Para comenzar, mezcle agua, PBS 10 veces concentrado y un molar de hidróxido de sodio en un tubo. A continuación, pipetee 500 microlitros de las soluciones de células dérmicas adecuadamente densas en un tubo de dos mililitros. Centrifugar la solución a 300 g durante tres minutos a temperatura ambiente.
Una vez completada la centrifugación, pipetee el sobrenadante y vuelva a suspender suavemente las células en una mezcla de agua, PBS e hidróxido de sodio. Ahora, agregue 200 microlitros de la solución de colágeno a la mezcla. Pipetea la suspensión para mezclarla bien.
A continuación, pipetee 500 microlitros de la mezcla preparada en un inserto en una placa de 24 pocillos. Para un modelo sin el estrato córneo, pipetee 500 microlitros de la mezcla en un pocillo sin inserto. Después de incubar la placa durante 10 minutos a temperatura ambiente, transfiérala a una incubadora durante 30 minutos.
Pipetear 500 microlitros de PBS tamponados en cada pocillo para enjuagar la superficie del hidrogel. A continuación, mezcle 200 microlitros de la suspensión de queratinocitos con un volumen igual de suspensión de melanocitos en el medio DMEM suplementado. Pipetee suavemente 500 microlitros de la suspensión celular total en cada pocillo.
Incubar las placas a 37 grados centígrados durante dos a cinco días. Reemplace el medio cada 48 horas y use un microscopio óptico para monitorear el crecimiento celular. Se creó un modelo 3D equivalente con dermis y epidermis distinguibles, que podía monitorizarse en tiempo real.
Se observaron queratinocitos en diferentes etapas de crecimiento celular, que son indicadores de un equivalente vivo. También se observaron mastocitos con gránulos reconocibles.
