JoVE Logo
Autores
Contáctenos

Iniciar sesión

Se requiere una suscripción a JoVE para ver este contenido. Inicie sesión o comience su prueba gratuita.

En este artículo

  • Resumen
  • Resumen
  • Introducción
  • Protocolo
  • Resultados
  • Discusión
  • Divulgaciones
  • Agradecimientos
  • Materiales
  • Referencias
  • Reimpresiones y Permisos

Resumen

La fluoroscopia dual captura con precisión el movimiento dinámico in vivo de las articulaciones humanas, que se puede visualizar en relación con la anatomía reconstruida (por ejemplo, artroquina). Aquí, se presenta un protocolo detallado para cuantificar la artroquina de cadera durante las actividades de soporte de peso de la vida diaria, incluida la integración de la fluoroscopia dual con la captura de movimiento tradicional de marcadores de piel.

Resumen

Varias patologías de cadera se han atribuido a una morfología anormal con una suposición subyacente de biomecánica aberrante. Sin embargo, las relaciones estructura-función a nivel articular siguen siendo difíciles de cuantificar debido a las dificultades para medir con precisión el movimiento dinámico de las articulaciones. Los errores de artefactos de tejidos blandos inherentes a la captura de movimiento de marcadores ópticos de la piel se ven exacerbados por la profundidad de la articulación de la cadera dentro del cuerpo y la gran masa de tejido blando que rodea la articulación. Por lo tanto, la compleja relación entre la forma ósea y la cinemática de la articulación de la cadera es más difícil de estudiar con precisión que en otras articulaciones. Aquí, se presenta un protocolo que incorpora artrografía por tomografía computarizada (TC), reconstrucción tridimensional (3D) de imágenes volumétricas, fluoroscopia dual y captura de movimiento óptica para medir con precisión el movimiento dinámico de la articulación de la cadera. Se resumen los estudios técnicos y clínicos que han aplicado la fluoroscopia dual para estudiar las relaciones forma-función de la cadera utilizando este protocolo, y se describen los pasos específicos y las consideraciones futuras para la adquisición, el procesamiento y el análisis de datos.

Introducción

El número de procedimientos de artroplastia total de cadera (THA) realizados en adultos de 45 a 64 años que sufren de osteoartritis de cadera (OA) se duplicó con creces entre 2000 y 20101. Sobre la base de los aumentos en los procedimientos de THA de 2000 a 2014, un estudio reciente predijo que el número total de procedimientos anuales puede triplicarse en los próximos veinte años2. Estos grandes aumentos en los procedimientos de THA son alarmantes teniendo en cuenta que los costos actuales del tratamiento superan los $ 18 mil millones anuales solo en los Estados Unidos3.

Se cree que la displasia del desarrollo de la cadera (DDH) y el síndrome de pinzamiento femoroacetabular (FAIS), que describen una cadera con restricciones inferiores o excesivas, respectivamente, son la etiología primaria de la OA de cadera4. La alta prevalencia de estas deformidades estructurales de cadera en individuos sometidos a THA se describió inicialmente hace más de tres décadas5. Aún así, la relación entre la anatomía anormal de la cadera y la osteoartritis no se entiende bien. Un desafío para mejorar la comprensión de trabajo del papel de las deformidades en el desarrollo de la OA de cadera es que la morfología anormal de la cadera es muy común entre los adultos asintomáticos. En particular, los estudios han observado morfología asociada con FAIS de tipo cam en aproximadamente el 35% de la población general6,el 83% de los atletas senior7y más del 95% de los atletas masculinos universitarios8. En otro estudio de atletas universitarias femeninas, el 60% de los participantes tenían evidencia radiográfica de cam FAIS, y el 30% tenía evidencia de DDH9.

Los estudios que demuestran una alta prevalencia de deformidades entre individuos sin dolor de cadera apuntan a la posibilidad de que la morfología comúnmente asociada con FAIS y DDH pueda ser una variante natural que solo se vuelve sintomática bajo ciertas condiciones. Sin embargo, la interacción entre la anatomía de la cadera y la biomecánica de la cadera no se entiende bien. En particular, existen dificultades conocidas para medir el movimiento de la articulación de la cadera utilizando la tecnología tradicional de captura de movimiento óptico. En primer lugar, la articulación es relativamente profunda dentro del cuerpo, de modo que la ubicación del centro de la articulación de la cadera es difícil de identificar y rastrear dinámicamente utilizando la captura de movimiento del marcador óptico de la piel, con errores en el mismo orden de magnitud que el radio de la cabeza femoral10,11. En segundo lugar, la articulación de la cadera está rodeada de un gran volumen de tejido blando, incluida la grasa subcutánea y el músculo, que se mueve en relación con el hueso subyacente, lo que resulta en un artefacto de tejido blando12,13,14. Finalmente, utilizando el seguimiento óptico de los marcadores de la piel, la cinemática se evalúa en relación con la anatomía generalizada y, por lo tanto, no proporciona información sobre cómo las diferencias morfológicas sutiles podrían afectar la biomecánica de la articulación.

Para abordar la falta de cinemática precisa en combinación con la morfología ósea específica del sujeto, se han desarrollado sistemas de fluoroscopia simple y doble para analizar otros sistemas articulares naturales15,16,17. Sin embargo, esta tecnología se ha aplicado recientemente a la articulación nativa de la cadera, probablemente debido a la dificultad para adquirir imágenes de alta calidad a través del tejido blando que rodea la cadera. La metodología para medir con precisión el movimiento in vivo de la articulación de la cadera y mostrar este movimiento en relación con la anatomía ósea específica del sujeto se describe aquí. La artrocinamática resultante proporciona una capacidad incomparable para investigar la interacción sutil entre la morfología ósea y la biomecánica.

Aquí, se han descrito los procedimientos para adquirir y procesar imágenes de fluoroscopia dual de la cadera durante las actividades de la vida diaria. Debido al deseo de capturar cinemática de todo el cuerpo con seguimiento de marcadores ópticos simultáneamente con imágenes de fluoroscopia dual, el protocolo de recopilación de datos requiere coordinación entre varias fuentes de datos. La calibración del sistema de fluoroscopia dual utiliza estructuras de plexiglás implantadas con perlas metálicas que se pueden identificar directamente y rastrear como marcadores. Por el contrario, el movimiento óseo dinámico se rastrea utilizando el seguimiento sin marcadores, que utiliza solo la densidad radiográfica basada en TC de los huesos para definir la orientación. El movimiento dinámico se rastrea simultáneamente utilizando fluoroscopia dual y datos de captura de movimiento que se sincronizan espacial y temporalmente.

Los sistemas se sincronizan espacialmente durante la calibración a través de imágenes simultáneas de un cubo con marcadores reflectantes y cuentas metálicas implantadas y la generación de un sistema de coordenadas común. Los sistemas se sincronizan temporalmente para cada actividad o captura mediante el uso de un disparador electrónico dividido, que envía una señal para finalizar la grabación de las cámaras de fluoroscopia dual e interrumpe una entrada constante de 5 V al sistema de captura de movimiento. Este protocolo coordinado permite cuantificar la posición de los segmentos corporales que caen fuera del campo de visión combinado del sistema de fluoroscopia dual, la expresión de los resultados cinemáticos en relación con los eventos normalizados de la marcha y la caracterización de la deformación de los tejidos blandos alrededor del fémur y la pelvis.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocolo

Los procedimientos descritos en este protocolo fueron aprobados por la Junta de Revisión Institucional de la Universidad de Utah.

1. Imágenes de artrografía por TC

  1. Artrograma18
    1. Programe a un radiólogo musculoesquelético capacitado para que realice la artrografía directamente antes de la tomografía computarizada programada.
    2. Coloque al participante en la mesa con la cadera de interés en el campo de visión de un fluoroscopio clínico. Coloque sacos de arena a cada lado del tobillo para evitar la rotación de la pierna y la cadera.
    3. Prepare la piel para crear un ambiente estéril. Marque la ubicación donde se insertará la aguja (unión femoral cabeza-cuello) y anestesiar el tejido blando en el sitio de inyección con 2-5 ml de lidocaína al 1%.
    4. Prepare una solución de 20 ml de lidocaína al 1%, 10 ml de inyección de iohexol y 0,1 ml de epinefrina de 1 mg/ml (1:1000) de epinefrina en una jeringa de bloqueo de luer de 30 ml.
    5. De dos a cinco minutos después de la inyección de lidocaína, inserte una aguja espinal hasta que entre en contacto con el cuello femoral; verificar la ubicación de la aguja mediante fluoroscopia. Inyecte una pequeña cantidad de la solución preparada (<5 ml) y asegúrese de que el líquido inyectado esté contenido dentro de la cápsula articular con una imagen de fluoroscopia.
    6. Inyecte 20-30 ml de la mezcla de contraste. Cuando se observa resistencia adicional a la inyección, haga que un miembro del equipo del estudio aplique manualmente tracción a la cadera tirando del tobillo del participante mientras el participante agarra la cabecera de la mesa para resistir el movimiento de la parte superior del cuerpo. Inyecte la mezcla de contraste restante, según corresponda.
    7. Verifique mediante fluoroscopia que el agente de contraste llena el espacio articular y cubre la cabeza femoral cuando se aplica tracción.
    8. Transfiera al paciente al escáner de TC en una silla de ruedas o cama para minimizar la pérdida de contraste dentro de la cápsula articular.
  2. Tracción e imágenes por TC
    1. Ayude al participante a una posición supina en el pórtico de tc.
    2. Coloque el dispositivo de férula de tracción de liebre debajo de la pierna de interés, asegurándose de que la barra acolchada proximal descanse solo distal al isquion. Coloque las correas de gancho y lazo alrededor del muslo y el tobillo del participante y aplique una ligera tracción.
    3. Adquiera una imagen de explorador y configure el campo de visión para incluir toda la pelvis y los fémures proximales justo debajo del trocánter menor para las caderas. Establezca un campo de visión separado para incluir los fémures distales y las tibias proximales para las rodillas.
    4. Aplique tracción adicional (haga que un miembro del equipo de investigación tire del tobillo mientras otro aprieta la correa de la férula de tracción de liebre) para garantizar la separación del espacio articular. Adquiera imágenes a 120 kVp, grosor de corte de 1.0 mm, 200 - 400 mAs para la cadera y 120 kVp, grosor de corte de 3.0 mm y 150 mAs para las rodillas. Utilice CARE Dose, un control de exposición automatizado que modula la corriente del tubo de acuerdo con la calidad de la imagen, para minimizar la carga de radiación para el participante.
    5. Suelte y retire el dispositivo de férula de tracción de liebre. Ayude al participante a una posición de pie y asegúrese de que se sienta cómodo poniendo peso y siendo móvil en la extremidad antes de permitirle salir.

2. Imágenes de fluoroscopia dual

  1. Configuración del sistema
    1. Aplique la antropometría19 para estimar la altura de la articulación de la cadera en función de la altura reportada por el participante y use esta medida para estimar la altura deseada del centro del campo de visión del sistema.
    2. Coloque los intensificadores de imagen aproximadamente a 50° uno del otro en el lado de la cinta de correr instrumentada correspondiente a la cadera de interés (Figura 1).
    3. Coloque los emisores de rayos X para apuntar hacia los intensificadores de imagen. Asegúrese de que la distancia entre la fuente emisora y la cara de los intensificadores de imagen sea de aproximadamente 100-110 cm.
      NOTA: La distancia recomendada entre la fuente emisora y la cara de los intensificadores de imagen variará según la especificación del sistema y el colimador en el emisor de rayos X.
    4. Conecte el centro de la cara del intensificador de imagen y el emisor de rayos X correspondiente de cada par de fluoroscopios utilizando cuerdas o cintas métricas. Verifique que las cuerdas (o cintas) se crucen en la ubicación deseada (es decir, en la ubicación esperada de la articulación de la cadera).
    5. Fije la placa con tres láseres al emisor y el espejo al intensificador de imagen. Encienda los láseres y refine la alineación de cada emisor e intensificador de imagen en función de la reflexión de los láseres de vuelta a la fuente láser.
  2. Imágenes de calibración
    1. Prepárese para el uso de radiación poniéndose plomo y colocando señalización en las entradas de la habitación. Minimice la exposición haciendo que el personal use protección que incluya un chaleco con plomo, falda, guantes y gafas. Encienda los fluoroscopios y permita que los sistemas se calienten, según sea necesario.
    2. Para todas las imágenes de calibración, configure los fluoroscopios en 64 kVp y 1.4-1.6 mA,o según se desee.
    3. Abra el software de control de la cámara en la computadora y seleccione las cámaras apropiadas como esclavo y maestro. Utilice la sincronización externa con la cámara maestra desde la cámara esclava para sincronizar las dos cámaras.
      NOTA: Para todas las actividades grabadas, guarde los mismos fotogramas de ambas cámaras de fluoroscopia dual; los fotogramas se identifican con un número que representa el número de fotogramas anteriores a la señal de disparo electrónico.
    4. Verifique la alineación del sistema colocando una arandela metálica circular en el centro del intensificador de imagen y conectando el accesorio de cruz al emisor.
      NOTA: Una vez verificada la alineación, es importante evitar el contacto con el sistema.
    5. Conecte la rejilla de plexiglás a uno de los intensificadores de imagen con tornillos; minimizar la fuerza aplicada en este proceso para evitar alterar la alineación. Adquiera imágenes de fluoroscopia y guarde 100 fotogramas de imagen de cada cámara de fluoroscopia dual de la cuadrícula. Retire la cuadrícula y repita el proceso para el otro intensificador de imagen.
    6. Coloque el cubo de calibración 3D dentro del campo de visión combinado de los dos fluoroscopios. Para hacer esto, coloque el cubo en un taburete o plataforma que sea radio-translúcida y verifique visualmente que la mayor parte o la totalidad del cubo esté dentro del campo de visión. Oriente el cubo de tal manera que las perlas de calibración no se superpongan para ninguna de las dos vistas de la cámara de fluoroscopia. Adquiere imágenes y guarda 100 fotogramas de imagen del cubo.
    7. Antes de mover el cubo, mida y registre la ubicación aproximada del origen del cubo desde cada emisor utilizando el sistema de coordenadas del cubo. Elimine el cubo y cualquier plataforma asociada.
    8. Mida y registre la distancia entre la fuente emisora y la cara del intensificador de imagen para cada fluoroscopio.
    9. Conecte el plexiglás con cuentas a una varilla o regla larga con una banda elástica y muévalo al azar para proporcionar movimientos que alcancen todo el campo de visión del sistema. Asegúrese de que el personal de investigación tenga en cuenta la trayectoria de la protección contra la radiación y el desgaste para minimizar la exposición (véase el paso 2.2.1). Guarde 100 fotogramas de imagen del movimiento.
    10. Restablezca el reloj de imágenes utilizado para realizar un seguimiento del tiempo de exposición.
  3. Ensayo estático y ajuste de parámetros
    1. Mida la altura del trocánter mayor para asegurarse de que la altura del sistema sea adecuada para el participante.
      1. Palpa el muslo para encontrar la prominencia ósea del trocánter mayor y localizar el punto más superior, como sea posible.
      2. Como el trocánter mayor superior está aproximadamente a la misma altura que la articulación de la cadera, mida la altura desde el piso hasta este punto y compárela con la estimación de altura utilizada para configurar el sistema de fluoroscopia dual.
      3. Si es necesario, ajuste la altura del sistema y recalibra mientras el participante se prepara para la captura de datos.
    2. Familiarizar al participante con el sistema de fluoroscopia e informarle que debe notificar al equipo de investigación si entra en contacto con alguno de los equipos durante la sesión de imágenes, ya que el contacto con el sistema afecta negativamente la precisión de sus datos.
    3. Haga que el participante suba a la cinta de correr y se pare dentro del campo de visión del sistema de fluoroscopia dual. Verifique la alineación de los participantes desde la perspectiva de cada emisor y tome nota de esta posición desde la perspectiva de dónde estará de pie o sentado cada miembro del equipo de investigación durante la toma de imágenes.
    4. Estimar los parámetros de imagen (kVp y mA de cada emisor y la exposición de las cámaras de fluoroscopia dual) en función del índice de masa corporal (IMC) del participante y establecer cada fluoroscopio en consecuencia.
      NOTA: Para la cohorte referenciada, los ajustes de fluoroscopia variaron de 78 a 104 kVp y 1.9-3.2 mA con exposiciones de cámara de 4.5-7.0 ms.
    5. Adquiera imágenes del participante durante la posición de pie y evalúe las imágenes para el contraste y el campo de visión.
      NOTA: El aumento de kVp se asocia con una mayor dispersión de rayos X (aumenta el ruido y reduce el contraste), una menor resolución de imagen y un menor contraste.
    6. Ajuste los parámetros y/o la alineación de los participantes y repita la adquisición de imágenes, según sea necesario.
    7. Guarde 100 fotogramas de las imágenes finales para usarlos como prueba estática.
  4. Ensayos dinámicos (Figura 2)
    1. Antes del inicio de la ecografía de fluoroscopia dual, haga que el participante camine una distancia conocida mientras está cronometrado. Use esto para determinar la velocidad de caminata autoseleccionada para caminar tanto en nivel como en pendiente en la cinta de correr.
    2. Haga que el participante se vista un collar tiroideo con plomo para proteger la tiroides.
    3. Durante las adquisiciones dinámicas, haga que el investigador que maneja el control de la cámara de fluoroscopia dual en la estación de trabajo de fluoroscopia dual se pase detrás del escudo de plomo y observe al participante a través de la ventana de visualización del escudo(Figura 3).
    4. Para la realización de todas las pruebas de caminata:
      1. Informar al participante antes de arrancar el cinturón de la cinta de correr. Aumente la velocidad de la cinta de correr hasta la velocidad de marcha adecuada y deje que la marcha del participante se normalice antes de recopilar imágenes.
      2. Para cada actividad de caminata, adquiera y guarde al menos dos ciclos completos de marcha.
      3. Para la actividad de caminata inclinada, haga que el participante se suba de la cinta de correr. Desbloquee la cinta de correr, establezca la inclinación en 5°y vuelva a bloquear la cinta de correr antes de que el participante vuelva a subir a la cinta de correr para realizar la actividad.
      4. Repita la imagen, de modo que la actividad se registre dos veces.
      5. Repita el mismo proceso (paso 2.4.4.3) para bajar la cinta de correr al finalizar la actividad.
    5. Para las actividades de pivote:
      1. Haga que el participante gire la posición de su cuerpo y los pies aproximadamente 45 ° desde la parte delantera de la cinta de correr opuesta a la dirección del pivote. Si lo desea, asegúrese de que cada pie se coloque completamente en una sola correa de la cinta de correr de doble correa para permitir un procesamiento sencillo de los datos de la placa de fuerza.
      2. Haga que el participante realice varios pivotes hacia y desde su rango de movimiento final mientras observa la alineación de la pelvis en el rango de movimiento final. Asegúrese de que el movimiento se realice sin problemas, ya que el pivote no requiere aceleración para alcanzar la posición final.
      3. Según la posición de la pelvis en el rango de movimiento final, haga que el participante gire y / o traduzca sus pies de tal manera que la pelvis esté mirando hacia adelante en la cinta de correr y la cadera de interés esté en el medio del campo de visión combinado de los fluoroscopios al final del pivote.
      4. Una vez que se optimiza la posición, haga que el participante realice el pivote durante la imagen de fluoroscopia dual y guarde todos los fotogramas donde el fémur y la pelvis son visibles en ambas vistas de cámara de fluoroscopia dual (aproximadamente 200-400 cuadros) centradas en el rango final de movimiento, capturando la mayor cantidad posible del pivote.
      5. Repita la imagen, de modo que la actividad se registre dos veces.
    6. Para la actividad de aducción de secuestros:
      1. Haga que el participante se pare en el campo de visión de los fluoroscopios y levante la pierna de interés aproximadamente 45 ° hacia su lado. Recuérdele al participante que evite el movimiento del torso y reduzca el rango de movimiento, si es necesario.
      2. Adquiera y guarde todos los fotogramas donde el fémur y la pelvis son visibles en ambas vistas de cámara de fluoroscopia dual (aproximadamente 200-400 fotogramas).
      3. Repita la imagen, de modo que la actividad se registre dos veces.
    7. Para el centro dinámico de la articulación de la cadera o la actividad del arco estelar20
      1. Haga que el participante se pare en el campo de visión del sistema de fluoroscopia dual y suba y baje la pierna por la parte anterior y a incrementos de 45 ° de 180 °, terminando con una elevación posterior y una parte inferior de la pierna. Antes de volver a colocar la pierna en el suelo, haga que el participante circunduzca su pierna y vuelva a una posición de pie.
    8. Una vez que el participante se sienta cómodo con el movimiento y pueda completarlo en aproximadamente 6-8 s, adquiera y guarde imágenes de la actividad.
      NOTA: Solo se captura una actividad con fluoroscopia dual debido a la duración del ensayo.
  5. Imágenes de calibración adicionales
    1. Si en algún momento durante la recolección de datos, el participante cree que puede haber entrado en contacto con cualquier parte del equipo fluoroscópico, tome una imagen de las rejillas y el cubo y guarde todos los archivos para la calibración.
    2. Una vez completada la recopilación de datos, imagine las cuadrículas y el cubo y guarde todos los archivos para la calibración para que sirvan como copia de seguridad si surge algún problema con la calibración inicial.

3. Captura de movimiento de marcador de piel y cinta de correr instrumentada

  1. Configuración del sistema
    1. Enfoque el sistema óptico de captura de movimiento en la cinta de correr (Figura 3). Debido a los posibles problemas con la visualización del participante mientras está en el campo de visión del sistema de fluoroscopia dual, prepárese para posicionar con precisión las cámaras infrarrojas para garantizar una visualización precisa(Figura 2).
    2. Encienda el sistema y utilice un conjunto de marcadores para asegurarse de que el sistema de fluoroscopia dual no impida la visualización del campo de visión deseado.
    3. Compruebe que los marcadores son claros y circulares y ajuste el enfoque de las cámaras infrarrojas, según sea necesario.
    4. Asegúrese de que los fluoroscopios estén cubiertos para reducir cualquier superficie reflectante. Revise cada cámara infrarroja y conmeche la vista de la cámara si los objetos reflectantes no se pueden cubrir.
    5. Configure el software de captura de movimiento para leer en una señal externa de 5 V del disparador electrónico utilizado para finalizar la adquisición de la cámara del sistema de fluoroscopia dual. Utilice este disparador para sincronizar temporalmente los datos de los dos sistemas.
  2. Calibración
    1. Una vez que el sistema esté encendido y listo, use la varita de calibración activa para calibrar simultáneamente las cámaras de captura de movimiento óptica e infrarroja. Asegúrese de que toda la región dentro del sistema de fluoroscopia dual se capture a fondo durante la calibración, evitando al mismo tiempo el contacto con cualquier equipo.
      NOTA: Los movimientos de la varita que se asemejan a lanzando comida en una sartén han funcionado bien.
    2. Debido a las obstrucciones causadas por el sistema de fluoroscopia dual, los valores de calibración pueden ser peores de lo que normalmente se observa para la captura de movimiento óptico. Realice la calibración para que todas las cámaras infrarrojas tengan errores de imagen inferiores a 0,2.
      NOTA: El error de imagen para la cámara de vídeo será mayor, aunque aún inferior a 0,5. La cámara de video no se utiliza específicamente para ninguna cuantificación de movimiento, solo para la grabación visual de la captura de movimiento.
    3. Durante la adquisición del ensayo de cubo para fluoroscopia dual, también capture el cubo con las cámaras infrarrojas de captura de movimiento. Asegúrese de que el cubo tenga marcadores reflectantes fijados a él para la posición que se va a obtener con cámaras de los sistemas de captura de movimiento y fluoroscopia dual.
  3. Conjunto de marcadores y colocación
    1. Antes de la llegada del participante, cortar y aplicar cinta adhesiva de doble cara (toupee tape) sobre la base de 21 marcadores esféricos reflectantes de piel. Para garantizar la longevidad de los marcadores, asegúrese de que la cinta o cualquier piel no entre en contacto con los marcadores reflectantes.
    2. Para cada una de las cinco placas marcadoras (dos en el vástago, dos en el muslo, una en la espalda; Figura 4), aplique pegamento en aerosol en el lado de la piel de la correa de tela y envuélvalo firmemente alrededor del participante. Verifique con el participante que las correas se sientan apretadas (pero no sean incómodas). Limpie las manos de cualquier exceso de pegamento en aerosol antes de adherir el resto del conjunto de marcadores.
    3. Aplique cinco marcadores, utilizados solo para la calibración, a la clavícula, las rodillas mediales y los maléolos mediales, respectivamente.
    4. Aplique los 16 marcadores restantes a las espinas ilíacas superiores anteriores (ASIS), las espinas ilíacas superiores posteriores (PSIS), el trocánter mayor del fémur que se está fotografiado, los hombros, el esternón, las rodillas laterales, los maléolos laterales y los pies(Figura 4).
    5. Pida al participante que informe al equipo del estudio si algún marcador o correa se afloja durante la captura de datos.
  4. Prueba estática
    1. Junto con el ensayo estático permanente de fluoroscopia dual, capture un ensayo permanente para la captura de movimiento.
    2. Etiquete todos los marcadores. Si al menos tres cámaras infrarrojas no ven algún marcador durante la actividad estática adquirida, vuelva a adquirir una imagen estática para asegurarse de que todos los marcadores sean visibles.
    3. Retire los marcadores de solo calibración y haga que el participante se vista un collar tiroideo para proporcionar protección contra la radiación durante el resto de la recopilación de datos.
  5. Ensayos dinámicos
    1. Para cada uno de los ensayos dinámicos capturados con el sistema de fluoroscopia dual, adquiera video de captura de movimiento, asegurando que la totalidad de cada video de fluoroscopia dual esté dentro de los límites de la adquisición de captura de movimiento.
    2. Asegúrese de que la rotura en la señal de 5 V del disparador electrónico del sistema de fluoroscopia dual se capture dentro de cada ensayo.

4. Preprocesamiento de imágenes

  1. Modelo basado en TC
    1. Segmentar el fémur proximal y distal del lado de interés y toda la pelvis, ya que estos huesos se utilizan para el seguimiento y / o la generación del sistema de coordenadas.
    2. Asegúrese de que las segmentaciones sean representativas de la forma ósea en los tres planos de imagen y parezcan relativamente suaves.
      NOTA: La capacidad de analizar la artroquemática depende de la obtención de reconstrucciones de alta calidad a través de una cuidadosa segmentación.
    3. Convierta los datos de la imagen a caracteres sin firmar (8 bits) y ajuste según sea necesario con desplazamiento y escala para producir una imagen con un rango de 0 a 255.
    4. Aísle solo la región ósea en la imagen convertida y recorte alrededor de los límites del hueso. Registre las dimensiones de las imágenes recortadas.
    5. Guardar como formato TIFF 2D.
    6. Abra la imagen, cambie el tipo a 16 bitsy guárdelo como un único archivo TIFF 3D.
  2. Reconstrucción de superficies
    1. Genere superficies a partir de las etiquetas de segmentación, alise y diezme las superficies iterativamente, asegurando que las caras nunca se reduzcan a más de la mitad en una sola iteración.
      NOTA: Utilizando el proceso descrito, el número objetivo de caras es de aproximadamente 30,000 para cada superficie del fémur proximal y distal y 70,000 para cada superficie de hemicénica.
    2. Exporte cada superficie como una malla de superficie en formato *.vtk para usarla como archivo de modelo para la identificación de puntos de referencia.
  3. Identificación de puntos de referencia para el sistema de coordenadas
    1. Identificar puntos de referencia del fémur para la generación del sistema de coordenadas femorales (Figura 5).
      NOTA: Los parámetros proporcionados a continuación son específicos del conjunto de datos y los protocolos de imágenes a los que se hace referencia; es posible que sea necesario modificar los valores para seleccionar los puntos de referencia adecuadamente.
      1. Abra el fémur proximal como un archivo de modelo. Abra la barra de herramientas Post y el panel Datos para agregar un campo estándar de Curvatura de 1-Princ,seleccione una suavidad de 10 y, a continuación, visualice el resultado. Seleccione en exceso las caras de la cabeza femoral y use la opción seleccionar rango del panel Editar para incluir solo la curvatura negativa. Anule la selección de las caras seleccionadas que no pertenezcan a la cabeza femoral. Exporte esta superficie de la cabeza femoral como una malla de superficie en formato *.k para una esfera que se ajuste para determinar el centro de la cabeza femoral.
      2. Usando un proceso similar, aplique la curvatura 1-Princ al fémur distal con la suavidad de 5 y nuevamente seleccione el rango para incluir solo las caras con curvatura negativa. Exporte esta superficie del cóndilo femoral para un ajuste de cilindro para determinar el eje medial-lateral.
      3. Aplicar curvatura 2-Princ en el fémur distal, utilizando una suavidad de 3. Resalte las crestas de los epicóndilos y seleccione el rango utilizando un corte superior de -0.1. Exporte estas caras para generar un plano y úselo para aislar las caras de los cóndilos posteriores para el ajuste del cilindro.
    2. Identificar puntos de referencia de la pelvis para la generación del sistema de coordenadas pélvicas (Figura 5).
      NOTA: Los parámetros proporcionados a continuación son específicos del conjunto de datos y los protocolos de imágenes a los que se hace referencia; es posible que sea necesario modificar los valores para seleccionar los puntos de referencia adecuadamente.
      1. Para cada hemic-pelvis, aplique 2-Princ Curvature con una suavidad de 5 y seleccione el rango para incluir solo caras positivas para aislar la superficie lunar del acetábulo. Exporte la superficie lunar y use una esfera para determinar el centro del acetábulo.
      2. Vuelva a aplicar la curvatura 2-Princ con una suavidad de 2 y seleccione todas las caras con curvatura inferior a -0.15 para resaltar las espinas de la pelvis. Elija los puntos en el borde de estas espinas que mejor representen el ASIS y el PSIS como puntos de referencia y anótelos.

5. Seguimiento del movimiento óseo

  1. Calibración
    1. Identifique 12 perlas dentro de cada una de las imágenes del cubo de las cámaras de fluoroscopia dual (recogidas en el paso 2.2.6). Sobre la base de las distancias calibradas entre cada una de las perlas del cubo y las mediciones de la ubicación del cubo dentro del sistema de fluoroscopia dual, determine la orientación espacial de cada fluoroscopio mediante la minimización del error de proyección de suma de cuadrados entre las ubicaciones de cuentas proyectadas y conocidas.
    2. Utilice las imágenes de cuadrícula para corregir la distorsión de la imagen y aplique la corrección a todas las imágenes asociadas con esa imagen de cuadrícula.
    3. Utilice las imágenes en movimiento para cuantificar la precisión dinámica del sistema y utilice el seguimiento basado en marcadores para rastrearlo.
  2. Seguimiento sin marcadores
    1. Agregue la ubicación de los puntos de referencia seleccionados al archivo de parámetros específicos del hueso y recopile la posición dinámica de estos puntos de referencia en el sistema de fluoroscopia dual como salida para todos los marcos rastreados.
    2. Determine los fotogramas de los que se realizará un seguimiento (en función de los datos cinemáticos de la captura de movimiento, consulte el paso 6.1.2) y abra el software de seguimiento sin marcadores con el archivo de parámetros específicos del hueso asociado.
    3. Seleccione un marco dentro del rango deseado con una buena visualización del hueso y oriente manualmente la radiografía reconstruida digitalmente (RDR) basada en TC del hueso de interés (ya sea el fémur proximal o la hemicóresica) utilizando los seis grados de libertad disponibles en el software(Figura 6).
      NOTA: Como la mayoría de los ensayos comienzan en una posición similar a la de pie, es probable que esta posición inicial se pueda utilizar como punto de partida inicial para todos los ensayos.
    4. Una vez que la DRR del hueso aparezca bien alineada en ambas vistas, guarde la solución haciendo clic en el botón Manual en el panel Soluciones.
      NOTA: Cada vez que se guarda una solución, los parámetros de orientación y el coeficiente de correlación cruzada normalizado se trazan como referencia. El coeficiente de correlación cruzada normalizado se calcula en función de todos los píxeles con valores distintos de cero tanto para el fluoroscopio como para los DRR óseos.
    5. Aplique el paso de optimización de Diagonal Hessian Search (DHS) haciendo clic en el botón DHS dentro del panel Soluciones y revise el resultado. Si se prefiere el resultado optimizado, pase al siguiente fotograma; de lo contrario, realice los ajustes necesarios y vuelva a guardar haciendo clic en el botón Manual del panel Soluciones. Repita este paso hasta que se encuentre una solución satisfactoria.
      NOTA: En el caso de un contraste de imagen deficiente, el algoritmo de optimización no siempre produce un resultado satisfactorio.
    6. Para cada quinto fotograma, repita este proceso, utilizando la solución para el fotograma anterior como punto de partida. Utilice la optimización dhs para automatizar el proceso.
    7. Para completar la primera pasada de seguimiento, utilice otra herramienta que interpola a través de proyección lineal (LP) y optimiza las soluciones entre los fotogramas rastreados haciendo clic en el botón Rango de LP + DHS dentro del panel Soluciones. En la ventana, introduzca el conjunto de fotogramas que se realizarán de seguimiento y los dos fotogramas que se utilizarán como referencia.
      NOTA: Los dos marcos de referencia pueden ser cualquier marco dentro del conjunto de marcos identificado. Sin embargo, el uso del primer y último fotograma proporciona límites para la orientación de los huesos dentro del rango del marco, lo que puede ser beneficioso cuando el contraste es bajo.
    8. Revise y refine cada fotograma de la prueba, utilizando soluciones manuales y basadas en DHS. Utilice la gráfica de parámetros para asegurarse de que el coeficiente de correlación es lo suficientemente alto y que la orientación del hueso no tiene saltos repentinos en ningún parámetro.
    9. Para garantizar un seguimiento preciso, haga que otro investigador revise la solución para cada fotograma y realice las modificaciones necesarias en las soluciones.
    10. Repita los pasos 5.2.1-5.2.9 para cada hueso.
  3. Visualización del movimiento
    1. Abra las superficies del fémur y la pelvis en el software para la visualización cinemática. Si es necesario, convierta las superficies en mallas utilizando la función convertir en malla. Seleccione ambas superficies y expórtela como malla de superficie en formato *.k.
    2. Utilizando la salida del seguimiento, genere un archivo de texto con las transformaciones de coordenadas para cada hueso y marco.
      NOTA: El orden de las superficies debe coincidir con el orden de las transformaciones.
    3. Para la visualización de la cinemática, utilice la herramienta kinemat y los dos archivos anteriores de los pasos 5.3.1 y 5.3.2 para animar la cinemática. Verifique que la cinemática animada se vea razonable y que las superficies tengan la distancia adecuada entre ellas utilizando una superficie semitransparente o la herramienta de distancia de superficie. Si es necesario, vuelva al paso 5.2.8.

6. Análisis de datos

  1. Cinemática de marcadores cutánicos
    1. Dentro del software de captura de movimiento, procese por lotes todos los archivos para aplicar el modelo estático y los marcadores de etiquetas. Una vez completada la prueba, elimine las trayectorias no etiquetadas.
      NOTA: Debido a las obstrucciones del sistema de fluoroscopia dual, es posible que se requiera más llenado manual de huecos de lo habitual.
    2. Utilice los datos cinemáticos y de la placa de fuerza para identificar eventos dinámicos, como el dedo del pie o el golpe del talón durante la marcha o el rango máximo de movimiento para las actividades de pivote. Determinar los marcos de interés para el seguimiento de los datos de fluoroscopia dual.
    3. Exporte todos los datos del ensayo para el procesamiento cinemático en formato *.c3d, incluidos los datos analógicos (es decir, los datos de la placa de disparo y fuerza) y las trayectorias de los marcadores.
    4. Aplique el archivo de plantilla de modelo deseado (guardado como formato de archivo *.mdh) a la versión de prueba estática y, a continuación, asigne este modelo a los archivos de movimiento.
      NOTA: Para el análisis, se utilizó un modelo de miembro inferior con un segmento cabeza-abdomen-tórax (HAT) generalizado de la Sociedad Internacional de Biomecánica (ISB) y la pelvis CODA, un modelo de segmento de pelvis definido por los dos ASIS y el centro de los puntos de referencia PSIS.
  2. Cinemática de fluoroscopia dual
    1. Aísle los marcos de interés, asegurando que solo se incluyan los marcos contiguos que se rastrean tanto para el fémur como para la pelvis.
    2. Filtre las posiciones de referencia utilizando un filtro Butterworth de paso bajo (frecuencia decorte normalizada de 0.12 del análisis residual y filtro de 4º orden).
    3. Utilice las posiciones filtradas de los puntos de referencia a lo largo de cada prueba de movimiento para rastrear la posición dinámica del sistema de coordenadas femorales(Figura 5).
      1. Definir el origen del fémur como el centro de ajuste de esfera de la cabeza femoral.
      2. Definir el eje z del fémur (eje inferior-superior) entre el centro de la rodilla y el origen, apuntando superiormente.
      3. Defina el eje x del fémur (eje medial-lateral) como el eje largo de un cilindro ajustado a los cóndilos femorales,apuntando a la izquierda. Para aislar la región de los cóndilos que se representará con un cilindro, ajuste un plano a las superficies del epicóndilo y aísle la porción posterior de los cóndilos femorales.
      4. Defina el eje y del fémur (anterior-posterior) como el producto cruzado de los ejes z y x definidos, apuntando posteriormente. Corrija la orientación del eje x para crear un sistema de coordenadas ortogonales.
    4. Utilice las posiciones filtradas de los puntos de referencia a lo largo de cada prueba de movimiento para rastrear la posición dinámica del sistema de coordenadas pélvicas(Figura 5).
      1. Definir el origen de la pelvis como el centro de los dos puntos de referencia ASIS.
      2. Definir el eje y de la pelvis (eje anterior-posterior) entre el centro de los dos puntos de referencia PSIS y el origen, apuntando hacia atrás.
      3. Defina el eje x de la pelvis (eje medial-lateral) entre el origen y el punto de referencia ASIS del lado derecho, apuntando a la derecha.
      4. Defina el eje z de la pelvis (eje inferior-superior) como el producto cruzado de los ejes x e y definidos, apuntando superiormente. Corrija la orientación del eje x para crear un sistema de coordenadas ortogonales.
    5. Generar la matriz de rotación entre los sistemas de coordenadas y calcular la cinemática conjunta según la ecuación 11 de MacWilliams y sus colegas(Figura 7)21.
    6. Calcule las traslaciones articulares transformando la distancia vectorial entre los centros de ajuste de la esfera de la cabeza femoral y la superficie lunar del acetábulo en el sistema de coordenadas de la pelvis.
      NOTA: Esto proporciona un único vector para representar la traducción conjunta para cada fotograma de imagen.
  3. Artrocinamática
    1. Visualice la cinemática como se describe en el paso 5.3 para animar la artroquinesmática específica del sujeto(Figura 8).
    2. Aplique el campo de datos de distancia superficial para medir las distancias entre las superficies del fémur y la pelvis durante cada actividad dinámica ( Figura8).
      NOTA: Estos datos también proporcionan una cuantificación de la distancia relativa entre las superficies de las articulaciones, pero requieren interpretación para cuantificar la traslación articular.
    3. Exporte distancias de superficie a superficie utilizando la herramienta de distancia de superficie para cuantificar los datos de todos los participantes.
  4. Comparación con la captura de movimiento de marcadores de piel
    1. Usando las imágenes de cubo y el disparador de cada prueba de movimiento, sincronice espacial y temporalmente los sistemas duales de fluoroscopia y captura de movimiento.
    2. Transforme las ubicaciones de punto de referencia utilizadas para la captura de movimiento de marcadores de piel (es decir, ASIS, PSIS, cóndilos) del sistema de coordenadas de seguimiento sin marcadores al sistema de coordenadas de captura de movimiento.
    3. Combine estos datos con las ubicaciones de los marcadores de la captura e importación de movimiento de marcadores de piel para el análisis cinemático y cinético y la generación de informes. Ajuste el análisis para utilizar la fluoroscopia dual o las ubicaciones de marcadores de piel para cada punto de referencia y compare las ubicaciones de puntos de referencia y la cinemática entre los dos sistemas.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Resultados

Utilizando la fluoroscopia dual como estándar de referencia, se cuantificó la precisión de las estimaciones basadas en marcadores cutáneos del centro de la articulación de la cadera y el efecto del artefacto de tejidos blandos en las mediciones cinemáticas y cinéticas22,23,24. La precisión superior de la fluoroscopia dual se utilizó para identificar diferencias sutiles en la cinemática de las articulaciones pélvicas y...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discusión

La fluoroscopia dual es una herramienta poderosa para la investigación de la cinemática in vivo, especialmente para la cadera, que es difícil de medir con precisión utilizando la captura de movimiento óptica tradicional. Sin embargo, el equipo de fluoroscopia es especializado, en el que se puede requerir una configuración de sistema única al obtener imágenes de otras articulaciones del cuerpo humano. Por ejemplo, se realizaron varias modificaciones en el montaje de los intensificadores de imagen, posicio...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Divulgaciones

Los autores no tienen conflictos de intereses.

Agradecimientos

Esta investigación fue apoyada por los Institutos Nacionales de Salud (NIH) bajo los números de subvención S10 RR026565, R21 AR063844, F32 AR067075, R01 R077636, R56 AR074416, R01 GM083925. El contenido es responsabilidad exclusiva de los autores y no representa necesariamente los puntos de vista oficiales de los NIH.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materiales

NameCompanyCatalog NumberComments
Amira SoftwareThermoFisher ScientificVersion 6.0
Calibration CubeCustom36 steel beads (3 mm diameter, spacing 6.35 cm, uncertainty 0.0036 mm)
Calibration WandViconActive Wand
CT ScannerSiemens AGSOMATOM Definition 128 CT
Distortion Correction GridCustomAcrylic plate with a grid of steel beads spaced 10 mm and 31 beads across the diameter (2 mm diameter)
Dynamic Calibration PlateCustomAcrylic plate with 3 steel beads spaced 30 mm (2 mm diameter, uncertainty 0.0013 mm)
Emitter (2)Varian Interay; remanufactured by Radiological Imaging ServicesHousing B-100/Tube A-142
EpinephrineHospiraInjection, USP 10 mg/mL
FEBioStudio SoftwareFEBio.orgVersion 1.3Mesh processing and kinematic visualization
Graphical Processing UnitNvidiaTesla
Hare Traction SplintDynaMedTrac-III, Model No. 95201
High-speed Camera (2)Vision Research, Inc.Phantom Micro 3
Image Intensifier (2)Dunlee, Inc.; remanufactured by Radiological Imaging ServicesT12964P/S
Iohexol injectionGE HealthcareOmnipaque 240 mgI/mL517.7 mg iohexol, 1.21 mg tromethamine, 0.1 mg edetate calcium disodium per mL
ImageJNational Institutes of Health and Laboratory for Optical and Computational Instrumentation
Lidocaine HClHospiraInjection, USP 10 mg/mL
Laser and Mirror Alignment SystemCustomThree lasers adhered to acrylic plate that attaches to emitter, mirror attaches to face of image intensifier
Markless Tracking WorkbenchHenry Ford Hospital, Custom SoftwareCustom
MATLAB SoftwareMathworks, Inc.Version R2017b
Motion Capture Camera (10)ViconVantage
Nexus SoftwareViconVersion 2.8Motion capture
Phantom Camera Control (PCC) SoftwareVision Research, Inc.Version 1.3
Pre-tape Spray GlueMueller Sport CareTuffner
Retroreflective Spherical Skin Markers14 mm
Split Belt Fully Instrumented TreadmillBertec CorporationCustom
Visual3D SoftwareC-Motion Inc.Version 6.01Kinematic processing

Referencias

  1. National Center for Health Statistics (US). Health, United States, 2016: with chartbook on long-term trends in health. National Center for Health Statistics. , Hyattsville (MD). Report No.: 2017-1232 (2016).
  2. Singh, J. A., Yu, S., Chen, L., Cleveland, J. D. Rates of total joint replacement in the United States: Future projections to 2020-2040 using the national inpatient sample. Journal of Rheumatology. 46 (9), 1134-1140 (2019).
  3. HCUPnet: A tool for identifying, tracking, and analyzing national hospital statistics. , Available from: https://hcupnet.ahrq.gov/ (2021).
  4. Ganz, R., Leunig, M., Leunig-Ganz, K., Harris, W. H. The etiology of osteoarthritis of the hip: An integrated mechanical concept. Clinical Orthopaedics and Related Research. 466 (2), 264-272 (2008).
  5. Harris, W. H. Etiology of osteoarthritis of the hip. Clinical Orthopaedics and Related Research. 213, 20-33 (1986).
  6. Frank, J. M., et al. Prevalence of femoroacetabular impingement imaging findings in asymptomatic volunteers: A systematic review. Arthroscopy - Journal of Arthroscopic and Related Surgery. 31 (6), 1199-1204 (2015).
  7. Anderson, L. A., et al. The 2015 Frank Stinchfield Award: Radiographic Abnormalities Common in Senior Athletes With Well-functioning Hips but Not Associated With Osteoarthritis. Clinical Orthopaedics and Related Research. 474 (2), 342-352 (2016).
  8. Kapron, A. L., et al. Radiographic prevalence of femoroacetabular impingement in collegiate football players: AAOS exhibit selection. Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 93 (19), 1-10 (2011).
  9. Kapron, A. L., et al. The Prevalence of radiographic findings of structural hip deformities in female collegiate athletes. American Journal of Sports Medicine. 43 (6), 1324-1330 (2015).
  10. Garling, E. H., et al. Soft-tissue artefact assessment during step-up using fluoroscopy and skin-mounted markers. Journal of Biomechanics. 40, Suppl 1 18-24 (2007).
  11. Fuller, J., Liu, L. J., Murphy, M. C., Mann, R. W. A comparison of lower-extremity skeletal kinematics measured using skin-and pin-mounted markers. Human Movement Science. 16 (2-3), 219-242 (1997).
  12. Leardini, A., Chiari, A., Della Croce, U., Cappozzo, A. Human movement analysis using stereophotogrammetry Part 3. Soft tissue artifact assessment and compensation. Gait and Posture. 21 (2), 212-225 (2005).
  13. Peters, A., Galna, B., Sangeux, M., Morris, M., Baker, R. Quantification of soft tissue artifact in lower limb human motion analysis: A systematic review. Gait and Posture. 31 (1), 1-8 (2010).
  14. Camomilla, V., Dumas, R., Cappozzo, A. Human movement analysis: The soft tissue artefact issue. Journal of Biomechanics. 62, 1-4 (2017).
  15. Miranda, D. L., Rainbow, M. J., Crisco, J. J., Fleming, B. C. Kinematic differences between optical motion capture and biplanar videoradiography during a jump-cut maneuver. Journal of Biomechanics. 46 (3), 567-573 (2013).
  16. Lin, C. C., Lu, T. W., Lu, H. L., Kuo, M. Y., Hsu, H. C. Effects of soft tissue artifacts on differentiating kinematic differences between natural and replaced knee joints during functional activity. Gait and Posture. 46, 154-160 (2016).
  17. Kessler, S. E., et al. A direct comparison of biplanar videoradiography and optical motion capture for foot and ankle kinematics. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 7, 199(2019).
  18. Henak, C. R., et al. Computed tomography arthrography with traction in the human hip for three-dimensional reconstruction of cartilage and the acetabular labrum. Clinical Radiology. 69 (10), 381-391 (2014).
  19. Winter, D. A. Biomechanics and motor control of human movement. , John Wiley and Sons Inc. (2009).
  20. Camomilla, V., Cereatti, A., Vannozzi, G., Cappozzo, A. An optimized protocol for hip joint centre determination using the functional method. Journal of Biomechanics. 39 (6), 1096-1106 (2006).
  21. MacWilliams, B. A., Davis, R. B. Addressing some misperceptions of the joint coordinate system. Journal of Biomechanical Engineering. 135 (5), 54506(2013).
  22. Fiorentino, N. M., et al. Accuracy of functional and predictive methods to calculate the hip joint center in young non-pathologic asymptomatic adults with dual fluoroscopy as a reference standard. Annals of Biomedical Engineering. 44 (7), 2168-2180 (2016).
  23. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Foreman, K. B., Anderson, A. E. In-vivo quantification of dynamic hip joint center errors and soft tissue artifact. Gait and Posture. 50, 246-251 (2016).
  24. Fiorentino, N. M., Atkins, P. R., Kutschke, M. J., Bo Foreman, K., Anderson, A. E. Soft tissue artifact causes underestimation of hip joint kinematics and kinetics in a rigid-body musculoskeletal model. Journal of Biomechanics. 108, 109890(2020).
  25. Atkins, P. R., et al. In vivo pelvic and hip joint kinematics in patients with cam femoroacetabular impingement syndrome: a dual fluoroscopy study. Journal of Orthopaedic Research. 38 (4), 823-833 (2020).
  26. Uemura, K., Atkins, P. R., Maas, S. A., Peters, C. L., Anderson, A. E. Three-dimensional femoral head coverage in the standing position represents that measured in vivo during gait. Clinical Anatomy. 31 (8), 1177-1183 (2018).
  27. Uemura, K., Atkins, P. R., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Hip rotation during standing and dynamic activities and the compensatory effect of femoral anteversion: An in-vivo analysis of asymptomatic young adults using three-dimensional computed tomography models and dual fluoroscopy. Gait and Posture. 61, 276-281 (2018).
  28. Atkins, P. R., et al. In vivo measurements of the ischiofemoral space in recreationally active participants during dynamic activities: a high-speed dual fluoroscopy study. American Journal of Sports Medicine. 45 (12), 2901-2910 (2017).
  29. Uemura, K., Atkins, P. R., Anderson, A. E. The effect of using different coordinate systems on in-vivo hip angles can be estimated from computed tomography images. Journal of Biomechanics. 95, 109318(2019).
  30. Kapron, A. L., et al. Accuracy and feasibility of dual fluoroscopy and model-based tracking to quantify in vivo hip kinematics during clinical exams. Journal of Applied Biomechanics. 30 (3), 461-470 (2014).
  31. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. In-vivo hip arthrokinematics during supine clinical exams: Application to the study of femoroacetabular impingement. Journal of Biomechanics. 48 (11), 2879-2886 (2015).
  32. Roach, K. E., et al. In vivo kinematics of the tibiotalar and subtalar joints in asymptomatic subjects: a high-speed dual fluoroscopy study. Journal of Biomechanical Engineering. 138 (9), 0910061-0910069 (2016).
  33. Roach, K. E., Foreman, K. B., Barg, A., Saltzman, C. L., Anderson, A. E. Application of high-speed dual fluoroscopy to study in vivo tibiotalar and subtalar kinematics in patients with chronic ankle instability and asymptomatic control subjects during dynamic activities. Foot and Ankle International. 38 (11), 1236-1248 (2017).
  34. Lenz, A. L., et al. Compensatory motion of the subtalar joint following tibiotalar arthrodesis: an in vivo dual-fluoroscopy imaging study. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 102 (7), 600-608 (2020).
  35. Wang, B. Accuracy and feasibility of high-speed dual fluoroscopy and model-based tracking to measure in vivo ankle arthrokinematics. Gait and Posture. 41 (4), 888-893 (2015).
  36. Challis, J. H., Pain, M. T. G. Soft tissue motion influences skeletal loads during impacts. Exercise and Sport Sciences Reviews. 36 (2), 71-75 (2008).
  37. Dumas, R., Jacquelin, E. Stiffness of a wobbling mass models analysed by a smooth orthogonal decomposition of the skin movement relative to the underlying bone. Journal of Biomechanics. 62, 47-52 (2017).
  38. Kapron, A. L., Aoki, S. K., Peters, C. L., Anderson, A. E. Subject-specific patterns of femur-labrum contact are complex and vary in asymptomatic hips and hips with femoroacetabular impingement. Clinical Orthopaedics and Related Research. 472 (12), 3912-3922 (2014).
  39. Fiorentino, N. M., et al. Soft tissue artifact causes significant errors in the calculation of joint angles and range of motion at the hip. Gait and Posture. 55, 184-190 (2017).
  40. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Subject-specific axes of rotation based on talar morphology do not improve predictions of tibiotalar and subtalar joint kinematics. Annals of Biomedical Engineering. 45 (9), 2109-2121 (2017).
  41. Nichols, J. A., Roach, K. E., Fiorentino, N. M., Anderson, A. E. Predicting tibiotalar and subtalar joint angles from skin-marker data with dual-fluoroscopy as a reference standard. Gait and Posture. 49, 136-143 (2016).
  42. Kolz, C. W., et al. Reliable interpretation of scapular kinematics depends on coordinate system definition. Gait and Posture. 81, 183-190 (2020).
  43. Kolz, C. W., et al. Age-related differences in humerothoracic, scapulothoracic, and glenohumeral kinematics during elevation and rotation motions. Journal of Biomechanics. 117, 110266(2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reimpresiones y Permisos

Solicitar permiso para reutilizar el texto o las figuras de este JoVE artículos

Solicitar permiso

Explorar más artículos

MedicinaN mero 173Fluoroscopia dualvideorradiograf a biplanacinem ticaartroquinesm ticacaderaseguimiento sin marcadores

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Privacidad

Condiciones de uso

Políticas

Contáctenos

RECOMIENDE A LA BIBLIOTECA

BOLETINES de JoVE

Investigación

Educación

Autores

Bibliotecarios

ACERCA DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Todos los derechos reservados