Likewise, therapeutic modalities can be evaluated by comparing the injured and treated artery to the control injured only artery.

This protocol uses a balloon catheter to cause an intraluminal injury on the rat carotid artery and henceforth elicit neointimal hyperplasia. This is a well-established model for studying the mechanisms of vascular remodeling in response to injury. It is also widely used to determine the validity of potential therapeutic approaches.

Gefäßballon Verletzung und intraluminale Verwaltung in Rattenhalsschlagader

The carotid artery balloon injury model in rats has been well established for over two decades. It remains an important method to study the molecular and ...

Quantification of Neurovascular Protection Following Repetitive Hypoxic Preconditioning and Transient Middle Cerebral Artery Occlusion in Mice

Experimental animal models of stroke are invaluable tools for understanding stroke pathology and developing more effective treatment strategies. A 2 week protocol for repetitive hypoxic preconditioning (RHP) induces long-term protection against central nervous system (CNS) injury in a mouse model of focal ischemic stroke. RHP consists of 9 stochastic exposures to hypoxia that vary in both duration (2 or 4 hr) and intensity (8% and 11% O2). RHP reduces infarct volumes, blood-brain barrier (BBB) disruption, and the post-stroke inflammatory response for weeks following the last exposure to hypoxia, suggesting a long-term induction of an endogenous CNS-protective phenotype. The methodology for the dual quantification of infarct volume and BBB disruption is effective in assessing neurovascular protection in mice with RHP or other putative neuroprotectants. Adult male Swiss Webster mice were preconditioned by RHP or duration-equivalent exposures to 21% O2 (i.e. room air). A 60 min transient middle cerebral artery occlusion (tMCAo) was induced 2 weeks following the last hypoxic exposure. Both the occlusion and reperfusion were confirmed by transcranial laser Doppler flowmetry. Twenty-two hr after reperfusion, Evans Blue (EB) was intravenously administered through a tail vein injection. 2 hr later, animals were sacrificed by isoflurane overdose and brain sections were stained with 2,3,5- triphenyltetrazolium chloride (TTC). Infarcts volumes were then quantified. Next, EB was extracted from the tissue over 48 hr to determine BBB disruption after tMCAo. In summary, RHP is a simple protocol that can be replicated, with minimal cost, to induce long-term endogenous neurovascular protection from stroke injury in mice, with the translational potential for other CNS-based and systemic pro-inflammatory disease states.

This protocol describes repetitive hypoxic preconditioning, or brief exposures to systemic hypoxia that reduce infarct volumes and blood-brain barrier disruption following transient middle cerebral artery occlusion in mice. It also details dual quantification of infarct volume and blood-brain barrier disruption after stroke to assess the efficacy of neurovascular protection.

Die Quantifizierung der neurovaskulären Schutz Nach Repetitive hypoxische Präkonditionierung und Transient mittleren Hirnarterie Occlusion in Mice

Experimental animal models of stroke are invaluable tools for understanding stroke pathology and developing more effective treatment strategies. A 2 week ...

A Rat Carotid Balloon Injury Model to Test Anti-vascular Remodeling Therapeutics

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is also a valuable model system to test, and to evaluate therapeutics and drugs that negate maladaptive remodeling in the vessel. The injury, or barotrauma, in the vessel lumen caused by an inflated balloon via an inserted catheter induces subsequent neointimal growth, often leading to hyperplasia or thickening of the vessel wall that narrows, or obstructs the lumen. The method described here is sufficiently sensitive, and the results can be obtained in relatively short time (2 weeks after the surgery). The efficacy of the drug or therapeutic against the induced-remodeling can be evaluated either by the post-mortem pathological and histomorphological analysis, or by ultrasound sonography in live animals. In addition, this model system has also been used to determine the therapeutic window or the time course of the administered drug. These studies can leadto the development of a better administrative strategy and a better therapeutic outcome. The procedure described here provides a tool for translational studies that bring drug and therapeutic candidates from bench research to clinical applications.

The rat carotid balloon injury model described below allows researchers to evaluate drugs or therapeutics that negate injury-induced arterial hyperplasia. Detailed pre-surgical preparation, surgical procedure, and post-surgical cares of the animal are described.

Eine Ratte Karotis-Ballon-Verletzung Modell Anti-vaskuläre Remodeling Therapeutics zu Test

The rat carotid balloon injury is a well-established surgical model that has been used to study arterial remodeling and vascular cell proliferation. It is ...

Reproducible Arterial Denudation Injury by Infrarenal Abdominal Aortic Clamping in a Murine Model

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These complications can be attributed to impairments in re-endothelialization within the wound margins. Yet, the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization remain to be defined. While several animal models to study re-endothelialization after arterial denudation are available, few are performed in the mouse because of surgical limitations. This undermines the opportunity to exploit transgenic mouse lines and investigate the contribution of specific genes to the process of re-endothelialization. Here, we present a step-by-step protocol for creating a highly reproducible murine model of arterial denudation injury in the infrarenal abdominal aorta using external vascular clamping. Immunocytochemical staining of injured aortas for fibrinogen and &#946;-catenin demonstrate the exposure of a pro-thrombotic surface and the border of intact endothelium, respectively. The method presented here has the advantages of speed, excellent overall survival rate, and relative technical ease, creating a uniquely practical tool for imposing arterial denudation injury in transgenic mouse models. Using this method, investigators may elucidate the mechanisms of re-endothelialization under normal or pathological conditions.

Understanding the cellular and molecular mechanisms of re-endothelialization following arterial denudation injury is of paramount importance in preventing thrombosis and restenosis of arteries. Here we describe a protocol for reproducible arterial denudation injury of the infrarenal abdominal aorta. The procedure was developed to investigate the underlying mechanisms that regulate endothelial regeneration using mouse models.

Reproduzierbare Arterielle Denudation Verletzung von Infra Abdominal Aortic Spannen in einem Mausmodell

Percutaneous vascular interventions uniformly result in arterial denudation injuries that subsequently lead to thrombosis and restenosis. These ...

The Rabbit Model of Accelerated Atherosclerosis: A Methodological Perspective of the Iliac Artery Balloon Injury

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the industrialized world. New Zealand White (NZW) rabbits are widely used as an animal model for the study of atherosclerosis. They develop spontaneous lesions when fed with atherogenic diet; however, this requires long time of 4 - 8 months. To further enhance and accelerate atherogenesis, a combination of atherogenic diet and mechanical endothelial injury is often employed. The presented procedure for inducing atherosclerotic plaques in rabbits uses a balloon catheter to disrupt the endothelium in the left iliac artery of NZW rabbits fed with atherogenic diet. Such mechanical damage caused by the balloon catheter induces a chain of inflammatory reactions initiating neointimal lipid accumulation in a time dependent fashion. Atherosclerotic plaque following balloon injury show neointimal thickening with extensive lipid infiltration, high smooth muscle cell content and presence of macrophage derived foam cells. This technique is simple, reproducible and produces plaque of controlled length within the iliac artery. The whole procedure is completed within 20 - 30 min. The procedure is safe with low mortality and also offers high success in obtaining substantial intimal lesions. The procedure of balloon catheter induced arterial injury results in atherosclerosis within two weeks. This model can be used for investigating the disease pathology, diagnostic imaging and to evaluate new therapeutic strategies.

Animal models of atherosclerosis are essential to understand the mechanism and to investigate newer approaches to prevent plaque development or rupture, a leading cause of death in the industrialized world. This protocol uses a combination of balloon injury and cholesterol rich diet to induce atherosclerotic plaques in rabbit iliac artery.

Das Kaninchen-Modell der beschleunigten Atherosklerose: methodischer Sicht der Beckenkamm Arterie Ballon Verletzung

Acute coronary syndrome resulting from coronary occlusion following atherosclerotic plaque development and rupture is the leading cause of death in the ...

Transvenous Embolization of Carotid Cavernous Fistula through Inferior Petrosal Sinus with Detachable Coils and Ethylene Vinyl Alcohol Copolymer

Carotid cavernous fistula (CCF) is a rare disease caused by abnormal communications between the internal carotid artery (direct fistula) or meningeal branches of the external carotid artery (indirect fistula) and the cavernous sinus (CS). Trauma is the most common cause of CCF. The clinical presentation of CCF is closely related to the venous drainage pattern. Orbital and neuro-ophthalmological symptoms are the most common clinical presentation of CCF with drainage through the superior ophthalmic vein (SOV). Endovascular embolization by arterial or venous approaches is the most common management of CCF. Transvenous embolization using detachable coils and ethylene-vinyl alcohol copolymer (EVOH) is an alternative method for the treatment of CCF. Endovascular embolization offers different options to treat CCF by minimally invasive approach decreasing morbidity and residual fistulas. The purpose of this article is to report our treatment experiences via the inferior petrosal sinus (IPS), and immediate-term outcomes of endovascular embolization of CCF by using detachable coils and EVOH.

The purpose of the article is to present our experience in endovascular treatment via the inferior petrosal sinus of the carotid cavernous fistula with detachable coils and ethylene-vinyl alcohol copolymer.

Carotid cavernous fistula (CCF) is a rare disease caused by abnormal communications between the internal carotid artery (direct fistula) or meningeal ...

Complete and Partial Resuscitative Endovascular Balloon Occlusion of the Aorta for Hemorrhagic Shock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for hemorrhage control. With the advent of purpose-built devices, REBOA has become increasingly common in civilian trauma and acute care settings. Currently available REBOA catheters were designed as complete aortic occlusion devices. However, the therapeutic window for complete aortic occlusion is time-limited due to ischemia-reperfusion injury. The partial procedure allows blood flow past the level of occlusion while maintaining targeted proximal pressure, which has been shown to reduce distal ischemia and adjunctive resuscitation requirements in preclinical studies with prolonged occlusion times as compared to traditional complete occlusion.
pREBOA-PRO is the first catheter designed to enable partial and complete aortic occlusion and is currently in limited market release at seven Level I trauma centers in North America. This paper will focus on procedural considerations for REBOA, including patient selection criteria and a comparison of complete and partial aortic occlusion in a simulator, along with highlighting critical steps to improve clinical outcomes. Additionally, this paper reviews a contrast-enhanced CT scan from a trauma patient that shows distal perfusion after 2 h of partial aortic occlusion using this newly designed catheter and discusses representative results from the limited market release to highlight the profound effect of technological innovation on outcomes in vascular emergencies.

A commercial catheter was designed to facilitate true partial resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) and address the complications associated with complete aortic occlusion. Initial clinical reports indicate that partial REBOA improves transition to reperfusion, reduction of distal ischemia, and extension of safe occlusion time compared to complete occlusion.

Vollständiger und partieller resuskitativer endovaskulärer Ballonverschluss der Aorta bei hämorrhagischem Schock

Resuscitative endovascular balloon occlusion of the aorta (REBOA) devices grew out of a military-civilian partnership to develop new capabilities for ...

Real-Time Monitoring and Modulation of Blood Pressure in a Rabbit Model of Ischemic Stroke

Control of blood pressure, in terms of both absolute values and its variability, affects outcomes in ischemic stroke patients. However, it remains challenging to identify the mechanisms that lead to poor outcomes or evaluate measures by which these effects can be mitigated because of the prohibitive limitations inherent to human data. In such cases, animal models can be utilized to conduct rigorous and reproducible evaluations of diseases. Here we report refinement of a previously described model of ischemic stroke in rabbits that is augmented with continuous blood pressure recording to assess the impacts of modulation on blood pressure. Under general anesthesia, femoral arteries are exposed through surgical cutdowns to place arterial sheaths bilaterally. Under fluoroscopic visualization and roadmap guidance, a microcatheter is advanced into an artery of the posterior circulation of the brain. An angiogram is performed by injecting the contralateral vertebral artery to confirm occlusion of the target artery. With the occlusive catheter remaining in position for a fixed duration, blood pressure is continuously recorded to allow for tight titration of blood pressure manipulations, whether through mechanical or pharmacological means. At the completion of the occlusion interval, the microcatheter is removed, and the animal is maintained under general anesthesia for a prescribed length of reperfusion. For acute studies, the animal is then euthanized and decapitated. The brain is harvested and processed to measure the infarct volume under light microscopy and further assessed with various histopathological stains or spatial transcriptomic analysis. This protocol provides a reproducible model that can be utilized for more thorough preclinical studies on the effects of blood pressure parameters during ischemic stroke. It also facilitates effective preclinical evaluation of novel neuroprotective interventions that might improve care for ischemic stroke patients.

Continuous arterial blood pressure recording allows the investigation of impacts of various hemodynamic parameters. This report demonstrates the application of continuous arterial blood pressure monitoring in a large animal model of ischemic stroke for determination of stroke pathophysiology, impact of different hemodynamic factors, and the assessment of novel treatment approaches.

Eine Ratte Carotis Arterie Druck-kontrollierte segmentale Ballonverletzung mit periadventitialen therapeutischen Anwendung

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