JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

La inserción co-traduccional en nanodiscos preformados permite estudiar proteínas de membrana sintetizadas libres de células en ambientes lipídicos definidos sin contacto con detergentes. Este protocolo describe la preparación de los componentes esenciales del sistema y los parámetros críticos para mejorar la eficiencia de la expresión y la calidad de la muestra.

Resumen

Los sistemas de expresión libre de células permiten el diseño personalizado de entornos de reacción para apoyar el plegamiento funcional de proteínas incluso complejas como las proteínas de membrana. Se demuestran los procedimientos experimentales para la inserción co-traslacional y el plegamiento de proteínas de membrana en membranas preformadas y definidas suministradas como nanodiscos. El protocolo es completamente libre de detergente y puede generar miligramos de muestras purificadas en un día. Las muestras resultantes de proteínas de membrana / nanodiscos se pueden usar para una variedad de estudios funcionales y aplicaciones estructurales, como cristalización, resonancia magnética nuclear o microscopía electrónica. Se describe la preparación de componentes clave básicos como lisados libres de células, nanodiscos con membranas diseñadas, soluciones madre críticas, así como el ensamblaje de reacciones de expresión libre de células de dos compartimentos. Dado que los requisitos de plegamiento de las proteínas de membrana pueden ser muy diversos, un enfoque importante de este protocolo es la modulación de los parámetros y los pasos de reacción importantes para la calidad de la muestra, como los compuestos de reacción básicos críticos, la composición de membrana de los nanodiscos, el entorno redox y chaperona, o el diseño de plantillas de ADN. Todo el proceso se demuestra con la síntesis de proteorhodopsina y un receptor acoplado a proteína G.

Introducción

Las proteínas de membrana (MP) son objetivos desafiantes en los estudios de producción de proteínas debido a su insolubilidad en ambientes acuosos. Las plataformas de producción de MP convencionales comprenden sistemas basados en células como E. coli, levadura o células eucariotas. Los MPs recombinantes sintetizados se extraen de las membranas celulares o se vuelven a plegar de los cuerpos de inclusión1. Después de la solubilización del detergente, los MP pueden transferirse a ambientes de membrana adecuados mediante protocolos de reconstitución in vitro establecidos. Además de vesículas y liposomas, la reconstitución de MP en membranas planas en forma de nanodiscos2 o partículas de salipro3 se ha convertido en técnicas de rutina en los últimos tiempos. Sin embargo, todas estas estrategias implican el contacto del detergente con los MP que puede resultar en desestabilización, disociación de oligómeros e incluso pérdida de la estructura y actividad de las proteínas4. Por lo tanto, la detección de condiciones óptimas de solubilización y reconstitución del detergente puede ser tediosa y consumir muchotiempo 5.

La naturaleza abierta de los sistemas libres de células (CF) permite que la reacción de expresión se suministre directamente con membranas preformadas con una composición lipídica definida. En este modo de expresión basado en lípidos (L-CF), los MPs sintetizados tienen la oportunidad de insertarse co-traduccionalmente en las bicapas proporcionadas 6,7 (Figura 1). Los nanodiscos constituidos por una proteína de andamio de membrana (MSP) que rodea un disco de bicapa lipídica plana8 parecen ser particularmente adecuados para esta estrategia 9,10. Los nanodiscos se pueden ensamblar rutinariamente in vitro con una variedad de lípidos diferentes, son muy estables y las existencias se pueden concentrar hasta 1 mM. Sin embargo, la expresión de MSP en E. coli y su purificación es necesaria. Como estrategia alternativa, la MSP puede ser co-expresada junto con el MP objetivo en reacciones de FQ suministradas con liposomas11,12,13. Las plantillas de ADN para MSP y MP se agregan a la reacción y MP / nanodiscos pueden formarse al expresarse. Si bien se evita la producción de MSP, la estrategia de coexpresión requiere un ajuste cuidadoso de las concentraciones finales de la plantilla de ADN y se pueden esperar mayores variaciones en la eficiencia de la producción de muestras.

La inserción co-traduccional de MPs en membranas de nanodiscos preformados es un mecanismo no fisiológico y aún en gran parte desconocido independiente de las maquinarias de translocon y las secuencias de señales13,14,15,16. Los principales determinantes de la eficiencia de inserción son el tipo de proteína de membrana, así como la composición lipídica de la membrana proporcionada, con una preferencia frecuente por lípidos cargados negativamente15,17. Como las membranas de los nanodiscos son relativamente limitadas en tamaño, se libera una cantidad sustancial de lípidos tras la inserción de MP18. La variación del tamaño del nanodisco permite la inserción y puesta a punto de complejos MP oligoméricos superiores15,18. Entre otros, se demostró el correcto ensamblaje de complejos homooligoméricos para el canal iónico KcsA, para la bomba iónica proteorhodopsina (PR) y para el transportador multifármaco EmrE15,18. Es probable que los MP entren en la membrana simétrica del nanodisco desde ambos lados con una frecuencia relativamente igual. Por lo tanto, debe considerarse que diferentes monómeros u oligómeros insertados en un nanodisco pueden tener orientaciones opuestas. Sin embargo, un sesgo en la orientación podría ser causado por mecanismos de inserción cooperativa como se informó para la formación de hexámeros PR y tetrámeros KcsA18. Un sesgo adicional en la orientación de MP podría resultar de interruptores de orientación de MP insertados probablemente en el borde de las membranas de nanodisco.

La producción de lisados de FQ a partir de cepas de E. coli es una técnica de rutina confiable y puede realizarse en casi cualquier laboratorio bioquímico19,20. Debe considerarse que, además de la formación del puente disulfuro, la mayoría de las otras modificaciones postraduccionales están ausentes si se sintetiza un MP utilizando lisados de E. coli. Si bien esto podría generar muestras más homogéneas para estudios estructurales, puede ser necesario excluir los efectos potenciales sobre la función de los objetivos individuales de MP. Sin embargo, la producción eficiente de muestras de alta calidad de receptores acoplados a proteínas G (GPCR)14,21,22, transportadores eucariotas 23 o grandes conjuntos heteroméricos 24 en lisados CF de E. coli indica su idoneidad incluso para objetivos complejos. Se pueden obtener cantidades de escala preparativa (≈ 1 mg/ml) de una muestra con la configuración libre de células de intercambio continuo (CECF) de dos compartimentos, compuesta por una mezcla de reacción (RM) y un compartimento de mezcla de alimentación (FM). El volumen de FM excede el volumen de RM de 15 a 20 veces y proporciona un reservorio de compuestos energéticos de bajo peso molecular y precursores19. La reacción de expresión se extiende así durante varias horas y el rendimiento final del objetivo MP aumenta. Los compartimentos RM y FM están separados por una membrana de diálisis con un corte de 10-14 kDa. Los dos compartimentos requieren un diseño especial del contenedor de reacción CECF (Figura 1). Los casetes de diálisis comerciales como contenedores RM en combinación con contenedores de plexiglás a medida que contienen el FM son ejemplos adecuados. Los rendimientos de MP se pueden manipular modificando las relaciones RM:FM o intercambiando el FM después de un cierto período de incubación.

El rendimiento y la calidad de un MP a menudo requieren una intensa optimización de los parámetros de reacción. Una ventaja importante de la expresión de CF es la posibilidad de modificar y ajustar casi cualquier compuesto de acuerdo con los requisitos individuales de un MP. Una estrategia sencilla es centrarse primero en mejorar el rendimiento de un MP estableciendo un protocolo de producción básico y luego optimizar la calidad del MP ajustando la reacción y las condiciones de plegado. La ausencia de procesos fisiológicos en los lisados de FQ y su reducida complejidad resultan en altas tasas de éxito para la producción eficiente de MPs25. Las consideraciones rutinarias para el diseño de plantillas de ADN y la optimización de la concentración de iones Mg 2+ son en la mayoría de los casos suficientes para obtener rendimientos satisfactorios26. Dependiendo del modo de expresión, la optimización de la calidad de MP puede llevar mucho tiempo, ya que es necesario examinar una mayor variedad de parámetros14,17,22.

Para establecer la plataforma de expresión de FQ descrita, son necesarios protocolos para la producción de lisado de CF de E. coli (i), ARN polimerasa T7 (ii), nanodiscos (iii) y los compuestos básicos de reacción CECF (iv) (Figura 1). Los derivados de E. coli K12 cepa A1927 o BL21 se utilizan con frecuencia para la preparación de lisados eficientes de S30 (centrifugación a 30.000 x g). Además de los lisados S30, se pueden utilizar los lisados correspondientes centrifugados a otras fuerzas g (por ejemplo, S12). Los lisados difieren en la eficiencia de expresión y en la complejidad del proteoma. El proteoma del lisado S30 preparado por el protocolo descrito ha sido estudiado en detalle28. El proteoma S30 todavía contiene algunas proteínas residuales de la membrana externa que podrían dar problemas de fondo sobre la expresión y el análisis de los canales iónicos. Para tales objetivos, se recomienda el uso de lisados S80-S100. Una modificación valiosa durante la preparación del lisado es la inducción de la respuesta SOS por choque térmico combinado y suministro de etanol en la fase de crecimiento logarítmico medio de las células. Los lisados HS30 resultantes están enriquecidos en chaperonas y se pueden utilizar en mezclas con lisados S30 para mejorar el plegado MP22. La expresión de FQ en los lisados de E. coli se opera como un proceso acoplado de transcripción/traducción con plantillas de ADN que contienen promotores controlados por la ARN polimerasa T7 (T7RNAP). La enzima se puede producir eficientemente en células estelares BL21 (DE3) que transportan el plásmido pAR121929.

Dos copias de MSP1E3D1 se ensamblan en un nanodisco con un diámetro de 10-12 nm, pero el protocolo descrito a continuación también puede funcionar para otros derivados de MSP. Sin embargo, los nanodiscos más grandes que los formados con MSP1E3D1 tienden a ser menos estables, mientras que los nanodiscos más pequeños formados con derivados de MSP como MSP1 pueden no acomodar MPs más grandes o complejos MP. Los nanodiscos MSP1E3D1 se pueden ensamblar in vitro con una gran variedad de diferentes lípidos o mezclas de lípidos. Los nanodiscos preformados suelen ser estables durante > 1 año a -80 °C, mientras que la estabilidad puede variar para diferentes componentes lipídicos. Para la detección de los efectos lipídicos sobre el plegamiento y la estabilidad de un MP, es necesario preparar un conjunto completo de nanodiscos ensamblados con una variedad representativa de mezclas de lípidos / lípidos. Los siguientes lípidos pueden dar una buena selección inicial: 1,2-Dimyristoyl-sn-glycero-3-phospho-(1'-rac-glycerol) (DMPG), 1,2-dimyristoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DMPC), 1,2 dioleoyl-sn-glycero-3-phospho-rac-(1-glycerol) (DOPG), 1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DOPC), 1-palmitoil-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-(1'-rac-glycerol) (POPG) y 1-palmitoil-2-oleoil-glycero-3-phosphocholine (POPC).

Se describe un protocolo para la preparación de una reacción CECF de 3 ml. Es posible escalar más arriba o hacia abajo en una proporción de 1: 1. Para la configuración CECF de dos compartimentos, se debe preparar un RM que contenga todos los compuestos y un FM que contenga solo los compuestos de bajo peso molecular. Los dispositivos comerciales de diálisis de 3 ml con MWCO de 10-14 kDa se pueden usar como contenedores RM, que luego se colocan en recipientes de plexiglás hechos a medida que contienen el FM (Figura 1D)30. La relación de RM:FM es de 1:20, por lo que se deben preparar 60 mL de FM para 3 mL RM. La calidad, concentración o tipo de varios componentes pueden ser críticos para el rendimiento final y/o la calidad del MP sintetizado (Tabla 1). Las plantillas de ADN deben prepararse de acuerdo con las directrices publicadas y la optimización del codón del marco de lectura del objetivo puede mejorar significativamente el rendimiento del producto26. Para la reacción CECF a escala preparativa, se describe un protocolo establecido para la producción de PR. Para establecer protocolos de expresión para nuevos MPs, suele ser necesario realizar cribados de optimización de determinados compuestos (Tabla 1) para mejorar el rendimiento y la calidad. Para los iones Mg2+ , existe una concentración óptima bien enfocada que con frecuencia muestra una variación significativa para diferentes plantillas de ADN. Otros compuestos de reacción de CF, como los nuevos lotes de lisados T7RNAP o S30, pueden cambiar aún más la concentración óptima de Mg2+ . Como ejemplo, se describe una pantalla típica de Mg 2+ dentro del rango de concentración de14-24 mM y en pasos de 2 mM. Cada concentración se examina por duplicados y en reacciones CECF a escala analítica. Como contenedor de reacción CECF, los contenedores de plexiglás Mini-CECF30 hechos a medida que contienen el RM se utilizan en combinación con microplacas estándar de 24 pocillos que contienen el FM (Figura 1B). Alternativamente, se pueden usar cartuchos de diálisis comerciales en combinación con microplacas de pocillos de 96 profundidades u otros dispositivos dializadores comerciales en configuraciones apropiadas (Figura 1C).

Protocolo

1. Preparación del lisado S30

  1. Día 1: Extraer las células de las reservas de glicerol en una placa de agar LB e incubar a 37 °C durante la noche.
  2. Día 2: Inocular 200 mL de medio LB con las células de la placa de agar e incubar a 37 °C durante 12-14 h.
  3. Día 3: Inocular 10 L de medio YPTG estéril (10 g/L de extracto de levadura, 16 g/L triptona, 5 g/L de NaCl, 19,8 g/L de glucosa, 4,4 mM KH 2 PO 4, 8 mM K2HPO4) templado a 37 °C en un reactor de tanque agitado de 15 L con 100 mL de precultivo (1:100). Cultivar a 37 °C, 500 rpm y alta aireación (~ 3 volúmenes de aire por minuto). Para evitar la formación excesiva de espuma, agregue antiespumante estéril.
  4. Mida la densidad óptica (OD) a 600 nm en intervalos de tiempo regulares. Después de aproximadamente 2 h, el cultivo entrará en la fase logarítmica.
  5. Modificación para el lisado HS30: Cuando las células estén en la fase logarítmica media (OD600 ≈ 3.6-4.2) agregue 300 ml de etanol al medio de cultivo y proceda al cultivo a 42 °C, 500 rpm y alta aireación (aproximadamente 3 volúmenes de aire por minuto) durante otros 45 minutos. A continuación, proceda con el enfriamiento y la recolección del cultivo celular como se describe en el paso 1.6. Para la producción de lisado S30 estándar, omita este paso y continúe con el paso 1.6.
  6. Cuando las células estén en la fase logarítmica media (OD600 ≈ 3.6-4.2), enfriar el fermentador por debajo de 20 °C en < 30 min. El OD600 final debe estar alrededor de 4.5-5.5. Cosechar las células a 4.500 x g durante 20 min a 4 °C y desechar el sobrenadante. Mantener las celdas a 4 °C durante los siguientes pasos.
    NOTA: Durante el enfriamiento, puede producirse una formación excesiva de espuma. En este caso, agregue antiespumante o reduzca la velocidad de agitación y / o disminuya la corriente de aire en el biorreactor.
  7. Suspender las células completamente en 300 ml de tampón S30-A (10 mM Tris-HCl, pH 8.2, 14 mM Mg(OAc)2, 60 mM KCl, 6 mM 2-mercaptoetanol) usando una espátula seguida de pipeteo de la suspensión hacia arriba y hacia abajo hasta la homogeneidad. Centrifugar a 8.000 x g durante 10 min a 4 °C. Repita este paso dos veces.
    PRECAUCIÓN: El 2-mercaptoetanol es tóxico. Evite el contacto con la piel o las vías respiratorias. Si es posible, trabaje bajo una capucha. Pese el vaso de precipitados de la centrífuga vacío antes del último paso de lavado. Después de la centrifugación, pesar el pellet de celda húmeda y continuar con el paso 1.8 o almacenar el pellet hasta su uso posterior.
    NOTA: El peso del pellet de células húmedas es de 5-7 g por 1 L de cultivo de biorreactor. En este punto, el protocolo puede detenerse y el pellet puede congelarse en nitrógeno líquido y almacenarse a -80 ° C durante 4-8 semanas.
  8. Suspender completamente las células en 1,1 volúmenes (1 g = 1 ml) de tampón S30-B (10 mM Tris-HCl, pH 8,2, 14 mM Mg(OAc)2, 60 mM KOAc, 1 mM DTT, 1 comprimido de inhibidor de la proteasa cOmplete). Llene la suspensión en una celda de presión de prensa francesa preenfriada e interrumpa las celdas a 1,000 psig. Pase las celdas a través de la prensa francesa una vez.
  9. Centrifugar el lisado a 30.000 x g durante 30 min a 4 °C. Transfiera el sobrenadante a un tubo nuevo y repita el paso de centrifugación.
    NOTA: Una capa suelta y viscosa puede estar presente en la parte superior del pellet después de la primera centrifugación, que no debe transferirse con el sobrenadante.
  10. Aplique un paso alto en sal y calor para eliminar los componentes inestables del lisado y liberar el ARNm de los ribosomas. Ajustar el lisado a 0,4 M NaCl e incubar a 42 °C durante 45 minutos en un baño maría.
    NOTA: Este paso causará una formación significativa de precipitados. Voltee o invierta el tubo durante la incubación de vez en cuando.
  11. Transfiera la suspensión turbia (generalmente 50-80 ml) a tubos de diálisis con un corte de 10-14 kDa y dialice contra tampón S30-C de 5 L (10 mM Tris-HCl, pH 8.2, 14 mM Mg(OAc)2, 60 mM KOAc, 0.5 mM DTT). Cambie el tampón de diálisis S30-C después de 2-3 h y dialice durante otras 12-14 h.
  12. Día 4: Transfiera la suspensión dializada a tubos de centrífuga y centrifuga a 30.000 x g durante 30 min a 4 °C. Transfiera el sobrenadante (lisado S30) en tubos frescos de 50 ml y mezcle suavemente. La concentración proteica del lisado debe ser de aproximadamente 30-40 mg/ml. Alícuotas por congelación por choque (por ejemplo, 0,5 ml, 1 ml) en nitrógeno líquido y almacenar a -80 °C. Las alícuotas son estables durante > 1 año.

2. Expresión y purificación de la ARN polimerasa T7

  1. Día 1: Inocular 200 ml de medio LB que contenga 100 μg/ml de ampicilina con células BL21(DE3) Star x pAR1219 recién chapadas e incubar a 37 °C y 180 rpm durante 12-16 h.
  2. Día 2: Inocular 1 L de caldo terrífero (12 g/L de triptona, 24 g/L de extracto de levadura, 4 mL/L de glicerol) en un matraz deflector de 2 L con 10 mL de precultivo e incubar a 37 °C y agitación a 180 rpm. El OD600 inicial debe estar alrededor de 0,1.
  3. Cuando el OD600 alcance 0.6-0.9, agregue IPTG a una concentración final de 1 mM para inducir la expresión de T7RNAP y continúe el cultivo durante otras 5 h.
  4. Cosechar células por centrifugación a 4.500 x g durante 20 min a 4 °C. Congelar las células en nitrógeno líquido y almacenar a -80 °C.
    NOTA: El protocolo puede estar en pausa aquí.
  5. Día 3: Agregue 30 ml de tampón de suspensión helada (30 mM Tris-HCl, pH 8.0 con una tableta de inhibidor de proteasa cOmplete) al pellet de celda congelada y descongele el pellet en un baño de agua a temperatura ambiente. Luego, suspende el pellet pipeteando hacia arriba y hacia abajo hasta la homogeneidad.
  6. Realice la interrupción celular utilizando una prensa francesa como se describe en la sección anterior o use un dispositivo de sonicación de acuerdo con las recomendaciones del fabricante. Posteriormente, centrifugar a 20.000 x g durante 30 min a 4 °C y transferir sobrenadante a un tubo nuevo.
  7. Para precipitar el ADN genómico, agregue sulfato de estreptomicina lentamente y bajo agitación suave al sobrenadante hasta que se alcance una concentración final del 3% (p/v). Incubar a 4 °C durante 5-10 min bajo agitación suave. Centrifugar a 20.000 x g durante 30 min a 4 °C.
  8. Filtrar el sobrenadante con un filtro de 0,45 μm y cargarlo en una columna Q-Sepharose con un volumen de columna (CV) de 40 mL equilibrado con tampón de equilibrio de 2 CV (30 mM Tris-HCl, pH 8,0, 10 mM EDTA, 50 mM NaCl, 5% glicerol y 10 mM 2-mercaptoetanol) utilizando una bomba peristáltica a un caudal de 4 mL/min. Luego, conecte la columna a un detector UV y continúe la elución con tampón de equilibrio hasta que la señal UV a 280 nm alcance una línea de base estable.
  9. Eluto T7RNAP con un gradiente de 50 mM a 500 mM NaCl por CV a un caudal de 3 mL/min. Recoja fracciones de 1 ml y prepare muestras para el análisis SDS-PAGE mezclando 10 μL de cada fracción con 2 x tampón de muestra SDS. Ejecute SDS-PAGE y tiñe el gel con Coomassie Blue R. T7RNAP debe aparecer como una banda prominente a aproximadamente 90 kDa junto con numerosas bandas adicionales de impurezas.
  10. Agrupar fracciones que contienen T7RNAP y dializar utilizando membranas con un MWCO de 12-14 kDa durante 12-16 h en tampón de diálisis (10 mM K 2 HPO 4/KH2PO4, pH 8.0, 10 mM NaCl, 0.5 mM EDTA, 1 mM DTT, 5% (p/v) glicerol).
  11. Día 4: Recolectar la solución de T7RNAP y concentrar utilizando unidades de filtro con 12-14 MWCO hasta una concentración final de 3-10 mg / ml. T7RNAP puede comenzar a precipitar durante la concentración. Detenga la concentración instantáneamente tan pronto como se produzca turbidez en la muestra. Agregue glicerol a una concentración final de 50% (p/v) y mezcle suavemente. Congelar por choque 0,5-1 ml de alícuotas y almacenar a -80 °C. Las alícuotas T7RNAP de trabajo pueden almacenarse a -20 °C.
    NOTA: Se deben obtener aproximadamente 20-40 ml de T7RNAP parcialmente purificado de 5 mg / ml con 20,000-40,000 unidades de una fermentación de 1 L. Para probar la cantidad óptima de cada lote de T7RNAP, se deben realizar reacciones de expresión de FQ de proteína verde fluorescente (GFP) que contenga 0,02 mg/mL-0,1 mg/ml de la muestra preparada de T7RNAP.

3. Expresión y purificación de MSP1E3D1

  1. Día 1: Transforme las células estrella BL21 (DE3) de E. coli con el vector 31 pET28(a)-MSP1E3D1 utilizando protocolos estándar de transformación de choque térmico o electroporación. Rayar o placar células transformadas en agar LB que contiene 30 μg/ml de kanamicina e incubar a 37 °C durante 12-16 h.
  2. Día 2: Inocular 200 mL de medio LB suplementado con 0,5% (p/v) de glucosa y 30 μg/ml de kanamicina con una sola colonia recogida de la placa de agar e incubar a 37 °C a 180 rpm durante 12-16 h.
  3. Día 3: Inocular 10 L LB medio suplementado con 0,5% (p/v) de glucosa y 30 μg/mL de kanamicina con 100 mL del precultivo en un biorreactor de tanque agitado. Realizar fermentación a 37 °C, 500 rpm y aireación de aproximadamente 3 volúmenes de biorreactores por minuto. En el caso de espuma excesiva, agregue antiespumante.
    NOTA: Se pueden usar matraces de agitación desconcertados en lugar de un fermentador.
  4. A OD600 de 6.5-7.5, añadir IPTG a una concentración final de 1 mM y continuar la incubación a 37 °C durante 1 h. Cosechar células por centrifugación a 4.500 x g durante 20 min a 4 °C. Lavar los gránulos de celda con 200 ml de NaCl al 0,9% (p/v) y centrifugar de nuevo a 8.000 x g durante 10 min a 4 °C. Deseche el sobrenadante y transfiera las células a tubos de 50 ml con una espátula. El peso esperado del pellet húmedo es de 8-12 g por L de cultivo de biorreactor. Congelar los gránulos de células de choque en nitrógeno líquido y almacenar a -80 °C hasta su posterior uso.
    NOTA: El protocolo se puede pausar aquí.
  5. Día 4: Para la purificación, descongele los gránulos de células en un baño de agua en RT. Suspenda las células en tampón MSP-A (40 mM Tris-HCl, pH 8.0, 300 mM NaCl, 1% (p/v) Triton X-100, 1 tableta de cóctel de inhibidor de proteasa c0mplete por suspensión celular de 50 ml) para obtener una suspensión celular del 30-40% (p/v).
  6. Interrumpir las células mediante sonicación o utilizando una prensa francesa y centrifugar a 30.000 x g durante 30 min a 4 °C. Transfiera el sobrenadante a un tubo nuevo y filtre a través de un filtro de 0,45 μm. Aplicar el filtrado sobre una columna de ácido nitrilotriacético cargada con Ni2+ (CV > 15 mL) equilibrada con 5 CV de tampón MSP-B (40 mM Tris-HCl, pH 8.0, 300 mM NaCl, 1% (p/v) Triton X-100) mediante el uso de una bomba peristáltica.
    NOTA: Para facilitar la filtración, el sobrenadante se puede sonicar durante otro minuto para descomponer grandes fragmentos de ADN.
  7. Después de cargar la muestra, lavar la columna con 5 CV MSP-B, 5 CV MSP-C (40 mM Tris-HCl, pH 8.9, 300 mM NaCl, 50 mM ácido cólico), 5 CV MSP-D (40 mM Tris-HCl, pH 8.9, 300 mM NaCl), 5 CV MSP-E (40 mM Tris-HCl, pH 8.0, 300 mM NaCl) y 5 CV MSP-F (40 mM Tris-HCl, pH 8.0, 300 mM NaCl, 50 mM imidazol).
    NOTA: El ácido cólico en el tampón MSP-C es importante para eliminar los lípidos unidos a MSP. El ácido cólico no es completamente soluble a valores de pH bajos. Por lo tanto, el valor de pH debe ajustarse a 8.9 en MSP-C y MSP-D. Es importante lavar la columna con tampón MSP-D, ya que un pH más bajo puede causar que el ácido cólico residual precipite y bloquee o dañe la columna.
  8. Eluto MSP con MSP-G (40 mM Tris-HCl, pH 8.0, 300 mM NaCl, 300 mM imidazol). Recoja fracciones de 1 ml y monitoree la absorción UV a 280 nm. Recolectar y agrupar las fracciones del pico de elución.
  9. Transfiera fracciones de MSP agrupadas a tubos de membrana de diálisis MWCO de 12-14 kDa y dialice contra 5 L de MSP-H (40 mM Tris-HCl, pH 8.0, 300 mM NaCl, 10% (p/v) glicerol) durante 2-3 h a 4 °C. Cambiar a tampón MSP-H fresco de 5 L y dializar durante otras 12-16 h a 4 °C.
  10. Día 5: Transfiera la solución MSP a tubos de centrífuga y centrifuga a 18.000 x g durante 30 min a 4 °C para eliminar el precipitado. Transfiera el sobrenadante a un tubo nuevo y concentre a 200-800 μM utilizando dispositivos de ultrafiltración con 12-14 kDa MWCO a 4 °C. Mida la concentración utilizando un dispositivo de medición UV/VIS. Utilice el coeficiente de extinción de 27,31 M-1 cm-1 y la masa molecular de 31,96 kDa para el cálculo de la concentración.
    NOTA: La expresión en un biorreactor generalmente produce 15-30 mg de MSP1E3D1 por cultivo L.
  11. Alícuotas de choque y congelación de la solución concentrada de MSP en nitrógeno líquido y conservar a -80 °C.

4. Montaje de nanodiscos MSP1E3D1

  1. Día 1: Preparar 1-2 ml de 50 mM de reservas de lípidos (DMPG, DOPG, POPG DMPC, DOPC o POPC) en 100 mM de colilato de sodio. Conservar a -20 °C si no se utiliza el mismo día.
    NOTA: La solución lipídica debe ser transparente. Si la solución no es clara, la concentración de colato de sodio puede aumentarse a 150 mM.
  2. Mezclar la solución MSP1E3D1 con la solución lipídica. Añadir dodecil fosfocolina (CPD) a una concentración final de 0,1% (p/v). Las reacciones de ensamblaje pueden ajustarse a volúmenes finales de 3 ml (Tabla 2) o 12 ml correspondientes a volúmenes típicos de casetes de diálisis (10 kDa MWCO). Incubar las reacciones de montaje durante 1 h a 21 °C bajo agitación suave.
    NOTA: Para cada lípido, se debe utilizar una relación específica MSP1E3D1:lípido para garantizar una preparación homogénea del nanodisco (Tabla 2). Para nuevos lípidos o mezclas de lípidos, la relación óptima debe determinarse con un experimento piloto y un análisis de cromatografía de exclusión de tamaño14.
  3. Prehumedezca la membrana de un casete de diálisis con tampón de formación de disco (DF) (10 mM Tris-HCl, pH 8.0, 100 mM NaCl). Transfiera la mezcla de ensamblaje al casete de diálisis con una jeringa. Las posibles burbujas de aire se pueden eliminar por aspiración con la jeringa.
  4. Días 1-4: Dializar contra tampón DF de 3 x 5 L durante 10-20 h a RT bajo agitación utilizando una barra de agitación. A continuación, transfiera la mezcla de ensamblaje del casete de diálisis a unidades de filtro centrífugas con MWCO de 10 kDa equilibrado con tampón DF. Concentrado a 4.000 x g a 4 °C.
    NOTA: Una mezcla de diálisis turbia podría indicar una relación estequiométrica incorrecta de MSP:lípido. El precipitado debe eliminarse a 18.000 g durante 20 min a 4 °C antes de la concentración de la muestra. Para evitar la precipitación durante la concentración de la muestra, utilice unidades de ultrafiltración con un punto muerto grande.
  5. Concentrar los nanodiscos ensamblados a una concentración de al menos 300 μM. Mida la concentración utilizando un lector UV/VIS. Considere que un nanodisco está formado por dos moléculas MSP1E3D1 y, por lo tanto, la concentración de MSP debe dividirse por 2 para determinar la cantidad correcta de nanodiscos.
    NOTA: La configuración descrita (Tabla 2) producirá 0.6-1 ml de una solución de nanodisco de 300 μM.
  6. Centrifugar la preparación concentrada de nanodiscos a 18.000 x g durante 20 min a 4 °C para eliminar el precipitado. A continuación, aspirar el sobrenadante y congelar 50 μL de alícuotas en nitrógeno líquido y almacenar a -80 °C.
    NOTA: Es aconsejable evaluar el éxito de la formación de nanodiscos mediante cromatografía de exclusión de tamaño. La muestra debe ser monodispersa y debe contener sólo una baja cantidad de agregados. Los agregados indican que la cantidad de lípidos en la configuración es demasiado alta. Como referencia, se puede utilizar MSP1E3D1 purificado. Si la preparación del nanodisco muestra un pico a la altura del pico MSP1E3D1 de referencia, la relación lípido / MSP1E3D1 elegida fue demasiado baja.

5. Configuración de la reacción CECF de 3 ml de escala preparativa

  1. Día 1: Preparar todas las soluciones madre necesarias enumeradas (Tabla 3). Las existencias se almacenan a -20 °C y se descongelan a temperatura ambiente. Asegúrese de mezclar bien todos los caldos después de la descongelación y antes del pipeteo. Calcular los volúmenes requeridos para todas las existencias y hacer un esquema de pipeteo (Tabla 4). Los compuestos de alto peso molecular solo se agregarán al RM. Para los compuestos de bajo peso molecular, se puede preparar una mezcla maestra combinada de 3 x para RM y FM.
    NOTA: Los volúmenes finales de las mezclas de compuestos pueden ser menores que los calculados debido a la pérdida de volumen durante la mezcla. Esto se puede evitar agregando un exceso de volumen de 2-5% para compensar la pérdida de volumen.
  2. Equilibrar la membrana de un casete de diálisis de 3 mL en 100 mM de Tris-acetato, pH 8.0. Asegúrese de eliminar el exceso de búfer.
  3. Usar una jeringa para transferir el RM al casete de diálisis. Elimine el exceso de aire en el compartimento RM por aspiración con la jeringa. Coloque el casete de diálisis en la cámara de diálisis.
  4. Llene la cámara de diálisis con 60 ml de FM. Coloque la tapa en la cámara y apriete los tornillos para fijarla. Incubar la cámara durante 12-16 h a 30 °C a 200 rpm.
    NOTA: Asegúrese de que la cámara permanezca en posición vertical durante la agitación, de lo contrario se obstaculizará el intercambio de compuestos de bajo peso molecular.
  5. Día 2: Con una jeringa, aspire el RM de la cámara de diálisis. Transfiera el RM a tubos nuevos y centrifugar a 16.000 x g a 4 °C durante 10 min para eliminar el precipitado. Transfiera el sobrenadante a tubos nuevos. La proteína en el sobrenadante ahora se puede analizar más a fondo.
    NOTA: En algunos casos, un pellet estará presente después de la centrifugación. Esto puede proporcionar información importante sobre la idoneidad de los nanodiscos analizados o los compuestos de reacción para mantener el MP sintetizado soluble. Por lo tanto, es aconsejable analizar la cantidad de objetivo potencialmente presente en el precipitado mediante el uso de SDS-PAGE, Western Blot o mediante una evaluación visual del tamaño del pellet.

6. Configuración de la reacción CECF de 60 μL a escala analítica para el cribado de iones Mg2+

  1. Día 1: Mezcle todos los componentes de la mezcla maestra 3x respectiva y distribuya 60 μL al RM y 825 μL a la FM. Llene FM con H2O y mezcle FM por vórtice. Transfiera FM a 3 pocillos de la microplaca de 24 pozos (Tabla 5).
    NOTA: Dado que el contenedor Mini-CECF personalizado podría no ser accesible, los volúmenes de la Tabla 5 se calculan para una reacción realizada en cartuchos de diálisis (10-14 kDa MWCO, RM: 100 μL) con un volumen de FM de 1,7 ml en placas de 96 pozos profundos (2 ml) (Figura 1).
  2. Corte tubos de diálisis de celulosa regenerada con un MWCO de 10-14 kDa en piezas de aproximadamente 25 x 20 mm y guárdelos enH2Ocon azida sódica al 0,05% (p/v).
    PRECAUCIÓN: La azida de sodio es muy tóxica. Evite cualquier contacto con la piel o la membrana mucosa. No utilice recipientes metálicos ya que la azida de sodio puede reaccionar con los metales para formar azidas metálicas explosivas.
  3. Antes del montaje del envase Mini-CECF, retire el exceso deH2Ode las membranas de diálisis con un pañuelo de papel. Coloque una pieza de membrana en cada recipiente y fije las membranas con un anillo de politetrafluoretileno.
  4. Transfiera el contenedor Mini-CECF a los pocillos de una placa de 24 pocillos con 825 μL de FM. Evite las burbujas de aire debajo de la membrana de diálisis del contenedor Mini-CECF.
  5. Agregue componentes de alto peso molecular al RM como se describe (Tabla 5) y mezcle pipeteando hacia arriba y hacia abajo. Añadir 60 μL al recipiente de reacción. Evite las burbujas de aire durante la transferencia de la solución viscosa.
  6. Corte 2 láminas de 8 x 10 cm de una película termoplástica de sellado y envuélvalas alrededor de la placa de 24 pocillos con los recipientes de reacción dentro. Esto reducirá la evaporación de la mezcla de reacción. Ahora coloque la tapa de la placa de cultivo celular en la placa y fíjela con cinta adhesiva. Incubar la placa a 30 °C y agitación a 200 rpm durante 12-16 h.
  7. Día 2: Cosechar la mezcla de reacción perforando a través de la membrana de diálisis con la punta de pipeta en el recipiente Mini-CECF y aspirar el RM. Transfiera RM a tubos nuevos y centrifugar a 16,000 x g a 4 °C durante 10 min para eliminar los precipitados. Transfiera el sobrenadante a tubos nuevos. La proteína en el sobrenadante ahora se puede analizar más a fondo.
    NOTA: En algunos casos, después de la centrifugación un pellet estará presente. Esto puede proporcionar información importante sobre la idoneidad de los nanodiscos analizados u otros compuestos de reacción para mantener el MP sintetizado soluble. Por lo tanto, es aconsejable analizar la cantidad de objetivo potencialmente presente en el precipitado mediante SDS-PAGE, Western Blot o evaluación visual del tamaño del pellet.

Resultados

Se ejemplifica el impacto de los compuestos de reacción de ajuste fino en el rendimiento final o la calidad de los MP sintetizados. Un enfoque de rutina frecuente es ajustar la concentración óptima de Mg2+ en las reacciones de FQ mediante la expresión de proteína fluorescente verde (GFP) como un monitor conveniente de la eficiencia del sistema. Como ejemplo, GFP se sintetizó a partir de un vector pET-21a(+) a concentraciones de Mg 2+ entre 14 y24 mM (Figura 2). El...

Discusión

Se describen la configuración y las estrategias para optimizar la expresión de CF y la inserción co-traduccional de MP funcionales en nanodiscos. El equipo requerido comprende un biorreactor, un dispositivo de prensa francés o similar, un lector UV / VIS y fluorescencia, recipientes de reacción CF adecuados para una configuración de dos compartimentos y una incubadora de temperatura controlada. Otros equipos estándar son centrífugas para cosechar células de E. coli, así como centrífugas de mesa que al...

Divulgaciones

Los autores no tienen nada que revelar.

Agradecimientos

Nos gustaría agradecer a la subvención BE1911/8-1 de Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG), al proyecto GLUE de LOEWE y al centro de investigación colaborativa Transport and Communication across Membranes (SFB807) por su apoyo financiero.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
1,2-dimyristoyl-sn-glycero-3-phospho-(1'-rac-glycerol) (sodium salt) (DMPG)Avanti Polar Lipids (USA)840445P
1,2-dimyristoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (DMPC)Avanti Polar Lipids (USA)850345C
1,2-dioleoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (sodium salt) (DOPC)Avanti Polar Lipids (USA)850375C
1,2 dioleoyl-sn-glycero-3-phospho-rac-(1-glycerol) (sodium salt) (DOPG)Avanti Polar Lipids (USA)840475C
1-palmitoyl-2-oleoyl-glycero-3-phosphocholine (POPC)Avanti Polar Lipids (USA)850457C
1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phospho-(1'-rac-glycerol) (sodium salt) (POPG)Avanti Polar Lipids (USA)840034C
2-Amino-2-(hydroxymethyl)-propan-1,3-diol (Tris)Carl Roth (Germany)4855
2-MercaptoethanolCarl Roth (Germany)4227
2-PropanolCarl Roth (Germany)9781
[3H]-dihydroalprenolol HydrochlorideAmerican Radiolabeled Chemicals (USA)ART0134
Acetyl phosphate lithium potassium salt (ACP)Merck (Germany)1409
Adenosine 5’-triphosphate (ATP)Sigma Aldrich (Germany)A9251
Alprenolol hydrochlorideMerck (Germany)A0360000
Anion exchange chromatography column material: Q-sepharose®Sigma-Aldrich (Germany)Q1126
Autoclave Type GE 446EC-1Gettinge (Germany)
Bioreactor Type 884 124/1B.Braun (Germany)
CentrifugeSorvall RC12BP+; Thermo Scientific (Germany); Sorvall RC-5C; Thermo Scientific (Germany); Mikro 22 R; Hettich (Germany)
Cholic acidCarl Roth (Germany)8137
Coomassie Brilliant Blue R250Carl Roth (Germany)3862
Culture flasks 500 ml baffled flasks, 2 l baffled flasksSchott Duran (Germany)
Cytidine 5'-triphosphate disodium saltSigma-Aldrich (Germany)C1506
D-glucose monohydrateCarl Roth (Germany)6780
Di-potassiumhydrogen phosphate trihydrateCarl Roth (Germany)6878
Dialysis tubing SpectrumTM Labs Spectra/PorTM 12-14 kD MWCO Standard RC tubingFisher Scientific (Germany)8700152
DithiothreitCarl Roth (Germany)6908
EthanolCarl Roth (Germany)K928
Folinic acid calcium salt hydrateSigma-Aldrich (Germany)47612
French pressure cell disruptorSLM; Amico Instruments (USA)
GlycerolCarl Roth (Germany)3783
Guanosine 5'-triphosphate di-sodium salt (GTP)Sigma-Aldrich (Germany)G8877
Hydrochloric AcidCarl Roth (Germany)K025
IMAC column: HiTrap IMAC HP 5 mLGE Life Sciences (Germany)GE17-5248
ImidazoleCarl Roth (Germany)3899
Isopropyl-β-D-thiogalactopyranosid (IPTG)Carl Roth (Germany)2316
KanamycinCarl Roth (Germany)T832
L-AlanineCarl Roth (Germany)3076.1
L-ArginineCarl Roth (Germany)6908
L-AsparagineCarl Roth (Germany)HN23
L-Aspartic AcidCarl Roth (Germany)T202
L-CysteineCarl Roth (Germany)T203
L-Glutamic AcidCarl Roth (Germany)3774
L-GlutamineCarl Roth (Germany)3772
L-GlycineCarl Roth (Germany)3187
L-HistidineCarl Roth (Germany)3852
L-IsoleucineCarl Roth (Germany)3922
L-LeucineCarl Roth (Germany)1699
L-LysineCarl Roth (Germany)4207
L-MethionineCarl Roth (Germany)9359
L-ProlineCarl Roth (Germany)1713
L-PhenylalanineCarl Roth (Germany)1709
L-SerineCarl Roth (Germany)4682
L-ThreonineCarl Roth (Germany)1738
L-TryptophaneCarl Roth (Germany)7700
L-TyrosineCarl Roth (Germany)T207
MD100 dialysis unitsScienova (Germany)40077
N-2-Hydroxyethylpiperazine-N'-2-ethansulfonic acid (HEPES)Carl Roth (Germany)6763
n-dodecylphosphocholineAntrace (USA)F308S
PAGE chamber: Mini-Protean Tetra CellBiorad (Germany)
PAGE gel casting system: Mini Protean Handcast systemsBiorad (Germany)
PAGE gel power supply: Power Pac 3000Biorad (Germany)
Tryptone/peptone from caseineCarl Roth (Germany)6681
Peristaltic pump: ip-12Ismatec (Germany)
Phosphoenol pyruvate monopotassium saltSigma Aldrich (Germany)860077
Potassium dihydrogen phosphateCarl Roth (Germany)P018
Potassium acetateCarl Roth (Germany)4986
Potassium chlorideCarl Roth (Germany)6781
Pyruvate KinaseRoche (Germany)10109045001
Scintillation counter: Hidex 300 SLHidex (Finland)
SDS pelletsCarl Roth (Germany)8029
Sodium azideSigma-Aldrich (Germany)K305
Sodium chlorideCarl Roth (Germany)P029
Spectrophotometer NanodropPeqlab (Germany)
Spectrophotometer/fluorescence reader Spark®Tecan (Switzerland)
tRNA (E. coli)Roche (Germany)10109550001
Ultra sonificatorLabsonic U, B. Braun (Germany)
Uridine 5’-triphosphate tri-sodium salt (UTP)Sigma-Aldrich (Germany)U6625
Y-30 antifoamSigma-Aldrich (Germany)A6457
Yeast extractCarl Roth (Germany)2904

Referencias

  1. Pandey, A., Shin, K., Patterson, R. E., Liu, X. Q., Rainey, J. K. Current strategies for protein production and purification enabling membrane protein structural biology. Biochemistry and Cell Biology. 94 (6), 507-527 (2016).
  2. Ritchie, T. K., et al. Reconstitution of membrane proteins in phospholipid bilayer nanodiscs. Methods in Enzymology. 464 (09), 211-231 (2009).
  3. Frauenfeld, J., et al. A novel lipoprotein nanoparticle system for membrane proteins. Nature Methods. 13 (4), 345-351 (2016).
  4. Yang, Z., et al. Membrane protein stability can be compromised by detergent interactions with the extramembranous soluble domains. Protein Science. 23 (6), 769-789 (2014).
  5. Seddon, A. M., Curnow, P., Booth, P. J. Membrane proteins, lipids and detergents: not just a soap opera. Biochimica et Biophysica Acta. 1666 (1-2), 105-117 (2004).
  6. Junge, F., et al. Advances in cell-free protein synthesis for the functional and structural analysis of membrane proteins. New Biotechnology. 28 (3), (2011).
  7. Smolskaya, S., Logashina, Y. A., Andreev, Y. A. Escherichia coli extract-based cell-free expression system as an alternative for difficult-to-obtain protein biosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 21 (928), 1-21 (2020).
  8. Bayburt, T. H., Grinkova, Y. V., Sligar, S. G. Self-assembly of discoidal phospholipid bilayer nanoparticles with membrane scaffold proteins. Nano Letters. 2 (8), 853-856 (2002).
  9. Katzen, F., Peterson, T. C., Kudlicki, W. Membrane protein expression: no cells required. Trends in Biotechnology. 27 (8), 455-460 (2009).
  10. Roos, C., et al. Characterization of co-translationally formed nanodisc complexes with small multidrug transporters, proteorhodopsin and with the E. coli MraY translocase. Biochimica et Biophysica Acta-Biomembranes. 1818 (12), 3098-3106 (2012).
  11. Cappuccio, J. A., et al. Cell-free co-expression of functional membrane proteins and apolipoprotein, forming soluble nanolipoprotein particles. Molecular and Cellular Proteomics. 7 (11), 2246-2253 (2008).
  12. Patriarchi, T., et al. Nanodelivery of a functional membrane receptor to manipulate cellular phenotype. Scientific Reports. 8 (1), 1-11 (2018).
  13. Shelby, M. L., He, W., Dang, A. T., Kuhl, T. L., Coleman, M. A. Cell-free co-translational approaches for producing mammalian receptors: expanding the cell-free expression toolbox using nanolipoproteins. Frontiers in Pharmacology. 10 (744), 1-12 (2019).
  14. Rues, R. B., Dötsch, V., Bernhard, F. Co-translational formation and pharmacological characterization of beta1-adrenergic receptor/nanodisc complexes with different lipid environments. Biochimica et Biophysica Acta-Biomembranes. 1858 (6), 1306-1316 (2016).
  15. Henrich, E., et al. Analyzing native membrane protein assembly in nanodiscs by combined non-covalent mass spectrometry and synthetic biology. eLife. 6, 1-19 (2017).
  16. Harris, N. J., Pellowe, G. A., Booth, P. J. Cell-free expression tools to study co-translational folding of alpha helical membrane transporters. Scientific Reports. 10 (1), 1-13 (2020).
  17. Henrich, E., et al. Lipid requirements for the enzymatic activity of MraY translocases and in vitro reconstitution of the lipid II synthesis pathway. Journal of Biological Chemistry. 291 (5), 2535-2546 (2016).
  18. Peetz, O., et al. Insights into co-translational membrane protein insertion by combined LILBID-mass spectrometry and NMR spectroscopy. Analytical Chemistry. 89 (22), 12314-12318 (2017).
  19. Kigawa, T., et al. Preparation of Escherichia coli cell extract for highly productive cell-free protein expression. Journal of Structural and Functional Genomics. 5 (1-2), 63-68 (2004).
  20. Schwarz, D., et al. Preparative scale expression of membrane proteins in Escherichia coli-based continuous exchange cell-free systems. Nature Protocols. 2 (11), 2945-2957 (2007).
  21. Yang, J. P., Cirico, T., Katzen, F., Peterson, T. C., Kudlicki, W. Cell-free synthesis of a functional G protein-coupled receptor complexed with nanometer scale bilayer discs. BMC Biotechnology. 11 (57), (2011).
  22. Rues, R. B., Dong, F., Dötsch, V., Bernhard, F. Systematic optimization of cell-free synthesized human endothelin B receptor folding. Methods. 147 (1), 73-83 (2018).
  23. Keller, T., Gorboulev, V., Mueller, T. D., Dötsch, V., Bernhard, F., Koepsell, H. Rat organic cation transporter 1 contains three binding sites for substrate 1-methyl-4-phenylpyridinium per monomer. Molecular Pharmacology. 95 (2), 169-182 (2019).
  24. Matthies, D., et al. Cell-free expression and assembly of ATP synthase. Journal of Molecular Biology. 413 (3), 593-603 (2011).
  25. Schwarz, D., Daley, D., Beckhaus, T., Dötsch, V., Bernhard, F. Cell-free expression profiling of E. coli inner membrane proteins. Proteomics. 10 (9), 1762-1779 (2010).
  26. Haberstock, S., et al. A systematic approach to increase the efficiency of membrane protein production in cell-free expression systems. Protein Expression and Purification. 82, 308-316 (2012).
  27. Falkinham, J. O., Clark, A. J. Genetic analysis of a double male strain of Escherichia coli K12. Genetics. 78 (2), 633-644 (1974).
  28. Foshag, D., et al. The E. coli S30 lysate proteome: A prototype for cell-free protein production. New Biotechnology. 40, 245-260 (2018).
  29. Davanloo, P., Rosenberg, A. H., Dunn, J. J., Studier, F. W. Cloning and expression of the gene for bacteriophage T7 RNA polymerase. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 81 (7), 2035-2039 (1984).
  30. Reckel, S., et al. Strategies for the cell-free expression of membrane proteins. Methods in Molecular Biology. 607, 187-212 (2010).
  31. Denisov, I. G., Baas, B. J., Grinkova, Y. V., Sligar, S. G. Cooperativity in cytochrome P450 3A4: Linkages in substrate binding, spin state, uncoupling, and product formation. Journal of Biological Chemistry. 282 (10), 7066-7076 (2007).
  32. Scholz, O., Thiel, A., Hillen, W., Niederweis, M. Quantitative analysis of gene expression with an improved green fluorescent protein. European Journal of Biochemistry. 267 (6), 1565-1570 (2000).
  33. Henrich, E., et al. From gene to function cell-free electrophysiological and optical analysis of ion pumps in nanodiscs. Biophysical Journal. 113 (6), 1331-1341 (2017).
  34. Shen, H. H., Lithgow, T., Martin, L. L. Reconstitution of membrane proteins into model membranes: Seeking better ways to retain protein activities. International Journal of Molecular Sciences. 14 (1), 1589-1607 (2013).

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

Bioqu micaN mero 165Expresi n in vitrolibre de c lulasL CFsin detergentenanodiscosprote nas de membranareceptores acoplados a prote nas Gproteorhodopsinadise o de membranainserci n de membrana co traduccional

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados