Die Autoren haben keine Anerkennung.

Alle Tierversuche wurden vom Purdue Animal Care and Use Committee genehmigt.
1. Einrichtung des Low-Flow-Verdampfers
<ol><li>Isoflurane oder Sevofluran Lieferung<ol>
<li>Wählen Sie eine Trägergasquelle aus. Um die interne Luftpumpe zu nutzen, entfernen Sie die rote Kappe aus dem Einlassanschluss auf der Rückseite des Systems, so dass das System Raumluft aufnehmen kann. Um komprimiertes Gas zu verwenden, verwenden Sie einen Druckregler oder Druckminderer, der auf 15 PSI eingestellt ist, und schließen Sie ihn an den Komprimierten Gasanschluss auf der Rückseite des Systems an.</li>
		<li>Schließen Sie den Holzkohlekanister an den Auspuffanschluss an.</li>
		<li>Schließen Sie den Zubehöranschluss an die Inspiratory- und Expiratory-Ports an der Vorderseite des Systems an. Verbinden Sie die Induktionskammer mit Zweigen mit blauen Clips und den Nasenkegel mit Zweigen mit weißen Clips (Abbildung 1).</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für die mechanische Belüftung<ol>
<li>Schließen Sie den Intubationsanschluss mit den gelbcodierten Clips an (Abbildung 2).</li>
		<li>Kalibrieren Sie das Beatmungsgerät, indem Sie eine Totraumkalibrierung durchführen. Tippen Sie auf dem Vent Run Screenauf Setupund dann auf Calib & Tests. Wählen Sie Deadspace Calibration und drücken Sie Dial B.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für Pulsoximetrie<ol>
<li>Schließen Sie den Sensor an den Anschluss auf der Rückseite des Systems mit der Bezeichnung MouseSTAT an.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zur Erwärmung<ol>
<li>Schließen Sie das Wärmepad an den "Pad Power"-Anschluss an der Vorderseite des Systems an.</li>
		<li>Schließen Sie einen Sensor an den "Body Sensor"-Anschluss und den anderen an den "Pad Sensor"-Anschluss an. Befesten Sie den Pad-Sensor am Wärmepad.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. Konfigurieren Sie die Einstellungen
<ol><li>Für Anästhesie<ol>
<li>Stromversorgung des Anästhesiesystems. Tippen Sie auf dem Anest Run Screenauf Setup.</li>
		<li>Wählen Sie das Anästhetikum aus. Tippen Sie auf Typ Anest, und drehen Sie dann Dial B, um Isoflurane oder Sevofluran auszuwählen.</li>
		<li>Stellen Sie die Spritzengröße ein. Berühren Sie die Spritzengröße, und aktivieren Sie dann Zifferblatt B, um eine Größe auszuwählen.</li>
		<li>Berühren Sie zurück, um zum Anest Run Screenzurückzukehren.</li>
		<li>Füllen Sie die Spritze mit dem Flaschendeckeladapter mit Anästhetikum.</li>
		<li>Schließen Sie die Spritze an das Anästhesiesystem an. Berühren Sie Entfernen, um den Pusher-Block bei Bedarf rückwärts zu bewegen.</li>
		<li>Prime die Spritze. Berühren und halten Sie Prime, um den Drückerblock nach vorne zu bewegen, bis der Schubblock die Oberseite des Spritzenkolbens berührt. Das Drehen von B beim Halten der Prime-Taste regelt die Druckblockgeschwindigkeit.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für die mechanische Belüftung<ol>
<li>Berühren Sie die Registerkarte Entlüftungsbildschirm, und richten Sie dann Setupein.</li>
		<li>Berühren Sie das Körpergewicht und geben Sie das Gewicht des Tieres ein.</li>
		<li>Berühren Sie Priorität, um Volumen oder druckgesteuerte Belüftung zu wählen. Die Einstellung Körpergewicht legt automatisch die entsprechenden Atemfrequenzen und Gezeitenmengen fest.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Für Pulsoximetrie<ol>
<li>Berühren Sie die Registerkarte Oxi Run Screen, und richten Sie dann Setupein.</li>
		<li>Berühren Sie HR, und drehen Sie Dial B, um die minimale zulässige Herzfrequenzmessung festzulegen. Voreinstellungen sind verfügbar.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Zur Erwärmung<ol>
<li>Tippen Sie auf dem Warm Run Screenauf Setup. Wählen Sie eine Erwärmungsmethode und eine Zieltemperatureinstellung aus.</li>
	</ol>
</li>
</ol>3. Beginnen Sie die Anästhesie-Lieferung
<ol><li>Anästhesisieren der Maus<ol>
<li>Berühren Sie vom Anest Run ScreenStart Induction, um den Luftstrom zu starten. Die Standard-Induktionsdurchflussrate beträgt 500 ml/min. Das Drehrad A passt den Durchfluss nach Bedarf an.</li>
		<li>Legen Sie die Maus in die Induktionskammer und schließen Sie den Deckel fest. Stellen Sie das Anästhesiemittel-Konzentrationszifferblatt für Isofluran auf 3 % ein.</li>
		<li>Überwachen Sie, bis die Maus die gewünschte Anästhesieebene erreicht hat, bestimmt durch eine Abnahme der Atmungsrate und einen Verlust des Rechtenreflexes, wenn die Kammer gekippt wird. Passen Sie das Anästhesiemittel-Konzentrationszifferblatt nach Bedarf an.</li>
		<li>Sobald das Tier den Rechtenreflex verloren hat und ausreichend beäpftisiert ist, berühren Sie Stop Induction.</li>
		<li>Berühren Sie auf Wunsch Flush Chamber, um die Kammer des Restanästhetikums zu entleeren.</li>
		<li>Öffnen Sie die Klemmen, die zum Nasenkegel führen, und schließen Sie die Klemmen, die zur Kammer führen.</li>
		<li>Touch Start Nase Kegel. Die Einstellung Körpergewicht bestimmt den Nasenkegeldurchfluss, kann jedoch manuell durch Drehen von Dial A eingestellt werden.</li>
		<li>Passen Sie sofort den Nasenkegel an und zentrieren Sie das Tier auf das Infrarot-Wärmepad.</li>
		<li>Setzen Sie den Animal Sensor als Rektalsonde ein.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. Beginnen Sie mit der mechanischen Belüftung
<ol><li>Intubieren Sie das Tier.<ol>
<li>Übertragen Sie das Tier in das Intubationsstadium, während das Tier anästhetisiert bleibt.</li>
		<li>Das Tier mit einem auf der vertikalen Intubationsstufe fixierten Faden von seinen oberen Schneidezähnen aussetzen (Abbildung 3).</li>
		<li>Verdrängen Sie vorsichtig die Zunge des Tieres zur Seite und visualisieren Sie die Luftröhre mit den Lichtern im Intubationskit.</li>
		<li>Legen Sie vorsichtig Trachealrohr und überprüfen Sie die korrekte Platzierung durch den Anschluss der kleinen Luftblase an das Rohr und überprüfen, ob die Lunge aufbläht.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Schließen Sie das Endotrachealrohr an die Lüftungsschläuche an.</li>
	<li>Touch Stop Nose Cone, und berühren Sie dann Start Ventilator. HINWEIS: Die Einstellung Körpergewicht bestimmt automatisch die richtige Atmungsrate und Gezeitenvolumina. Um eine druckgesteuerte Belüftung durchzuführen, stellen Sie den Inspiratorischen Druck zwischen 15-18 cmH2O ein. Nehmen Sie die Einstellungen des Beatmungsgeräts je nach chirurgischen Protokollen an.</li>
</ol>5. Beginnen Sie mit der physiologischen Überwachung
<ol><li>Legen Sie den Sensor über die Hinterpfote des Tieres (Abbildung 4). Das Pulsoximeter beginnt automatisch mit dem Lesen von HR und SpO2. Berühren Sie die Oxi Run Screen Tab, um Pulsoximetriedaten anzuzeigen.</li>
</ol>

<ol>
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Dieses Projekt wurde von der Kent Scientific Corporation mit Ausrüstung und Finanzierung unterstützt. Die Autoren Krista Bigiarelli und Dave FitzMiller sind Mitarbeiter der Kent Scientific Corporation, die in diesem Artikel verwendete Geräte herstellt. Open-Access-Publikation dieses Artikels wird von Kent Scientific Corporation gesponsert.

Dieses digitale Low-Flow-Anästhesiesystem integriert Anästhesie-, Belüftungs-, Erwärmungs- und physiologische Überwachungssysteme in einem einzigen Gerät. Darüber hinaus enthält das System eine interne Pumpe, die es ermöglicht, Umgebungsluft für den Einsatz als Trägergas zu ziehen, wodurch eine Quelle von komprimiertem Gas entfällt.
Bei diesem Verfahren wird das System als einziges Gerät verwendet, um einen Anästhetikum-Verdampfer, mechanisches Beatmungsgerät, Pulsoximeter und Wärmepad zu ersetzen. Zuvor haben wir eine Anästhesieabgabe mit einer Durchflussrate von 100mL/min2demonstriert. Die Durchflussmengeneinstellungen sind für diese Anästhesie-Zufuhrtechnik entscheidend, da die Durchflussrate direkt das Volumen der verwendeten Flüssiganästhetikum steuert. Wir haben auch zuvor gezeigt, wie die Verwendung niedriger Durchflussraten Anästhesieflüssigkeit1,2einsparen kann. Wenn ein herkömmlicher Verdampfer an ein mechanisches Beatmungsgerät angeschlossen ist, muss der Verdampfer kontinuierlich laufen, während der Ventilator Proben aus dem Gasstrom einlupft. Beim digitalen Verdampfer mit integriertem Ventilator wird nur das für die Belüftung notwendige Gas vom Beatmungsgerät ausgedünnt. Dies reduziert die Kosten für Anästhesieflüssigkeiten, Trägergase und Holzkohlefilter.
Obwohl es viele Vorteile für die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Verdampfers gibt, gibt es auch Einschränkungen. Dieses System ist für den Betrieb mit niedrigen Durchflussraten ideal für Nagetiere und andere kleine Säugetiere ausgelegt, liefert aber keine Anästhesie über durchFlussraten von 1000 ml/min. Dieses spezielle System ist daher nur für kleine Tierarten geeignet. Das integrierte Pulsoximeter enthält einen Sensor nur für den Pfoteneinsatz. Der Sensor wird nicht für den Einsatz am Schwanz empfohlen, was eine Einschränkung für bestimmte chirurgische Eingriffe sein kann. Während die Atmungsrate über dieses System über den Pfotensensor überwacht werden kann, kann es schwierig sein, über einen längeren Zeitraum konsistente Atemaufnahmen zu erhalten. Im Gegensatz zu einem herkömmlichen Verdampfer benötigt dieses digitale System Schließlich Strom. Batterien stehen für den Einsatz in Fällen zur Verfügung, in denen elektrischer Strom nicht verfügbar ist oder im Falle eines Stromausfalls, und können das System durch mehrere Stunden Nutzung mit Strom versorgen.
Dieses Setup und Protokoll demonstrieren den sicheren und effektiven Einsatz eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen. Dieses Setup wird für alle Labore mit begrenzten Bankräumen nützlich sein, oder wo es nicht möglich ist, mehrere Geräte und Schläuche in der Nähe eines chirurgischen Feldes unterzubringen. Ein All-in-One-System bietet zahlreiche Vorteile, darunter die Eliminierung von Komprimierten Gastanks und separate physiologische Überwachungsgeräte. Insgesamt könnte dieses integrierte System von Gruppen in Betracht gezogen werden, bei denen der Einsatz eines herkömmlichen Verdampfers nicht ideal ist.

Die Forschung mit Tiermodellen erfordert häufig spezielle Datenerfassungsgeräte. Es gibt zwei häufige Arten von Anästhesie-Verdampfer häufig für kleine Tierchirurgie verwendet. Herkömmliche Anästhesieverdampfer verlassen sich auf die passive Verdampfung von flüchtigen Anästhetika auf Basis von atmosphärischem Druck und Gasstrom1,2,3,4,5,6,7,8,9,10. Sie sind für den Betrieb mit Durchflussraten von 0,5 l/min bis 10 l/min ausgelegt und eignen sich daher ideal für große Tiermodelle11.
Wir haben vor kurzem die Auswirkungen eines Low-Flow-Digital-Verdampfers im Vergleich zu einem herkömmlichen Verdampfer12,13demonstriert. Das low-flow digital anesthesia system kann verwendet werden, um ein Tier auf einem Nasenkegel mit sehr niedrigen Durchflussraten von 1,5-2,2 mal das Minutenvolumen des Tieres14,15,16zu halten.
Die Verwendung eines digitalen Anästhesiesystems bietet zahlreiche Vorteile. Es verfügt über eine eingebaute Pumpe, die Umgebungsluft anzieht, um sie als Trägergas zu verwenden. Dies ermöglicht es dem Anwender, Anästhesie ohne Denkanz zu verabreichen. Jüngste Studien17,18 haben vorgeschlagen, dass die Verwendung von Luft anstelle von Sauerstoff als Trägergas für viele Verfahren von Vorteil sein kann.
Physiologische Überwachungs- und Erwärmungsfunktionen können auch in das digitale Low-Flow-Anästhesiesystem eingebaut werden. In den meisten Einrichtungen sind die Erwärmung und physiologische Überwachung von Tieren und Gesundheitsfürsorge und Verwendungsausschüssen. 19,20,21,22erforderlich. Studien zum Vergleich der physiologischen Wirkungen von Anästhetika haben eine drastische Depression der Körpertemperatur, der Herzfunktion und der Atemfunktion23,24,25gezeigt. Es ist oft erforderlich, das Tier auf ein wärmendes Pad zu legen, um eine normale Körpertemperatur zu überwachen und aufrechtzuerhalten. Es gibt viele Methoden der Tiererwärmung zur Verfügung, wie Warmwasserbereiter, elektrische Heizkissen und Wärmelampen, aber jede von ihnen hat erhebliche Nachteile. In Studien, die verschiedene Methoden der Tiererwärmung vergleichen, wurde festgestellt, dass die Ferninfraroterwärmung die vorteilhaftesten26ist. Der digitale Verdampfer beinhaltet eingebaute hausotherme Ferninfraroterwärmung, um eine bestimmte Körpertemperatur zu erhalten. Dadurch entfällt der Bedarf an zusätzlichen Wärmepad-Controllern.
Neben der Überwachung der Körpertemperatur ist die Pulsoximetrie eine beliebte Methode zur Überwachung der Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung des Tieres. Diese nichtinvasive Methode ist einfach, genau und bietet eine Gesamtbewertung der Fähigkeit des Tieres, den Sauerstoffgehalt im Blut zu regulieren. Ein Pfotensensor für die Pulsoximetrie kann an das Anästhesiesystem angeschlossen werden, wie wir bereits2gezeigt haben.
Mechanische Belüftung ist oft erforderlich, wenn das Tier unter längeren Anästhesiezeiten steht oder wenn das Atmungsmuster des Tieres kontrolliert werden muss. Der Low-Flow-Digital-Verdampfer ist in der Lage, kontrollierte Atemzüge in der Druck- oder Lautstärkeregelung zu liefern. Ein integriertes Beatmungsgerät macht ein externes Beatmungsgerät und überschüssige Rohreinstellungen überflüssig.
Da alle diese gängigen Monitore und Funktionen zu einem einzigen Gerät kombiniert werden, wird die Rohreinrichtung erheblich vereinfacht. Der Zweck dieses Protokolls ist es, die Einrichtung und Verwendung eines All-in-One-Digitalanästhesiesystems zu demonstrieren.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Intubation Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>ETM-MSE</td>
			<td>Includes intubation stage, intubation tube, LED light</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isoflurane Liquid Inhalation 99.9%</td>
			<td>Henry Schein, Inc.</td>
			<td>1182097</td>
			<td>Glass bottle 250mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MouseSTAT Pulse Oximeter</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-03</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Oxygen Tank</td>
			<td>Indiana Oxygen Company</td>
			<td>23-160246</td>
			<td>Medical Grade O2 99%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RoVent Automatic Ventilator</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-04</td>
			<td>Integrated into SomnoSuite</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Low Flow Digital Anesthesia System</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SS-01</td>
			<td>Includes RightTemp Homeothermic Warming control, pad, and temperature sensors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>SomnoSuite Mouse Starter Kit</td>
			<td>Kent Scientific Corporation</td>
			<td>SOMNO-MSEKIT</td>
			<td>Includes nose cone, syringes, induction chamber, and charcoal canister</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

use of an integrated low-flow anesthetic vaporizer, ventilator, and physiological monitoring system for rodents

Low-Flow-Digital-Verdampfer verwenden häufig eine Spritzenpumpe, um flüchtige Anästhetika direkt in einen Strom von Trägergas zu verabreichen. Gemäß Tierschutzempfehlungen werden die Tiere während der anästhesiepflichtigen Eingriffe erwärmt und überwacht. Zu den gängigen Anästhesie- und physiologischen Überwachungsgeräten gehören Gastanks, Anästhesieverdampfer und -ständer, Wärmeregler und -pads, mechanische Beatmungsgeräte und Pulsoximeter. Ein Computer ist auch für die Datenerfassung und den Betrieb von Gerätesoftware erforderlich. In kleineren Räumen oder bei Feldarbeiten kann es schwierig sein, all diese Geräte auf begrenztem Raum zu konfigurieren.
Das Ziel dieses Protokolls ist es, Best Practices für die Verwendung eines low-flow digitalen Verdampfers mit komprimiertem Sauerstoff und Raumluft zu demonstrieren, zusammen mit einem integrierten mechanischen Beatmungsgerät, Pulsoximeter und Weitinfraroterwärmung als All-inclusive-Anästhesie und physiologische Überwachungssuite ideal für Nagetiere.

Für diese Studie wurden zehn Wochen alte, männliche, wilde Mäuse des Typs C57Bl6j mit einem Gewicht von 25,41 ± 0,8 g verwendet. Die Mäuse wurden anästhesiert und auf einem Nasenkegel gehalten oder intubiert und auf einem integrierten mechanischen Beatmungsgerät mit 1,5-2,5% Isofluran gewartet, während Herzfrequenz und Sauerstoffsättigung überwacht wurden. Die Tiere wurden in Mikroisolationskaging untergebracht und boten freien Zugang zu Standard-Nagetier-Chow und Wasser per Flasche.
Herzfrequenz und SpO2 wurden während der Wartung über Pulsoximetrie überwacht(Abbildung 5, Abbildung 6und Abbildung 7,). Die Körpertemperatur wurde über ein Infrarot-Heizkissen und eine Wärmelampe bei 36,5-37,5 °C gehalten. Belüftete Tiere erhielten während des Intubationsvorgangs kontinuierlich Isofluran über Intubationsständer mit integriertem Nasenkegel. Jede Maus wurde erfolgreich 15 Minuten lang mit einem Nasenkegel bei niedrigen Durchflussraten von nicht mehr als 141 ml/min Raumluft (RA) oder Sauerstoff (O2) belüftet oder gewartet. Die Herzfrequenzen und die Sauerstoffsättigung des Blutes blieben stabil, wobei es in beiden Messungen für alle Gruppen nur wenige signifikante Veränderungen gab. SpO2 blieb für alle Gruppen zwischen 82-99%, während die Körpertemperatur zwischen 36,5-37,5 °C gehalten wurde. Wir beobachteten, dass sowohl die Position des Pulsoximeters als auch die Körpertemperatur die SpO2-Messungen beeinflussten. Wenn wir einen ungültigen Messwert aus dem Puls-Oximeter beobachtethaben, haben wir die Platzierung des Sensors und den Heizpegel angepasst, um die Körpertemperatur des Kernkörpers stabil zu halten.
Eine zweiseitig durchgeführte ANOVA mit Bonferroni-Korrektur wurde durchgeführt, um die Signifikanz der Daten in Abbildung 5, Abbildung 6 und Abbildung 7zu bestimmen. Ein p-Wertkleiner als 0,05 wurde als signifikant angesehen.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg"> Abbildung 1: Diagramm des Schlauchaufbaus für die Anästhesieinduktion und Dienosekegelpflege. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 2" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg"> Abbildung 2: Diagramm des Rohraufbaus für Anästhesieind, Intubation und Belüftung. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 3" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg"> Abbildung 3: Mäuse erhielten während des Intubationsvorgangs eine kontinuierliche Lieferung von Isofluran über einen Intubationsständer mit integriertem Nasenkegel. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg"> Abbildung 4: Integrierte Pulsoximeter-Sensorplatzierung über der Hinterpfote. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 5" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg"> Abbildung 5: Durchschnittliche Herzfrequenz über 15 Minuten ± SD mit Raumluft (RA) oder 100% Sauerstoff (O2), die durch Nasenkegel oder durch Trachealrohr (n=5/Gruppe) belüftet wird. Zwischen den Gruppen wurde kein signifikanter Unterschied beobachtet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 6" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg"> Abbildung 6: Herzfrequenzwerte (bpm), die nach der ersten Anästhesieinduktion mit dem Niedrigstromanästhesiesystem aufgezeichnet wurden. Durchschnittliche Herzfrequenzwerte, berechnet aus 30-Sekunden-Zeitintervallen über einen Zeitraum von 15 Minuten. Jeder Datenpunkt steht für den Mittelwert ± SD aller Tiere in jeder Gruppe (n=5). In keiner Gruppe wurden über den 15-Minuten-Zeitraum signifikante Veränderungen der Herzfrequenz beobachtet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>
<img alt="Figure 7" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg"> Abbildung 7: Die Gewebesauerstoffsättigung (%) nach der ersten Anästhesieinduktion mit dem Niedrigstromanästhesiesystem. Durchschnittliche SpO 2-Werte, die aus 30-Sekunden-Zeitintervallen über einen Zeitraum von 15 Minuten berechnet werden. Jeder Datenpunkt steht für den Mittelwert ± SD aller Tiere in jeder Gruppe (n=5). In keiner Gruppe wurden signifikante Veränderungen der SpO2 über den 15-Minuten-Zeitraum beobachtet. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">Bitte klicken Sie hier, um eine größere Version dieser Abbildung anzuzeigen.</a>

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Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

Hier stellen wir ein Protokoll zur sicheren und effektiven Verabreichung von Anästhetikum gasanmäusen mithilfe eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen vor.

Einsatz eines integrierten Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator und Physiologisches Überwachungssystem für Nagetiere

Low-flow digital vaporizers commonly utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a stream of carrier gas. Per animal welfare ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

5.7K Aufrufe.  Kent Scientific Corporation. Hier stellen wir ein Protokoll zur sicheren und effektiven Verabreichung von Anästhetikum gasanmäusen mithilfe eines digitalen, strömungsarmen Anästhesiesystems mit integriertem Beatmungsgerät und physiologischen Überwachungsmodulen vor.

Serie: Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

The lower urinary tract (LUT) functions as a dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a convenient time. While storing urine, however, the bladder is exposed for prolonged periods to waste products. By acting as a tight barrier, the epithelial lining of the LUT, the urothelium, avoids re-absorption of harmful substances. Moreover, noxious chemicals stimulate the bladder's nociceptive innervation and initiate voiding contractions that expel the bladder's contents. Interestingly, the bladder's sensitivity to noxious chemicals has been used successfully in clinical practice, by intravesically infusing the TRPV1 agonist capsaicin to treat neurogenic bladder overactivity1. This underscores the advantage of viewing the bladder as a chemosensory organ and prompts for further clinical research. However, ethical issues severely limit the possibilities to perform, in human subjects, the invasive measurements that are necessary to unravel the molecular bases of LUT clinical pharmacology. A way to overcome this limitation is the use of several animal models2. Here we describe the implementation of cystometry in mice and rats, a technique that allows measuring the intravesical pressure in conditions of controlled bladder perfusion.
	After laparotomy, a catheter is implanted in the bladder dome and tunneled subcutaneously to the interscapular region. Then the bladder can be filled at a controlled rate, while the urethra is left free for micturition. During the repetitive cycles of filling and voiding, intravesical pressure can be measured via the implanted catheter. As such, the pressure changes can be quantified and analyzed. Moreover, simultaneous measurement of the voided volume allows distinguishing voiding contractions from non-voiding contractions3.
	Importantly, due to the differences in micturition control between rodents and humans, cystometric measurements in these animals have only limited translational value4. Nevertheless, they are quite instrumental in the study of bladder pathophysiology and pharmacology in experimental pre-clinical settings. Recent research using this technique has revealed the key role of novel molecular players in the mechano- and chemo-sensory properties of the bladder.

Cystometry is an efficient technique to measure bladder function of small animals in vivo. The bladder is continuously infused at rates controlled through an intravesical catheter, whereas the urethra is left free for micturition. This allows for repetitive filling and emptying of the bladder, while intravesical pressure and voided volume are recorded.

Die Verwendung von Zystometrie in kleine Nagetiere: A Study of Bladder Chemosensorik

	The lower urinary tract (LUT) functions as a  dynamic reservoir that is able to store urine and to efficiently expel it at a  convenient time. While ...

Forschung

Medizin

Use of Animal Model of Sepsis to Evaluate Novel Herbal Therapies

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several techniques, including infusion of exogenous bacterial toxin (endotoxemia) or bacteria (bacteremia), as well as surgical perforation of the cecum by cecal ligation and puncture (CLP)1-3. CLP allows bacteria spillage and fecal contamination of the peritoneal cavity, mimicking the human clinical disease of perforated appendicitis or diverticulitis. The severity of sepsis, as reflected by the eventual mortality rates, can be controlled surgically by varying the size of the needle used for cecal puncture2. In animals, CLP induces similar, biphasic hemodynamic cardiovascular, metabolic, and immunological responses as observed during the clinical course of human sepsis3. Thus, the CLP model is considered as one of the most clinically relevant models for experimental sepsis1-3.
Various animal models have been used to elucidate the intricate mechanisms underlying the pathogenesis of experimental sepsis. The lethal consequence of sepsis is attributable partly to an excessive accumulation of early cytokines (such as TNF, IL-1 and IFN-&gamma;)4-6 and late proinflammatory mediators (e.g., HMGB1)7. Compared with early proinflammatory cytokines, late-acting mediators have a wider therapeutic window for clinical applications. For instance, delayed administration of HMGB1-neutralizing antibodies beginning 24 hours after CLP, still rescued mice from lethality8,9, establishing HMGB1 as a late mediator of lethal sepsis. The discovery of HMGB1 as a late-acting mediator has initiated a new field of investigation for the development of sepsis therapies using Traditional Chinese Herbal Medicine. In this paper, we describe a procedure of CLP-induced sepsis, and its usage in screening herbal medicine for HMGB1-targeting therapies.

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection, and can be simulated by a surgical technique termed cecal ligation and puncture (CLP). Here we describe a method to use CLP-induced animal model to screen medicinal herbs for therapeutic agents.

Die Verwendung Tiermodell für Sepsis zu neuartigen Therapien zu beurteilen Herbal

Sepsis refers to a systemic inflammatory response syndrome resulting from a microbial infection. It has been routinely simulated in animals by several ...

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

Die Verwendung eines Low-Flow-Digital-Anästhesiesystem für Mäuse und Ratten

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity (AIDN): A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children. Recent investigations in animals have raised concerns that anesthesia exposure may lead to neuronal apoptosis, known as anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN). Furthermore, some clinical studies in children have suggested that anesthesia exposure may lead to neurodevelopmental deficits later in life. Nonetheless, an ideal animal model for preclinical study has yet to be developed. The neonatal piglet represents a valuable model for preclinical study, as they share a striking number of developmental similarities with humans.
The anatomy and physiology of piglets allow for implementation of rigorous human perioperative conditions in both survival and non-survival procedures. Femoral artery catheterization allows for close monitoring, thus enabling prompt correction of any deviation of the piglet's vital signs and chemistries. In addition, there are multiple developmental similarities between piglets and human neonates. The techniques required to use piglets for experimentation will require experience to master. A pediatric anesthesiologist is a critical member of the investigative team. We describe, in a general sense, the appropriate use of a piglet model for neurodevelopmental study.

Use of a Piglet Model for the Study of Anesthetic-induced Developmental Neurotoxicity AIDN: A Translational Neuroscience Approach

Anesthesia-induced developmental neurotoxicity (AIDN) research has focused on rodents, which are not broadly applicable to humans. Non-human primate models are more relevant, but are cost-prohibitive and difficult to use for experimentation. The piglet, in contrast, is a clinically relevant, practical animal model ideal for the study of anesthetic neurotoxicity.

Verwendung eines Ferkelmodells für die Untersuchung der anästhetisch-induzierten Entwicklungsneurotoxizität (AIDN): Ein Translational Neuroscience Approach

Anesthesia cannot be avoided in many cases when surgery is required, particularly in children.  Recent investigations in animals have raised concerns that ...

Sucrose Preference and Novelty-Induced Hypophagia Tests in Rats using an Automated Food Intake Monitoring System

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral studies in animal models. In this protocol, to study depression-like and anhedonic behavior in rats, the established sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests are combined with an automated food and liquid intake monitoring system. Prior to testing, in the sucrose preference paradigm, male rats are trained for at least 2 days to consume a sucrose solution in addition to tap water. During the test, rats are again exposed to water and sucrose solution. Consumption is registered every second by the automated system. The ratio of sucrose to total water intake (sucrose preference ratio) is a surrogate parameter for anhedonia. In the novelty-induced hypophagia test, male rats undergo a training period in which they are exposed to a palatable snack. During training, rodents show a stable baseline snack intake. On test day, the animals are transferred from home cages into a fresh, empty cage representing a novel unknown environment with access to the known palatable snack. The automated system records the total intake and its underlying microstructure (e.g., latency to approaching the snack), providing insight into anhedonic and anxious behaviors. The combination of these paradigms with an automated measuring system provides more detailed information, along with higher accuracy by reducing measuring errors. However, the tests use surrogate parameters and only depict depression and anhedonia in an indirect manner.

Presented here is a protocol to study depression-like and anhedonic behavior in rats. It combines two well-established behavioral methods, the sucrose preference and novelty-induced hypophagia tests, with an automated food and liquid intake monitoring system, to indirectly investigate rodent behavior using surrogate parameters.

Saccharosepräferenz und Neuheit-induzierte Hypophagie-Tests bei Ratten mit einem automatisierten Lebensmittelaufnahme-Überwachungssystem

The prevalence and incidence of depressive disorders are rising worldwide, affecting about 322 million individuals, underlining the need for behavioral ...

3D-Rekonstruktion zur Diagnose und Behandlung von Lungenknoten

A 3D Digital Model for the Diagnosis and Treatment of Pulmonary Nodules

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating pulmonary nodules, and these approaches are progressively being acknowledged and adopted by physicians and patients. Nonetheless, constructing a relatively universal 3D digital model of pulmonary nodules for diagnosis and treatment is challenging due to device differences, shooting times, and nodule types. The objective of this study is to propose a new 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation. Many AI-driven pulmonary nodule detection and recognition methods employ deep learning techniques to capture the radiological features of pulmonary nodules, and these methods can achieve a good area under-the-curve (AUC) performance. However, false positives and false negatives remain a challenge for radiologists and clinicians. The interpretation and expression of features from the perspective of pulmonary nodule classification and examination are still unsatisfactory. In this study, a method of continuous 3D reconstruction of the whole lung in horizontal and coronal positions is proposed by combining existing medical image processing technologies. Compared with other applicable methods, this method allows users to rapidly locate pulmonary nodules and identify their fundamental properties while also observing pulmonary nodules from multiple perspectives, thereby providing a more effective clinical tool for diagnosing and treating pulmonary nodules.

Autor im Rampenlicht: Ein digitales 3D-Modell für die Diagnose und Behandlung von Lungenknoten  

The objective of this study is to develop a novel 3D digital model of pulmonary nodules that serves as a communication bridge between physicians and patients and is also a cutting-edge tool for pre-diagnosis and prognostic evaluation.

Ein digitales 3D-Modell für die Diagnose und Behandlung von Lungenknoten

The three-dimensional (3D) reconstruction of pulmonary nodules using medical images has introduced new technical approaches for diagnosing and treating ...

Quantitative Analyse der Lebersteifigkeitsverteilung

A Three-Dimensional Digital Model for Early Diagnosis of Hepatic Fibrosis Based on Magnetic Resonance Elastography

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the disease. Despite the good progress made with the liver stiffness map (LSM) based on magnetic resonance elastography (MRE), there are still some limitations that need to be overcome, including manual focus determination, manual selection of regions of interest (ROIs), and discontinuous LSM data without structural information, which makes it impossible to evaluate the liver as a whole. In this study, we propose a novel three-dimensional (3D) digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis based on MRE.
MRE is a non-invasive imaging technique that employs magnetic resonance imaging (MRI) to measure the liver stiffness at the scanning site through human-computer interaction. Studies have indicated a significant positive correlation between the LSM obtained through MRE and the degree of hepatic fibrosis. However, for clinical purposes, a comprehensive and precise quantification of the degree of hepatic fibrosis is necessary. To address this, the concept of Liver Stiffness Distribution (LSD) was proposed in this study, which refers to the 3D stiffness volume of each liver voxel obtained by the alignment of 3D liver tissue images and MRE indicators. This provides a more effective clinical tool for the diagnosis and treatment of hepatic fibrosis.

Autor im Rampenlicht: Fortschrittliche Leberfibrose-Diagnose mit Magnetresonanz-Elastographie und KI 

The objective of this study was to develop a novel three-dimensional digital model for the early diagnosis of hepatic fibrosis, which includes the stiffness of each voxel in the patient's liver and can thus, be used to calculate the distribution ratio of the patient's liver at different fibrosis stages.

Ein dreidimensionales digitales Modell zur Frühdiagnose von Leberfibrose auf Basis der Magnetresonanz-Elastographie

Hepatic fibrosis is an early stage of liver cirrhosis, and there are no better non-invasive and convenient methods for the detection and evaluation of the ...