Nos gustaría agradecer a Biofábrica Moscamed Brasil, Fundação de Amparo a Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP) y Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnologia (CNPq) por el apoyo financiero.  También quisiéramos dar las gracias a las siguientes personas por su asistencia; Miriam dos Santos, Gildeane Silva, Gessilane dos Santos, Fabio Gonçalves, John Paul Oliveira, Luiza Garziera, José Carlos Valença.

Requisitos insectarios
1. Visión general
<ol><li>La cría en masa tiene varias fases, cada una de las cuales se realiza en un área distinta de la unidad de cría en masa. La Figura 1 muestra la fase principal de la cría y dónde se producen en la instalación de cría masiva.</li>
</ol>2. Consideraciones de bioseguridad para los insectarios
<ol><li>El proyecto fue aprobado por el comité de ética animal de la Universidad de São Paulo - Brasil y se obtuvieron todos los permisos y aprobaciones necesarias.</li>
	<li>El sistema RIDL utiliza la letalidad condicional; un suplemento dietético (tetraciclina) impide la expresión del sistema RIDL permitiendo que los insectos sean criados en masa; sin tetraciclina los mosquitos mueren. La tetraciclina no se encuentra en los sitios de reproducción de Ae. aegypti en la naturaleza, por lo que cualquier descendencia producida por fugitivos no sobrevivirá.  Esto agrega un nivel adicional de seguridad sobre el uso de insectos de tipo salvaje (WT) esterilizados por otros métodos(es decir, radiación).</li>
	<li>Use la entrada de doble puerta, letreros de "Solo personal autorizado" y mosquiteros en el insectario. Cualquier ventana debe estar sellada para evitar la contaminación de la colonia con insectos WT y ayudar a prevenir escapes desde el interior del insectario.</li>
	<li>Las regulaciones y autoridades locales pueden tener requisitos adicionales o alternativos específicos. Póngase en contacto con las autoridades pertinentes para obtener información o orientación en una etapa temprana, y obtener todos los permisos y aprobaciones necesarios antes de establecer la cepa RIDL en un insectario.</li>
	<li>La cría masiva insectaria sólo debe utilizarse para la cría de RIDL. No hay otras cepas o insectos deben estar presentes. Esto es para evitar la contaminación de la cepa RIDL y la contaminación con patógenos que pueden afectar la aptitud y la supervivencia, reduciendo la productividad y la eficacia de los machos liberados.</li>
</ol>3. Diseño insectario
<ol><li>
La Figura 2 muestra un plano del insectario utilizado en biofábrica Moscamed en Brasil.</li>
	<li>La temperatura de todas las habitaciones fue de 26 °C ± 2) con una humedad relativa de aproximadamente 70-80% y un ciclo de luz: oscuridad de 12:12 horas utilizando tiras de luz fluorescente.</li>
	<li>Este plano se puede modificar de acuerdo con los requisitos de espacio específicos, por ejemplo, la escala de la versión determinará el tamaño total. Sin embargo, la producción, la cría y clasificación de huevos, el control de calidad (QC) y las liberaciones deben separarse en cuatro áreas distintas: colonia de producción de huevos, generación de liberación, control de calidad y almacenamiento de adultos para su liberación.</li>
	<li>La sala de la Colonia de Producción de Huevos (aproximadamente 20 m2)se utiliza para producir huevos para la generación de liberación.</li>
	<li>El área de Control de Calidad es donde se llevan a cabo experimentos para verificar los procedimientos y la aptitud de la línea RIDL, incluidas las mediciones de la tasa de eclosión, el número de pupas, el tamaño de la pupa y la medición de la efectividad de la clasificación y eliminación de hembras. También se realizan pruebas para la contaminación por WT mediante la comprobación de la presencia de marcador de fluorescencia y fenotipo utilizando ensayos de compensación que miden la letalidad.</li>
	<li>La sala de Generación de Liberación (aproximadamente 36 m2)requiere espacio adecuado para bandejas y la clasificación de larvas y pupas. Las bandejas se mantienen en bastidores de aluminio especialmente diseñados. Se requiere un gran área de trabajo y un fregadero para la crianza y clasificación y otro fregadero grande para el lavado de bandejas y jaulas. Se ha incluido una trampa de captura de filtro en la salida de aguas residuales de los sumideros para mitigar el escape de mosquitos vivos a través de la alcantarilla.</li>
	<li>Toda el agua utilizada para las bandejas se dispone a través de un desagüe, que cuenta con un compartimento que contiene una malla que evita el escape de insectos en cualquier etapa del desarrollo.</li>
	<li>Se requiere un área para el almacenamiento de adultos para su liberación (Almacenamiento de adultos para liberación, Figura 2)que contiene estanterías para contener los dispositivos de liberación mientras los adultos maduran antes de la liberación.</li>
</ol>Métodos de producción para la cría en masa ridl:
La Colonia de Producción de Huevos produce los huevos que se utilizan en la Generación de Liberación(Figura 1)para producir adultos. Hay muchas similitudes en los dos métodos de cría, pero también algunas diferencias claras. Los procesos de cría que son los mismos para ambos procedimientos se describen en la sección Colonia de producción de huevos solamente.
Colonia de Producción de Huevos
4. Producción larvaria
La Colonia de Producción de Huevos genera huevos OX513A RIDL homocigóticos8 para la Generación de Liberación. Un alto control de calidad garantiza la viabilidad, la aptitud y la integridad de la cepa de los huevos suministrados.
<ol><li>El estímulo para la eclosión es la inmersión en agua con un bajo nivel de oxígeno disuelto. Para reducir el nivel de oxígeno en el agua, calentar el agua hasta que hierva e inmediatamente colocar 400 ml en frascos de vidrio de 500 ml (circunferencia de apertura de 74 mm), sujetar la tapa de forma segura y dejar a temperatura ambiente durante varias horas para enfriar.</li>
	<li>Poner 1 g de huevos en un frasco de agua hervida, volver a sesgar y esperar una hora. Transferir el contenido a una bandeja con agua de 2 L y dejar pasar la noche en condiciones insectarias.</li>
	<li>Coloque las larvas eclosionadas en un volumen conocido de agua y revuelva usando un agitador magnético y pulgas durante el tiempo suficiente para tomar alícuotas; agitar vigorosamente o durante un tiempo prolongado daña las larvas y debe mantenerse al mínimo. El volumen estándar utilizado para eclosionar larvas es de 1 L, sin embargo, las densidades de más de 300 larvas / ml son difíciles de contar y pueden ser perjudiciales. Por lo tanto, no eclosione más de unos 300.000 huevos/L de agua.</li>
	<li>Determine la velocidad de eclosión tomando tres alícuotas de 1 ml y colocándolas sobre una hoja de papel absorbente, con una rejilla de 1 cm cuadrados, encima de una esponja absorbente para absorber el exceso de agua.  Cuente el número de huevos eclosionados y no incubados de tres cuadrados buscando la tapa faltante de un huevo eclosionado. Se espera una tasa de eclosión alrededor del 80-90%.</li>
	<li>Tomar cuatro alícuotas de 1 ml cada una y colocar en cuatro botes de pesaje negros (las larvas son blancas y por lo tanto más fácilmente visibles sobre un fondo negro) y contar el número de larvas vivas presentes por el ojo; se recomienda el uso de un contador. El número promedio de larvas por ml se utiliza para calcular el volumen de agua a añadir en cada bandeja para obtener el número deseado de larvas por bandeja.</li>
	<li>Puede haber grandes diferencias en la densidad en la que se pueden criar las larvas entre cepas y especies. También es deseable comparar el tamaño de macho adulto RIDL con los machos de tipo salvaje; idealmente quieres similar a los machos RIDL de mayor tamaño que pueden competir con éxito con los machos salvajes. Por lo tanto, para cada cepa ridl es necesario determinar la densidad ideal de larvas y es una compensación contra las limitaciones de espacio para la cría y la escala de producción. Densidades que van desde 0.1-2.5 larva/ml hemos encontrado para ser una buena combinación de producción y calidad; también discutido por Medici23.</li>
	<li>Añadir las larvas a las bandejas. En nuestras instalaciones utilizamos bandejas de unos 53 cm x 37 cm x 8 cm (L x W x H) y la cantidad de agua necesaria para lograr la densidad de larvas para la producción.</li>
	<li>Añadir una solución común de tetraciclina (3 mg/ml en agua) a las bandejas a una dilución de 1:100 para obtener la concentración final requerida de 30 μg/ml.</li>
	<li>Alimente a las larvas con alimentos de peces en escamas<a href="http://www.sera.de">(www.sera.de)</a>diariamente, que han sido triturados en un polvo fino. La Tabla 1 muestra el régimen de alimentación típico en mg de alimento por larva y día. Alimentar a las larvas hasta el día apropiado de clasificación en las condiciones insectarias descritas anteriormente.</li>
</ol>5. Clasificación de larvas de pupas y pupas macho /hembra
<ol><li>Clasificar las larvas de las pupas 8 días después de la eclosión separando las larvas de las pupas. Entonces sexo-ordene las pupas para los varones. Un dispositivo conocido como separador de placas24,25 puede clasificar larvas de pupas macho y de pupas hembras. La Figura 3 ilustra el uso de este separador de placas para separar las larvas de las pupas masculinas y femeninas.</li>
	<li>Usando una cuchara de medición con una malla en la parte inferior, calibrarla con 500 pupas o más y usarla para establecer jaulas y estimar la cantidad total de pupas de machos y hembras producidas.</li>
	<li>En el primer día de clasificación (día 8) la mayoría de las pupas son machos, así que coloque las larvas clasificadas de nuevo en una bandeja y vuelva a la parte posterior hasta el día siguiente, cuando la mayoría de las pupas son hembras (Figura 4).</li>
	<li>Repita el proceso de clasificación cada día como se describe en los pasos 2.1-2.3 hasta que todas las larvas hayan pupado o hasta el final de una semana laboral.</li>
	<li>Coloque 1.000 pupas macho (usando la cuchara de medida) en una jaula y el día 9 agregue 3.000 pupas hembras a la misma jaula (usamos tubos de PVC de 30 cm de alto y 30 cm de diámetro adaptados con malla superior y un orificio de acceso con red, pero las jaulas de plástico de 30 cm x 30 cm x 30 cm también están disponibles en BugDorm).</li>
	<li>Permita que los adultos se apareen durante al menos 2 días y proporcionándoles solución de sacarosa (10%) en algodón húmedo ad libitum antes de la alimentación con sangre. Recoja los huevos durante dos semanas (~ dos ciclos gonotróficos) con dos alimentos de sangre a la semana. Esto produce un promedio de 143.000 huevos de una jaula de 3.000 hembras (un promedio de 48 huevos/hembra). Para la producción de 4 millones de huevos a la semana es necesario instalar unas 28 jaulas cada semana.</li>
</ol>6. Alimentación de sangre
<ol><li>Un sistema de alimentación de placas de aluminio suministra sangre a las jaulas dos veces por semana. Se crea una bolsa de sangre en el lado de una placa de aluminio (10 cm x 10 cm x 3 mm) con Parafilm(Figura 5). Para fomentar la alimentación, la sangre se calienta colocando una bolsa de frijoles calentada en la parte superior del alimentador de placas. La bolsa de frijoles consistía en aproximadamente 250 g de granos de trigo en una bolsa de tela, que se calienta durante aproximadamente 10 segundos en un microondas. La sangre que usamos para alimentarse es de un matadero local; como estos animales (principalmente cabras y ovejas) son para consumo humano se prueban para evitar la presencia de patógenos.</li>
	<li>Tres días después de la alimentación con sangre, se proporciona un sitio de oviposición para que las hembras den sus huevos. El sitio de oviposición es un recipiente de plástico redondo lleno de aproximadamente 1/4 con agua y papel de filtro que cubre el interior. Dos días más adelante se quita el sitio de la oviposición. Para obtener la máxima producción de huevos, asegúrese de que el papel de filtro cubra toda la superficie disponible dentro del contenedor y permanezca húmedo.</li>
	<li>Retire el papel de huevo y colóquelo sobre el papel absorbente para que se seque en condiciones insectarias; los huevos requieren un período de acondicionamiento a alta humedad (más del 70%) de al menos 48 horas después de haber sido puesto. Los huevos se pueden dejar en el insectario durante un máximo de 3 meses con una disminución mínima en la tasa de eclosión, siempre y cuando la humedad se mantenga alta25.</li>
	<li>La colonia de producción de huevos debe ser de tamaño suficiente para proporcionar el número de huevos requeridos semanalmente para el programa de liberación. La instalación descrita anteriormente puede producir aproximadamente 4 millones de huevos con 28 jaulas establecidas semanalmente. Se recomienda mantener suficientes huevos almacenados para garantizar al menos 4 semanas de huevos para la generación de liberación y la colonia de producción de huevos.</li>
</ol>Generación de versiones
7. Producción larvaria
Los procesos de eclosión, cría y clasificación para la generación de liberación son idénticos al método descrito anteriormente para la colonia de producción de huevos. Sin embargo, la escala de producción es mucho mayor y esto requiere más bandejas y más esfuerzo.
8. Clasificación de larvas, pupas masculinas y pupas femeninas
<ol><li>La clasificación de larvas, pupas masculinas y pupas hembras es idéntica al método descrito para la producción de huevos.</li>
	<li>Después de clasificar las pupas masculinas, es importante verificar la contaminación de las hembras antes de su liberación; no debe haber más del 1% de mujeres presentes. Tome tres alícuotas de 500 pupas (tres pupas aleatorias que miden cucharas) y cuente el número de pupas hembras presentes. Las hembras pueden ser identificadas ya que son generalmente más grandes que los machos y a partir de las diferencias en la forma del lóbulo genital (Figura 6)27. Si hay más del 1% de mujeres, se debe recurrir a ellos y revisar de nuevo.</li>
	<li>Use solo los machos desde el día 8 y 9 para la liberación; autoclave las larvas y pupas restantes. En Brasil, estos residuos deben ser tratados de la misma manera que los residuos médicos, pero las regulaciones pueden diferir en otros países. No utilice pupas y larvas hembras de la Generación de Liberación para la Colonia de Producción de Huevos debido a las diferencias en el control de calidad, la cría y los riesgos de contaminación de un número mayor, y un menor control de calidad.</li>
</ol>Almacenamiento de adultos para liberación: Coloque a los machos en dispositivos de liberación para que emerjan y maduren antes de la liberación. Los detalles de los dispositivos de versión no se tratan en este método. Sin embargo, la capacidad de los dispositivos de liberación que utilizamos es de alrededor de 1.000 machos. Los detalles del método de liberación (dispositivo de versión y sistema de liberación) no se tratan en este método.

<ol>
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P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analyzing+the+control+of+mosquito-borne+diseases+by+a+dominant+lethal+genetic+system.">Analyzing the control of mosquito-borne diseases by a dominant lethal genetic system.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104, 9540-9545 (2007).</li><li>Bargielowski, I., Nimmo, D., Alphey, L., Koella, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+life+history+characteristics+of+the+genetically+modified+OX513A+line+and+a+wild+type+strain+of+Aedes+aegypti.">Comparison of life history characteristics of the genetically modified OX513A line and a wild type strain of Aedes aegypti.</a> PLoS One. 6 (e20699), (2011).</li><li>Bargielowski, I., Alphey, L., Koella, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cost+of+mating+and+insemination+capacity+of+a+genetically+modified+mosquito+Aedes+aegypti+OX513A+compared+to+its+wild+type+counterpart.">Cost of mating and insemination capacity of a genetically modified mosquito Aedes aegypti OX513A compared to its wild type counterpart.</a> PLoS One. 6 (26086), (2011).</li></ol>

Los autores afiliados a Oxitec tienen un empleo y/o participación accionaria en Oxitec Ltd. Oxitec Ltd y la Universidad de Oxford poseen propiedad intelectual relacionada con el tema de este documento.

Ridl es un método eficaz y ambientalmente seguro de controlar los mosquitos3,29-31. La técnica es aplicable a un programa de manejo integrado de plagas y la mayoría de los métodos de control actuales, incluidos los larvicidas, la reducción de sitios de reproducción y los adulticidas, son compatibles con esta tecnología. Este método describe cómo producir hasta 570.000 pupas macho RIDL por semana para su uso en el control de Ae. Aegypti y a nuestro conocimiento esta es la primera descripción de la producción de mosquitos transgénicos en esta escala. Algunos sistemas de producción comparables se desarrollaron para el tipo salvaje Ae. aegypti en los años 1960 y 7025,sin embargo, no ha habido una producción comparable a esta escala desde entonces. En Brasil, alrededor de 11 millones de hombres han sido liberados desde febrero de 2011 hasta febrero de 2012. El número de machos requeridos para que un área dada sea controlada depende de una serie de factores que incluyen el tamaño de la población silvestre, la dispersión de los machos liberados, la supervivencia y la competitividad de apareamiento de los machos después de la liberación, y las condiciones ambientales.  Estudios anteriores han demostrado que el RIDL puede reducir una población de mosquitos en al menos un 80%9.
Se necesita un equilibrio entre la optimización de la cría en masa para la escala de producción y el costo frente a la calidad de los machos. Por ejemplo, el aumento de la densidad larvaria puede aumentar la capacidad de producción al reducir el espacio requerido, la mano de obra y el tiempo a la pupación32. Sin embargo, densidades demasiado altas de larvas pueden resultar en machos de vida más pequeña y más corta con capacidad de apareamiento reducida32,33. La calidad de los machos en relación con un programa SIT se evaluará en última instancia por la capacidad de los machos liberados para aparearse con las hembras en el campo. Se requiere una amplia evaluación de campo para evaluar la competitividad del apareamiento en relación con sus contrapartes silvestres9,10. Esto a menudo hace que sea poco práctico evaluar exactamente qué factores hacen que un mosquito macho de "alta calidad". Sin embargo, mantener una producción y una calidad consistentes (en la medida en que se puedan evaluar rutinariamente) en la cría masiva a gran escala es primordial. Esto requiere un alto nivel de vigilancia y estandarización de todos los procesos con pequeñas fluctuaciones que potencialmente tienen un impacto significativo. La alícuota de las larvas L1 es un paso crítico e ilustra este punto. Alícuota el número correcto de larvas en bandejas es esencial para una producción de buena calidad. El régimen de alimentación se adapta con precisión para un número específico de larvas. Muy pocas/muchas larvas resultarán en una alimentación excesiva/insuficiente, lo que influye en la supervivencia de las larvas, el tamaño de las pupas y el tiempo hasta la pupación. Si hay un secreto en el arte de la cría en masa es asegurar que los muchos pequeños pasos en el ciclo de producción se llevan a cabo de manera consistente, precisa y con un alto nivel de control de calidad, como se describe en este documento.

Los mosquitos transmiten muchos patógenos que pueden causar una serie de enfermedades en los seres humanos y el control de estos mosquitos ha sido una batalla continua durante siglos. Las estrategias para controlar insectos basadas en métodos químicos y biológicos han tenido algunos éxitos notables, pero en muchos casos el control no ha sido sostenible a largo plazo. Por ejemplo, Brasil logró la erradicación de Ae. aegypti en los años 50, pero el mosquito ha reinvado en los últimos 40-50 años. Esto puede atribuirse a muchas causas, incluida la resistencia a los insecticidas, el daño ambiental, la mala implementación del programa de control15-20,y la rápida reinvasión sin un monitoreo o respuesta adecuada.
Se están buscando nuevas técnicas y métodos para tratar de ganar esta batalla contra los mosquitos.  Los recientes avances en las técnicas moleculares han llevado al desarrollo de nuevos e innovadores métodos de control de mosquitos basados en la Técnica de Insectos Estériles (SIT)1-3. Un método de control conocido como RIDL (Release of Insects carrying a Dominant Lethal)4 se basa en SIT, pero utiliza métodos genéticos para eliminar la necesidad de esterilización por radiación. Se han construido cepas RIDL para varias especies de plagas, incluyendo Ae. aegypti 5-8, Una cepa RIDL de Ae. aegypti se probó con éxito en el campo en Gran Caimán9,10; se planea un mayor uso en el campo o está en curso en otros países del mundo.  La supresión de las poblaciones de mosquitos que utilizan RIDL requerirá la cría de un gran número de adultos machos de alta calidad3,14.
Para un programa SIT se considera deseable liberar sólo a los machos; los mosquitos hembra pica y transmiten enfermedades. Además, los machos estériles liberados pueden ser 'distraídos' por las hembras liberadas reduciendo la efectividad del programa. Se demostró que la liberación sólo masculina era 3-5 veces más efectiva que la liberación de sexo mixto en grandes experimentos de campo con moscas de la fruta mediterráneas irradiadas21.
En un programa de cría masiva de RIDL, hay varias etapas para producir los machos para su liberación.  La primera es producir los huevos necesarios para la generación de liberación (Figura 1). La siguiente etapa es criar los huevos a través de pupas o adultos, separando las larvas de las pupas y las pupas masculinas de las pupas femeninas. La separación a gran escala de machos de hembras requiere una diferencia entre los sexos en una etapa particular de la vida adecuada para la clasificación masiva22. En Ae. aegypti (y otras especies de mosquitos) hay una diferencia de tamaño significativa entre las pupas macho y hembra que puede ser explotada para técnicas de separación de sexo. Los machos ridl clasificados son liberados en un programa de control como pupas o como adultos11,12.
A continuación se describen los métodos para la cría masiva de OX513A, una cepa RIDL de Ae. Aegypti, para su liberación. Los métodos descritos abarcan las técnicas necesarias para la producción de huevos y machos ridl para un programa de control.

<table align="left" border="1" cellpadding="0" cellspacing="0" width="100%">
	<tbody>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:38px;">
			Vipan Premium
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:38px;">
			Sera GmbH
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:38px;">
			190
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:38px;">
			<a href="http://www.sera.de/uk/pages/products/product/sera-vipan-3.html">http://www.sera.de/uk/pages/products/product/sera-vipan-3.html</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:38px;">
			Required for rearing RIDL larvae
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:58px;">
			Tetracycline
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:58px;">
			Sigma Aldrich
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:58px;">
			T7660
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:58px;">
			<a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail.do?D7=0&amp;N5=SEARCH_CONCAT_PNO|BRAND_KEY&amp;N4=T7660|SIGMA&amp;N25=0&amp;QS=ON&amp;F=SPEC">http://www.sigmaaldrich.com/catalog/ProductDetail.do?D7=0&#38;N5=SEARCH_CONCAT_PNO|BRAND_KEY&#38;N4=T7660|SIGMA&#38;N25=0&#38;QS=ON&#38;F=SPEC</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:58px;">
			Required for rearing RIDL larvae
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:38px;">
			Plate separator
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:38px;">
			J.W. Hock
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:38px;">
			5412
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:38px;">
			<a href="http://www.johnwhock.com/download/manuals/instr_5412_separator.pdf">http://www.johnwhock.com/download/manuals/instr_5412_separator.pdf</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:38px;">
			Separating larvae and pupae
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:38px;">
			Parafilm M
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:38px;">
			Pechiney Plastic packing
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:38px;">
			PM-996
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:38px;">
			<a href="http://www.parafilm.com">www.parafilm.com</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:38px;">
			Cover plate for blood feeding system
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:38px;">
			Rearing pans for Release generation (53 cm x 38 cm x 8 cm)
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:38px;">
			Pleion
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:38px;">
			0757
			</td>
			<td nowrap="nowrap" style="width:40.2%;height:38px;">
			<a href="http://pleion.actcenter.com.br/produtos.asp?opcao=1">http://pleion.actcenter.com.br/produtos.asp?opcao=1</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:38px;">
			Larval rearing Release generation
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:19px;">
			Fluorescent scope
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:19px;">
			Leica&#160;Microsystems
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:19px;">
			MZ FLIII
			
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:19px;">
			<a href="http://www.leica-microsystems.com/fileadmin/downloads/Leica%20MZ%20FLIII/Brochures/M1-160-0de.pdf">http://www.leica-microsystems.com/fileadmin/downloads/Leica%20MZ%20FLIII/Brochures/M1-160-0de.pdf</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:19px;">
			Viewing fluorescent RIDL larvae
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:38px;">
			Adult cages
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:38px;">
			BugDorm
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:38px;">
			DP1000
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:38px;">
			<a href="http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html">http://bugdorm.megaview.com.tw/bugdorm-1-insect-rearing-cage-30x30x30-cm-pack-of-one-p-29.html</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:38px;">
			Cages for Egg production&#160; colony
			</td>
		</tr>
		<tr>
			<td style="width:15.92%;height:38px;">
			Filter paper
			</td>
			<td style="width:15.06%;height:38px;">
			CELAB
			</td>
			<td style="width:12.64%;height:38px;">
			
			</td>
			<td style="width:40.2%;height:38px;">
			<a href="http://www.casadolaboratorio.com.br/subpage118.html">http://www.casadolaboratorio.com.br/subpage118.html</a>
			</td>
			<td style="width:16.16%;height:38px;">
			Filter paper for egg laying
			</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

mass production of genetically modified aedes aegypti for field releases in brazil

Se están buscando nuevas técnicas y métodos para tratar de ganar la batalla contra los mosquitos. Los recientes avances en las técnicas moleculares han llevado al desarrollo de nuevos e innovadores métodos de control de mosquitos basados en la Técnica de Insectos Estériles (SIT)1-3. Un método de control conocido como RIDL (Release of Insects carrying a Dominant Lethal)4, se basa en SIT, pero utiliza métodos genéticos para eliminar la necesidad de esterilización por radiación5-8. Una cepa RIDL de Ae. aegypti se probó con éxito en el campo en Gran Caimán9,10; se planea un mayor uso en el campo o está en curso en otros países del mundo.
La cría masiva de insectos se ha establecido en varias especies de insectos y a niveles de miles de millones a la semana. Sin embargo, en los mosquitos, la cría generalmente se ha realizado en una escala mucho más pequeña, con la mayoría de la cría a gran escala que se realiza en las décadas de 1970 y 80. Para un programa ridl es deseable liberar tan pocas hembras como sea posible, ya que muerden y transmiten la enfermedad. En un programa de cría masiva hay varias etapas para producir los machos que se liberarán: producción de huevos, cría de huevos hasta la pupación, y luego clasificación de los machos de las hembras antes de la liberación. Estos machos se utilizan para un programa de control de RIDL, liberados como pupas o adultos11,12.
Para suprimir una población de mosquitos que usan RIDL, es necesario criar a un gran número de adultos machos de alta calidad13,14. A continuación se describen los métodos para la cría en masa de OX513A, una cepa RIDL de Ae. aegypti 8, para su liberación y cubre las técnicas necesarias para la producción de huevos y la cría masiva de machos RIDL para un programa de control.

Los resultados esperados de pupación para la producción se muestran en la Figura 4. Los machos pupan primero, alcanzando su punto máximo el día 8 y las hembras alcanzan su punto máximo el día 9 después de la eclosión. Es importante medir esta curva de pupación para conocer el mejor momento para clasificar machos de hembras.
Los resultados de más de 6 meses de clasificación de pupas machos y hembras muestran que la contaminación femenina en promedio es del 0,02% (Figura 5; SEM = 0,004%). Esta tasa de contaminación representa sólo 400 hembras liberadas durante un mes de liberaciones (aprox. dos millones de machos). La producción actual de huevos por semana es de 4 millones. De ellos, 3,5 millones se incuban para colonias de huevos y producción, y el resto se almacena para su respaldo. Aproximadamente el 11% de los huevos se utilizan para la colonia de producción de huevos y el resto para la generación de liberación. La tasa de eclosión de huevos promedia el 87,3% (SEM = 0,5%) y el rendimiento de pupas macho de larvas L1 promedia 29,5% (SEM = 1,2). Dos millones de larvas se crían cada semana para la colonia de generación de liberación que produce alrededor de 571.000 pupas machos (SEM = 14.000). La mortalidad de las pupas y adultos durante la emergencia y la liberación promedia el 5%, lo que resulta en aproximadamente 543.000 (SEM = 13.000) mosquitos machos adultos liberados por semana. Se anticipa que la producción actual de 4 millones de huevos / semana podría reducirse a ~ 3 millones / semana con una mayor optimización para reducir la pérdida de desperdicio y almacenamiento. En total se necesitan 6 empleados para la producción descrita; cuatro trabajando en la generación de liberación y los dos restantes en la colonia de huevos.

control de calidad

El control de calidad es esencial para mantener la calidad de los adultos, la eficiencia de la crianza, la mano de obra y los costos. 

Control del fenotipo transgén
Para verificar la expresión génica de RIDL dos controles se realizan, en primer lugar para comprobar la expresión del marcador de la fluorescencia y en segundo lugar para comprobar la expresión del rasgo de la mortalidad de RIDL en ausencia de tetraciclina. Todas las larvas deben expresar el marcador fluorescente. Para comprobar si el marcador fluorescente se está expresando como se esperaba, se comprueban 2.000 larvas de primer estadio bajo un estereomicroscopio Leica MZFLIII con filtro DsRed2 (Texas Red) para determinar si hay individuos no fluorescentes presentes. Sin tetraciclina se expresa el gen RIDL y esperamos una supervivencia del 3-4% a adultos8. Para comprobarlo, se configura una bandeja adicional para cada lote de liberación sin tetraciclina. La única diferencia con la cría normal es que el alimento se reduce en 2/3 desde el día 6 porque la acumulación de exceso de alimento debido a larvas muertas puede resultar en un crecimiento bacteriano excesivo.

Control de crianza
Cuatro bandejas de la generación de liberación se eligen aleatoriamente para ordenarse y contarse por separado. El número de pupas machos y hembras se registra de cada bandeja cada día (Figura 4). Cualquier desviación del número esperado de machos y hembras indica un problema potencial que podría afectar la producción y / o la aptitud y se puede comparar con la colonia de huevos para ayudar a determinar la fuente de los problemas.

Mediciones de pupas
Se ha demostrado que el tamaño de las pupas está correlacionado con el tamaño adulto28. Como control de calidad para el tamaño adulto, el ancho del cefalotórax se mide de al menos 30 pupas macho por cada día de clasificación de la Generación de Liberación; para la Colonia de Producción de Huevos también se miden pupas hembras. La anchura media del cefalotórax era 1,05 milímetros (SEM 0,005) para los varones lanzados y 1,04 milímetros (SEM = 0,006) y 1,29 milímetros (SEM = 0,006) para los varones y las hembras respectivamente Producción del huevo, colonia; se obtuvieron resultados similares para la cría masiva de Ae. albopictus 24.
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig1.jpg"> Figura 1. Etapas de la cría masiva de mosquitos para su uso en un programa RIDL/SIT. La Colonia de Producción de Huevos tiene un alto nivel de control de calidad para garantizar la calidad de los huevos suministrados a la generación de liberación.  Los huevos se crían a través de pupas en la colonia de liberación, donde los machos se clasifican de las hembras.  Los adultos masculinos se utilizan para el programa de control ridl.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig2.jpg"> Figura 2. Esquema de la instalación de cría para la producción de machos RIDL para un programa de liberación. Los huevos de alta calidad se producen continuamente en la sala de la Colonia de Producción de Huevos y luego se crían a través de pupas en la sala de Generación de Liberación. Las larvas y pupas se separan y las pupas sexo-se clasifican para los machos. Los machos se colocan en dispositivos de liberación y se les permite madurar a los adultos para su liberación en el almacenamiento de adultos y la sala de liberación. 
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig3.jpg"> Figura 3. Separación de larvas, pupas macho y pupas hembras mediante un separador de placas26.  El separador de placas utiliza la diferencia de tamaño entre larvas, pupas masculinas y pupas femeninas para clasificar estas tres etapas diferentes de la vida; las larvas tienden a ser más pequeñas que las pupas masculinas que a su vez son más pequeñas que las pupas femeninas.  El instrumento consta de dos placas de vidrio; uno se fija a un marco de metal inclinado y el otro se sienta en la parte superior de la primera placa y se puede mover en relación con el primero utilizando cuatro tornillos de ajuste (A).  Los cuatro tornillos de ajuste permiten que la placa exterior se ajuste en un ángulo con respecto a la placa posterior, de modo que se forme un espacio en forma de cuña entre las placas, disminuyendo hacia abajo.  Las larvas y pupas se vierten entre las placas de vidrio(B)y se lavan suavemente con una manguera de agua(C).  Ajustando el ángulo de la placa, se pueden separar larvas, pupas macho y pupas hembra (D).  Con el enrojecimiento continuo y el aumento del ángulo de la placa, las larvas se pueden enjuagar primero (en un tamiz), seguido de las pupas masculinas y finalmente las pupas femeninas. 
<img alt="Figure 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig4.jpg"> Figura 4. Curvas de pupación para ridl criado en masa Ae. aegypti.  Este gráfico muestra el porcentaje promedio de pupación para pupas machos y hembras de RIDL criadas en masa durante 23 semanas de observación con ~ 135,000 pupas recuperadas por semana.  Barras de error = error estándar de media, n = 23. En la primera recogida (día 8) recuperamos en promedio un 59% de pupas machos y un 30% de hembras del total de pupas recuperadas de bandejas durante 5 días. 
<img alt="Figure 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig5.jpg"> Figura 5. Contaminación media femenina de pupas macho clasificadas. Este gráfico muestra el porcentaje promedio mensual de contaminación femenina durante la clasificación de machos el día 8 después de la eclosión durante un período de seis meses. 
<img alt="Figure 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig6.jpg"> Figura 6. Sistema de alimentación de sangre de placa de aluminio. La placa(B)se cubre con Parafilm(A)y la sangre se canaliza en un bolsillo y luego se sella(D). La placa se coloca en una jaula y se calienta colocando una bolsa de frijoles calentada(C)en la parte superior(E). 
<img alt="Figure 7" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579fig7highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579fig7.jpg"> Figura 7. Distinguiendo macho y hembra Ae. aegypti pupae. Ae. aegypti pupae puede ser sexed confiablemente por las diferencias en la forma del lóbulo genital (en el extremo de los segmentos abdominales pupales justo debajo de las paletas). Además, los machos también tienden a ser más pequeños que las hembras.   
<img alt="Table 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/3579/3579table1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/3579/3579table1.jpg"> Tabla 1. Régimen general de alimentación para las larvas de Ae. aegypti RIDL (mg de alimento por larva por día). Para calcular la cantidad real de alimento requerido multiplique por el número total de larvas por bandeja.

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Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

Para lograr la supresión de la población de Aedes aegypti utilizando el sistema RIDL® (Liberación de Insectos Portadores de un Letal Dominante), es necesario liberar un gran número de mosquitos machos. Esto requiere el uso de técnicas y tecnología de cría masiva para proporcionar sistemas confiables para obtener el máximo número de mosquitos machos de alta calidad.

Producción masiva de Aedes aegypti genéticamente modificados para liberaciones de campo en Brasil

New techniques and methods are being sought to try to win the battle against mosquitoes. Recent advances in molecular techniques have led to the ...

mass-production-genetically-modified-aedes-aegypti-for-field-releases

Research

JoVE Journal

Environment

Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

22.8K vistas.  Oxitec Ltd. Para lograr la supresión de la población de Aedes aegypti utilizando el sistema RIDL® (Liberación de Insectos Portadores de un Letal Dominante), es necesario liberar un gran número de mosquitos machos. Esto requiere el uso de técnicas y tecnología de cría masiva para proporcionar sistemas confiables para obtener el máximo número de mosquitos machos de alta calidad.

Video: Mass Production of Genetically Modified Aedes aegypti for Field Releases in Brazil

Evaluation of Integrated Anaerobic Digestion and Hydrothermal Carbonization for Bioenergy Production

Lignocellulosic biomass is one of the most abundant yet underutilized renewable energy resources. Both anaerobic digestion (AD) and hydrothermal carbonization (HTC) are promising technologies for bioenergy production from biomass in terms of biogas and HTC biochar, respectively. In this study, the combination of AD and HTC is proposed to increase overall bioenergy production. Wheat straw was anaerobically digested in a novel upflow anaerobic solid state reactor (UASS) in both mesophilic (37 &#176;C) and thermophilic (55 &#176;C) conditions. Wet digested from thermophilic AD was hydrothermally carbonized at 230 &#176;C for 6 hr for HTC biochar production. At thermophilic temperature, the UASS system yields an average of 165 LCH4/kgVS&#160;(VS: volatile solids) and 121 L CH4/kgVS&#160;at mesophilic AD over the continuous operation of 200 days. Meanwhile, 43.4 g of HTC biochar with 29.6 MJ/kgdry_biochar was obtained from HTC of 1 kg digestate (dry basis) from mesophilic AD. The combination of AD and HTC, in this particular set of experiment yield 13.2 MJ of energy per 1 kg of dry wheat straw, which is at least 20% higher than HTC alone and 60.2% higher than AD only.

A novel Upflow Anaerobic Solid State (UASS) reactor was used for biogas production from fibrous feedstock. Digestate from UASS reactor was hydrothermally carbonized into HTC biochar in a pressurized batch reactor. The integration of the two bioenergy concepts was applied in this study to increase overall bioenergy production.

Evaluación de la gestión integrada de Digestión Anaerobia y carbonización hidrotermal para la producción de bioenergía

Lignocellulosic biomass is one of the most abundant yet underutilized renewable energy resources. Both anaerobic digestion (AD) and hydrothermal ...

Investigación

Medio ambiente

Integrated Field Lysimetry and Porewater Sampling for Evaluation of Chemical Mobility in Soils and Established Vegetation

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals is often not well understood. Here we demonstrate an integrated field lysimetry and porewater sampling method for evaluating the mobility of chemicals applied to soils and established vegetation. Lysimeters, open columns made of metal or plastic, are driven into bareground or vegetated soils. Porewater samplers, which are commercially available and use vacuum to collect percolating soil water, are installed at predetermined depths within the lysimeters. At prearranged times following chemical application to experimental plots, porewater is collected, and lysimeters, containing soil and vegetation, are exhumed. By analyzing chemical concentrations in the lysimeter soil, vegetation, and porewater, downward leaching rates, soil retention capacities, and plant uptake for the chemical of interest may be quantified. Because field lysimetry and porewater sampling are conducted under natural environmental conditions and with minimal soil disturbance, derived results project real-case scenarios and provide valuable information for chemical management. As chemicals are increasingly applied to land worldwide, the described techniques may be utilized to determine whether applied chemicals pose adverse effects to human health or the environment.

Field lysimetry and porewater sampling allow researchers to evaluate the fate of chemicals applied to soils and established vegetation. The goal of this protocol is to demonstrate how to install required instrumentation and collect samples for chemical analysis during integrated field lysimetry and porewater sampling experiments.

Lysimetry Integrado de campo y toma de muestras de agua intersticial para la Evaluación de la Movilidad de Química en Suelos y Vegetación Establecido

Potentially toxic chemicals are routinely applied to land to meet growing demands on waste management and food production, but the fate of these chemicals ...

Extraction and Analysis of Microbial Phospholipid Fatty Acids in Soils

Phospholipid fatty acids (PLFAs) are key components of microbial cell membranes. The analysis of PLFAs extracted from soils can provide information about the overall structure of terrestrial microbial communities. PLFA profiling has been extensively used in a range of ecosystems as a biological index of overall soil quality, and as a quantitative indicator of soil response to land management and other environmental stressors.
The standard method presented here outlines four key steps: 1. lipid extraction from soil samples with a single-phase chloroform mixture, 2. fractionation using solid phase extraction columns to isolate phospholipids from other extracted lipids, 3. methanolysis of phospholipids to produce fatty acid methyl esters (FAMEs), and 4. FAME analysis by capillary gas chromatography using a flame ionization detector (GC-FID). Two standards are used, including 1,2-dinonadecanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine (PC(19:0/19:0)) to assess the overall recovery of the extraction method, and methyl decanoate (MeC10:0) as an internal standard (ISTD) for the GC analysis.

Phospholipid fatty acids provide information about the structure of soil microbial communities. We present methods for extraction from soil samples with a single-phase chloroform mixture, fractionation of extracted lipids using solid phase extraction columns, and methanolysis to produce fatty acid methyl esters, which are analyzed by capillary gas chromatography.

Extracción y análisis de ácidos grasos de fosfolípidos microbiana en suelos

Phospholipid fatty acids (PLFAs) are key components of microbial cell membranes. The analysis of PLFAs extracted from soils can provide information about ...

A Gusseted Thermogradient Table to Control Soil Temperatures for Evaluating Plant Growth and Monitoring Soil Processes

Thermogradient tables were first developed in the 1950s primarily to test seed germination over a range of temperatures simultaneously without using a series of incubators. A temperature gradient is passively established across the surface of the table between the heated and cooled ends and is lost quickly at distances above the surface. Since temperature is only controlled on the table surface, experiments are restricted to shallow containers, such as Petri dishes, placed on the table. Welding continuous aluminum vertical strips or gussets perpendicular to the surface of a table enables temperature control in depth via convective heat flow. Soil in the channels between gussets was maintained across a gradient of temperatures allowing a greater diversity of experimentation. The gusseted design was evaluated by germinating oat, lettuce, tomato, and melon seeds. Soil temperatures were monitored using individual, battery-powered dataloggers positioned across the table. LED lights installed in the lids or along the sides of the gradient table create a controlled temperature chamber where seedlings can be grown over a range of temperatures. The gusseted design enabled accurate determination of optimum temperatures for fastest germination rate and the highest percentage germination for each species. Germination information from gradient table experiments can help predict seed germination and seedling growth under the adverse soil conditions often encountered during field crop production. Temperature effects on seed germination, seedling growth, and soil ecology can be tested under controlled conditions in a laboratory using a gusseted thermogradient table.

Traditional thermogradient tables create a range of temperatures across the surface. Welding gussets perpendicular to the surface of a thermogradient table will control temperature in depth increasing possible research applications.

Una tabla de fuelle Thermogradient para controlar las temperaturas del suelo para evaluar el crecimiento de la planta y Seguimiento de los procesos del suelo

Thermogradient tables were first developed in the 1950s primarily to test seed germination over a range of temperatures simultaneously without using a ...

Modification and Application of a Leaf Blower-vac for Field Sampling of Arthropods

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropod populations in rice. When used in combination with an enclosure, application of this sampling device provides absolute estimates of the populations of arthropods as numbers per standardized sampling area. The sampling efficiency depends critically on the sampling duration. In a mature rice crop, a two-minute sampling in an enclosure of 0.13 m2 yields more than 90% of the arthropod population. The device also allows sampling of arthropods dwelling on the water surface or the soil in rice paddies, but it is not suitable for sampling fast flying insects, such as predatory Odonata or larger hymenopterous parasitoids. The modified blower-vac is simple to construct, and cheaper and easier to handle than traditional suction sampling devices, such as D-vac. The low cost makes the modified blower-vac also accessible to researchers in developing countries.

Assessment of arthropod abundance in crops is critical for investigating population dynamics and species interactions. Here we describe the modification and application of a leaf blower-vac for suction sampling of arthropods in rice.

Modificación y aplicación de un soplador de hojas-vac de campo Muestreo de artrópodos

Rice fields host a large diversity of arthropods, but investigating their population dynamics and interactions is challenging. Here we describe the ...

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

Plants possess a powerful system to defend themselves against potential threats by pathogenic fungi. For agriculturally important plants, however, current measures to combat such pathogens have proved too conservative and, thus, not sufficiently effective, and they can potentially pose environmental risks. Therefore, it is extremely necessary to identify host-resistance factors to assist in controlling plant diseases naturally through the identification of resistant germplasm, the isolation and characterization of resistance genes, and the molecular breeding of resistant cultivars. In this regard, there is need to establish an accurate, rapid, and large-scale inoculation method to breed and develop plant resistance genes. The rice blast fungal pathogen Magnaporthe grisea causes severe disease symptoms and yield losses. Recently, M. grisea has emerged as a model organism for studying the mechanisms of plant-fungal pathogen interactions. Hence, we report the development of a plant virulence test method that is specific for M. grisea. This method provides for both spray inoculation with a conidial suspension and wounding inoculation with mycelium cubes or droplets of conidial suspension. The key step of the wounding inoculation method for detached rice leaves is to make wounds on plant leaves, which avoids any interference caused by host penetration resistance. This spray/wounding protocol contributes to the rapid, accurate, and large-scale screening of the pathotypes of M. grisea isolates. This integrated and systematic plant infection method will serve as an excellent starting point for gaining a broad perspective of issues in plant pathology.

The Plant Infection Test: Spray and Wound-Mediated Inoculation with the Plant Pathogen Magnaporthe Grisea

Here, we present a protocol to test plant virulence with the plant pathogen Magnaporthe grisea. This report will contribute to the large-scale screening of the pathotypes of fungi isolates and serve as an excellent starting point for understanding the resistant mechanisms of plants during molecular breeding.

La prueba de infección de planta: Spray y mediada por la herida la inoculación con el patógeno de planta Magnaporthe Grisea

Plants possess a powerful system to defend themselves against potential threats by pathogenic fungi. For agriculturally important plants, however, current ...

Laboratory and Field Protocol for Estimating Sheet Erosion Rates from Dendrogeomorphology

Sheet erosion is among the crucial drivers of soil degradation. Erosion is controlled by environmental factors and human activities, which often lead to severe environmental impacts. The understanding of sheet erosion is, consequently, a worldwide issue with implications for both environment and economies. However, the knowledge on how erosion evolves in space and time is still limited, as well as its effects on the environment. Below, we explain a new dendrogeomorphological protocol for deriving eroded soil thickness (Ex) by acquiring accurate microtopographic data using both terrestrial laser scanning (TLS) and microtopographic profile gauges. Additionally, standard dendrogeomorphic procedures, dependent on anatomical variations in root rings, are utilized to establish the timing of exposure. Both TLS and microtopographic profile gauges are used to obtain ground surface pro&#64257;les, from which Ex is estimated after the threshold distance (TD) is determined, i.e., the distance between the root and the sediment knickpoint, which allows de&#64257;ning the lowering of the ground surface caused by sheet erosion. For each profile, we measured the height between the topside of the root and a virtual plane tangential to the ground surface. In this way, we intended to avoid small-scale impacts of soil deformation, which may be due to pressures exerted by the root system, or by the arrangement of exposed roots. This may provoke small amounts of soil sedimentation or erosion depending on how they physically affect the surface runoff. We demonstrate that an adequate microtopographic characterization of exposed roots and their associated ground surface is very valuable to obtain accurate erosion rates. This finding could be utilized to develop the best management practices designed to eventually halt or perhaps, at least, lessen soil erosion, so that more sustainable management policies can be put into practice.

Characterizing erosion from dendrogeomorphology has usually focused on accurately finding the starting time of root exposure, by examining macroscopic or cell level changes caused by exposure. Here, we offer a detailed description of different novel techniques to obtain more precise erosion rates from highly accurate microtopographic data.

Laboratorio y el protocolo de campo para estimar tasas de erosión de la hoja de Dendrogeomorphology

Sheet erosion is among the crucial drivers of soil degradation. Erosion is controlled by environmental factors and human activities, which often lead to ...

Construction of a Compact Low-Cost Radiation Shield for Air-Temperature Sensors in Ecological Field Studies

Low cost temperature sensors are increasingly used by ecologists to assess climatic variation and change on ecologically relevant scales. Although cost-effective, if not deployed with proper solar radiation shielding, the observations recorded from these sensors will be biased and inaccurate. Manufactured radiation shields are effective at minimizing this bias, but are expensive compared to the cost of these sensors. Here, we provide a detailed methodology for constructing a compact version of a previously described custom fabricated radiation shield, which is more accurate than other published shielding methods that attempt to minimize shield size or construction costs. The method requires very little material: corrugated plastic sheets, aluminum foil duct tape, and cable ties. One 15 cm and two 10 cm squares of corrugated plastic are used for each shield. After cutting, scoring, taping and stapling of the sheets, the 10 cm squares form the bottom two layers of the solar radiation shield, while the 15 cm square forms the top layer. The three sheets are held together with cable ties. This compact solar radiation shield can be suspended, or placed against any flat surface. Care must be taken to ensure that the shield is completely parallel to the ground to prevent direct solar radiation from reaching the sensor, possibly causing increased warm biases in sun-exposed sites in the morning and afternoon relative to the original, larger design. Even so, differences in recorded temperatures between the smaller, compact shield design and the original design were small (mean daytime bias = 0.06 &#176;C). Construction costs are less than half of the original shield design, and the new design results in a less conspicuous instrument that may be advantageous in many field ecology settings.

With the advent of small, low-cost environmental sensors, it is now possible to deploy high-density networks of sensors to measure hyper localized temperature variation. Here, we provide a detailed methodology for constructing a compact version of a previously described custom-fabricated radiation shield for use with inexpensive thermochrons.

Construcción de un escudo de radiación compacto de bajo costo para sensores de temperatura del aire en estudios de campo ecológico

Low cost temperature sensors are increasingly used by ecologists to assess climatic variation and change on ecologically relevant scales. Although ...

Visualizing Efficacy of Pesticides Against Disease Vector Mosquitoes in the Field

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform across ecological zones. To best protect public and veterinary health from these insects, the environmental limitations of pesticides need to be investigated to inform effective use of the most appropriate pesticide formulations and techniques. We have developed a research program to evaluate combinations of pesticides, pesticide application equipment, and application techniques in hot-arid desert, hot-humid tropical, warm and cool temperate, and urban locations to derive pesticide use guidelines specific to target insect and environment. To these ends we designed a system of protocols to support efficient, cost-effective, portable, and standardized evaluation of a diverse range of pesticides and equipment across multiple environments. At the core of these protocols is the use of an array of small cages with colony-reared sentinel mosquitoes (adults and immatures) and sand flies (adults), strategically arranged in natural habitats and exposed to pesticide spray. Spatial and temporal patterns of pesticide efficacy are derived from percent mortality in sentinel cages, then mapped and visualized in a geographic information system. Maps of sentinel mortality data may be statistically compared to evaluate relative efficacy of a pesticide across multiple environments, or to study multiple pesticides in a single environment. Protocols may be modified to accommodate a variety of scenarios, including, for example, the vertical orientation of sentinels in canopy habitats or simultaneous testing of ground and aerial application methods.

The efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects is not uniform across different ecological zones. Here we present a system of techniques using captive vector insects as sentinels for pesticide efficacy to derive electronic maps supporting the standard evaluation of pesticides across multiple environments.

Eficacia de pesticidas contra mosquitos vectores de la enfermedad en el campo de visualización

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform ...

Construction of a Low-cost Mobile Incubator for Field and Laboratory Use

Incubators are essential for a range of culture-based microbial methods, such as membrane filtration followed by cultivation for assessing drinking water quality. However, commercially available incubators are often costly, difficult to transport, not flexible in terms of volume, and/or poorly adapted to local field conditions where access to electricity is unreliable. The purpose of this study was to develop an adaptable, low-cost and transportable incubator that can be constructed using readily available components. The electronic core of the incubator was first developed. These components were then tested under a range of ambient temperature conditions (3.5 &#176;C - 39 &#176;C) using three types of incubator shells (polystyrene foam box, hard cooler box, and cardboard box covered with a survival blanket). The electronic core showed comparable performance to a standard laboratory incubator in terms of the time required to reach the set temperature, inner temperature stability and spatial dispersion, power consumption, and microbial growth. The incubator set-ups were also effective at moderate and low ambient temperatures (between 3.5 &#176;C and 27 &#176;C), and at high temperatures (39 &#176;C) when the incubator set temperature was higher. This incubator prototype is low-cost (&lt; 300 USD) and adaptable to a variety of materials and volumes. Its demountable structure makes it easy to transport. It can be used in both established laboratories with grid power or in remote settings powered by solar energy or a car battery. It is particularly useful as an equipment option for field laboratories in areas with limited access to resources for water quality monitoring.

This paper describes a method for building an adaptable, low-cost and transportable incubator for microbial testing of drinking water. Our design is based on widely available materials and can operate under a range of field conditions, while still offering the advantages of higher-end laboratory-based models.

Construcción de una incubadora móvil de bajo costo para campo y laboratorio

Incubators are essential for a range of culture-based microbial methods, such as membrane filtration followed by cultivation for assessing drinking water ...