Agradecemos a D. Ashton, V. Barkley, K. Beimforh, F. Bojorquez, Cantrell J., G. Castro, R. Christensen, Fearn J., C. Jara, D. Meade, G. Owens, Rodarte L., D. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, Stuart B., J. Trejo, A. Slade y Yescas E. asistencia técnica. Apoyo parcial fue proporcionada por USDA-servicio, USDA-nacional Instituto de investigación agrícola para la alimentación y la agricultura extensión IPM programa y plagas manejo alternativas especiales proyectos, Cotton Incorporated, Asociación de productores de algodón de Arizona, algodón Fundaciones, USDA-Cris, NAPIAP (región occidental) y proyectos especiales de la región occidental IPM.

Nota: las técnicas que se describen a continuación consideran vida parcial de las tablas porque no incluyen explícitamente la reproducción o la mortalidad de las etapas del adulto. La cohorte del término es equivalente a generación porque examina la mortalidad del huevo a la etapa adulta.
 1. establecer sitios <ol><li>tablas de vida de conducta en cualquier momento durante el crecimiento del cultivo una vez que los insectos están presentes. La elección de cuándo iniciar estudios dependerá de las metas y objetivos de la investigación.</li>
	<li>Seleccione dos filas de cultivo cerca del centro de la parcela para minimizar los efectos de borde de alrededor de parcelas o áreas no cultivadas. Marque la cabeza de cada fila con una bandera de alambre o una estaca de madera para facilitar la fácil reubicación una vez que el cultivo crece.</li>
	<li>Mueva 3-4 m del borde de la trama paralela a la fila. Utilizar una fila para establecer cohortes de huevo y el segundo para establecer cohortes de ninfa</li></ol> 2. Establecer cohortes de huevo <ol><li>uso una 8 X lupa para buscar nuevo puestos huevos en el envés de las hojas en la parte superior del tallo principal de la planta de algodón (generalmente el segundo o tercer nodo desde la cima). 
	Nota: Etapas de la vida de B. tabaci generalmente se distribuyen verticalmente en el dosel de la planta con los huevos en la parte superior de la planta y progresivamente mayores estadíos más abajo. Esto se produce porque ninfas de instar 1 st instalarse en la misma hoja como el huevo y la planta añade hojas sobre el sitio de oviposición inicial mientras que crece.
	<ol><li>Uso de una energía más alta 15 X lente para observar huevos frescos y verificar identificación antes de usar la lente de 8 x para marcar el insecto. Huevos frescos destacan de huevos que son mayores (figuras 1A y 1B) y tienen una coloración blanca brillante bajo la lente. Huevos se oscurecen hasta un color tannish a medida que maduran.</li>
	</ol></li> <li>Use un marcador permanente negro no tóxico, ultra fino punto a dibujar un pequeño círculo alrededor del huevo. Dibujar el círculo pequeño bastante para reducir al mínimo la posibilidad de que una hembra poniendo otro huevo dentro del círculo más tarde.
	<ol><li>Corte un agujero o la ranura en el lado del 8 X lente de mano con una sierra para metales o broca para que la pluma se puede insertarse y ver a través de la lente cuando dibujo ( figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este proceso en la misma hoja, si es posible, para marcar otros huevos, marcando un total de no más de cuatro huevos en una sola hoja y no más de un huevo por el sector de la hoja. Para el algodón, la hoja se divide en cuatro sectores por tres venas principales de la hoja ( figura 3).</li>
	<li>Lazo una pequeña etiqueta de la cartulina ligera alrededor del pecíolo de la hoja que contiene el óvulo marcada. Número de la etiqueta e incluyen notación para el número de parcela o tratamiento dependiendo del diseño experimental ( figura 2B).</li>
	<li>Lazo de una longitud de 1 m de cinta marcar alrededor del tallo principal en la parte superior de la planta. Usar una corbata de estilo de arco para que la cinta puede ser fácilmente reubicada según sea necesario para mantenerla visible de repetidas visitas a este lugar en el campo.</li>
	Número de <li>hoja de registro y la información posicional en un análogo o electrónico portátil (tabla 1). Información posicional utiliza los sectores de la hoja a más finalmente nota de ubicación (por ejemplo, 1-1, 1-2, 1-4 indican los huevos en los sectores 1, 2 y 4 en la hoja #1).</li>
	<li>Establecer cada cohorte en un solo día. 
	Nota: Una cohorte en una determinada parcela se compone de un mínimo de 50 huevos total.
	<ol><li>No más de una hoja por planta para la mejor distribución de los miembros de la cohorte de uso. 
		Nota: Dependiendo de la densidad de insectos, esto puede abarcar cualquier parte de 13 hojas con 3-4 huevos cada uno o 50 hojas con un huevo. Las plantas individuales se seleccionan para la distribución de las hojas marcadas a lo largo de la fila como sea posible.</li>
	</ol></li></ol> 3. Establecer cohortes de ninfa <ol><li>uso una 8 X lupa para buscar recién colocado 1 st instar las ninfas en el envés de las hojas sobre hojas de 3-5 hacia abajo desde la parte superior del tallo principal de la planta de algodón. Utilizar un objetivo de X 15 para verificar la identificación antes de marca usando 8 X lente.</li>
	<li>Utilice un marcador permanente negro no tóxico, ultra fino punto para dibujar un pequeño círculo alrededor de la ninfa. Dibujar el círculo pequeño bastante para reducir al mínimo la posibilidad de que una correa eslabonada de colocar dentro del círculo más adelante. 
	Nota: Ninfas de instar 1 st recién nacidos se llaman rastreadores, que pueden mover varios centímetros durante las primeras horas después de la portilla de los huevos. Es entonces &#34; se instala &#34; en un sitio donde la alimentación y muda sin moverse nunca otra vez hasta que emerge el adulto. Éstos colocados ninfas de instar 1 st ( figura 1) son distintivas de las correas eslabonadas. En primer lugar, son inmóviles y segundo, son 2 dimensiones y pone estrecha y plana de la hoja y tienen un color ámbar translúcido ligeramente más.
	<ol><li>Corte un agujero o la ranura en el lado del 8 X lente de mano con una sierra para metales o broca para que la pluma se puede insertarse y ver a través de la lente cuando dibujo ( figura 2A).</li>
	</ol></li> <li>Repita este proceso en la misma hoja, si es posible, para marcar otras ninfas, las ninfas no más de cuatro en una sola hoja y no más de una ninfa por sector de la hoja de la marca. Para el algodón, la hoja se divide en cuatro sectores por tres venas principales de la hoja ( figura 3).</li>
	<li>Lazo una pequeña etiqueta de la cartulina ligera alrededor del pecíolo de la hoja que contiene el marcado de la ninfa. Número de la etiqueta e incluyen notación para el número de parcela o tratamiento dependiendo del diseño experimental ( figura 2B).</li>
	<li>Lazo de una longitud de 1 m de cinta marcar alrededor del tallo principal en la parte superior de la planta. Usar una corbata de estilo de arco para que la cinta puede ser fácilmente reubicada según sea necesario para mantenerla visible de repetidas visitas a este lugar en el campo.</li>
	Número de <li>hoja de registro y la información posicional en un análogo o electrónico portátil (tabla 1). Información posicional utiliza los sectores de la hoja a más finalmente nota de ubicación (por ejemplo, 1-1, 1-2, 1-4 indican las ninfas en los sectores 1, 2 y 4 en la hoja #1).</li>
	<li>Para asegurarse de que 1 st instar ninfas y rastreadores no están marcados, vuelva a cada hoja marcada y observar el insecto marcado sobre 1-2 h después de la configuración inicial. Cambio de nomenclatura de colocado de ninfas pueden ser necesarias.</li>
	<li>Establecer cada cohorte en un solo día. 
	Nota: Una cohorte en una determinada parcela se compone de un mínimo de 50 ninfas total. Se utiliza no más de una hoja por planta para la mejor distribución de los miembros de la cohorte. Dependiendo de la densidad de insectos, esto puede abarcar cualquier parte de 13 hojas con 3-4 ninfas cada uno o 50 hojas con una ninfa. Las plantas individuales se seleccionan para distribuir las hojas marcadas a lo largo de la fila como sea posible. Debido a la 1 etapa de st instar sobre orugas, los huevos marcados en el protocolo 2 no son los mismo insectos que luego siguen como ninfas. por lo tanto, no hay mortalidad de orugas se mide y la tabla es un poco inconexa en tiempo porque cohortes de huevo y ninfa se establecen típicamente en el mismo día. Investigaciones han demostrado el rastreador mortalidad es insignificante y puede ser esencialmente ignorado 30.</li>
</ol> 4. Observación y grabación de la portilla de huevo y mortalidad <ol><li>después de 8-10 d (28-32 ° C, condiciones medias de verano de Arizona) después del establecimiento de cohortes de huevo, recoger hojas que contienen huevos marcados y volver al laboratorio para su observación bajo un microscopio de disección. Huevos son muy pequeños para evaluar claramente la mortalidad y causas de mortalidad en el campo.</li>
	<li>Determinar las causas de muerte para los huevos y registrar en el cuaderno iniciado en el establecimiento de la cohorte (tabla 1). 
	Nota: La muerte se caracteriza como desprendimiento, depredación o inviabilidad. Desplazamiento: el huevo es que faltan debido a fenómenos meteorológicos (viento, lluvia y polvo que sopla) o masticar depredación. Depredación: depredadores que aspira dejan un corion colapsado ( figura 4 K). Huevos eclosionados pueden aparecer colapsados, pero habrá una raja vertical en el corion del huevo. Utilice un pasador de minuten para el corion en la hoja al microscopio para buscar este hendidura. Inviabilidad: los huevos no eclosionan después del período de 8-10 d y son de un color tan oscuro. En Arizona verano condiciones (28-32 ° C) normalmente salen de los huevos en 5-7 días. Esto puede ser diferente en otras regiones y ajustes necesarios en el tiempo de recogida del campo.</li>
</ol> 5. Observación y grabación de estadíos de desarrollo y mortalidad <ol><li>uno o dos días después del establecimiento de la cohorte, utilizar una lente X 15 para evaluar el desarrollo de las ninfas y para asignar una causa de mortalidad si muerto. Hacer observaciones por lo menos tres veces por semana (días alternos).
	<ol><li>Uso tamaño relativo ( figura 1 -G) y el tiempo después de establecimiento a evaluar estadio. 
		Nota: Hay cuatro estadios de ninfas y el desarrollo es rápido en condiciones de verano de Arizona (28-32 ° C) con cada una de las tres primeras etapas dura alrededor de 2 d y la última etapa dura d 3-5 (total desarrollo ninfa 2 semanas o menos). Nuevos observadores deben aprender tamaños instar por insectos criados en el laboratorio o el efecto invernadero en la planta hospedera de interés. El volumen en el abdomen de los bacteriosomes (órganos que simbionte de la mosca blanca) en relación con el tamaño de cuerpo total es un indicador útil de nymphal instar ( figura 1 -G). Las ninfas recién mudadas son muy planas y translúcido. Listo para muda las ninfas son más turgentes, cúpula de perfil y opaca en apariencia.</li>
		<li>Determinar las causas de la muerte de ninfas y registrar en el cuaderno iniciado en el establecimiento de la cohorte (tabla 1). 
		Nota: La muerte se caracteriza como desprendimiento, parasitismo, depredación o desconocido según estadio ( figura 4). Desplazamiento: ninfas de cualquier etapa están desaparecidas debido a fenómenos meteorológicos (viento, lluvia y polvo que sopla) o masticar depredación. Estimar la etapa de ninfas desalojadas la etapa media de ninfas muertas y vivas en una fecha determinada observación. Parasitismo: sólo observable en el 4 th instar las ninfas. El bacterisomes amarillento emparejados son desplazados por el desarrollo de la larva parasitoide ( Figura 4A); la etapa larval es a veces visible ( figura 4). La etapa de pupa del parasitoide es distintiva y géneros específicos ( Figura 4B , 4D). Depredación: chupar depredadores será evacuar el contenido de la ninfa y dejar un cadáver colapsado ( figura 4 -4I). Raramente, un depredador de masticación puede dejar evidencia ( figura 4J). Desconocido: la muerte que no se puede atribuir a una de las causas anteriores. En ambientes húmedos, enfermedad fúngica puede ser una causa adicional de muerte. Esta categoría puede incluir también asesinadas por host-alimentación de parasitoides de ninfas. Las ninfas que emergen como adultos dejando una ranura en forma de t distintivo en las exuvias ( figura 1 H)</li></ol></li> <li>registro etapa de desarrollo (si está vivo) y la causa de muerte y etapa en el cuaderno iniciado en cohorte establecimiento (cuadro 1).</li>
	<li>Una vez que todas las ninfas que se observa en una sola hoja tienen o murió o surgió como una mosca blanca adultos, recoge la hoja y volver al laboratorio. Utilizar el mayor aumento de un microscopio de disección para confirmar que la causa de muerte en el campo es correcta y hacer las correcciones. 
	Nota: No cada insecto muerto no desalojar permanecerá sobre la hoja durante el período típico de dos semanas de observación y así algunas verificaciones no será posibles.</li>
</ol> 6. Resumen de datos y análisis <ol><li>consultar recursos disponibles para ayudar en la construcción de tablas de vida de los datos recogidos 2 , 8 , 11 , 31. Se presenta una tabla ejemplo tabla 2. 
	Nota: Análisis de tabla de vida sólida requieren varias tablas de vida independiente a lo largo de tiempo o en diferentes sitios. Para un insecto multivoltine como B. tabaci puede ser múltiples tablas de vida en el transcurso de una temporada o múltiples estaciones y sitios.
	Mortalidad real <ol><li>estimación (d x/l 0) basado en el número de insectos establecido al principio de la generación. 
		Mortalidad real = (/l de d x 0) donde d x es el número de muertos durante la etapa x y l 0 es el número de insectos en el principio de la generación. Estas tasas de mortalidad son añadido y la suma de d x sobre estimaciones de etapas, la tasa de la mortalidad total para la generación (tabla 2).</li>
		<li>Estimar la mortalidad aparente dentro de un escenario (q x) basada en el número de insectos vivos en el inicio de una etapa específica (tabla 2). Estimar la fase específica q x o factor dentro de la fase específica q x. Estas tasas son aditivos solamente dentro de un escenario.</li>
		<li>Determinar mortalidad marginal mediante la fórmula: 
		M B = d B / (1-d A) donde M B es la tasa marginal de factor de mortalidad B, d, B es la aparente tasa de mortalidad de factor B y d A es la velocidad aparente de la mortalidad sumada de todos los factores de mortalidad que pueden sobrepasar el factor B 13 , 32 (tabla 3). 
		Nota: Para albar insectos como mosca blanca y muchos otros insectos, las múltiples causas de la muerte dentro de una etapa de la vida particular no son secuenciales. En su lugar actúan al mismo tiempo y así es necesaria la estimación de las tasas marginales de exactamente estimar tasas específicas por etapa de mortalidad de cualquier causan 32 , 34. Por ejemplo, un parásito puede atacar a una ninfa de mosca blanca. El huevo del parasitoide puede eclosionar y las larvas pueden convertirse en el anfitrión. Esta actividad, inicialmente asintomática para el observador,, o más probablemente, matar el insecto anfitrión y deben ser abonados como la causa de la muerte. Pero en algunos casos, un depredador puede atacar a esta misma ninfa o la ninfa puede ser desalojada de la hoja que lleva el observador para señalar la causa de la muerte como la depredación o desprendimiento. Mortalidad marginal corrige esto.
		<ol><li>Convertir las tasas específicas por etapa marginales a valores de k 35 k = - ln (1 - M), donde ln < /em&gt; es el logaritmo natural y M es la tasa de mortalidad marginal de interés. k-los valores son aditivos y esto simplifica más análisis. valores de k pueden convertir en respaldo a las tasas de mortalidad proporcional por 1 - e [-k].</li>
		</ol></li> <li>Estimación de mortalidad insustituible como [1 - e (-TotalK)]-[1 - e (-{natalidad - kvalue })]. 
		Nota: Esto da la porción del total mortalidad generacional que no se lograría si se eliminó un factor de mortalidad particular. Por ejemplo, ¿cuánta mortalidad generacional puede perderse si la depredación o el parasitismo fue quitado debido a un aerosol insecticida? Insustituible mortalidad estimada de esta manera asume que no hay ninguna dependencia de la densidad en mortalidad.</li>
		Factores de <li>clave <ol><li>utilizan un simple análisis gráfico para representar el valor de k para cualquier una etapa, o cualquier factor de mortalidad una (o un factor de mortalidad dentro de una etapa) contra el valor K Total para toda generación (K Total = suma de todos los valores de k). 
			Nota: El factor de mortalidad que imita más de cerca posible el patrón de Total-K lo mejor es el factor clave, el factor que contribuyen la mayoría a los cambios en mortalidad generacional 35. Un método cuantitativo más regresa los valores de k en Total K e identifica el factor clave como el uno con el pendiente mayor valor 3.</li>
		</ol></li> <li>Prueba de dependencia de la densidad por regresión-valores de k para los factores de interés en el logaritmo natural de la densidad de población de insectos mide independientemente (por ejemplo, 13). Un desnivel positivo significativo sugiere la dependencia directa de la densidad y una dependencia inversa de pendiente negativo. 
		Nota: con información de la tabla de vida adicional en supervivencia de adultos y la reproducción, muchos parámetros adicionales (por ejemplo, tiempo de generación, la tasa reproductiva neta, tasas instantáneas de aumento, la esperanza de vida en una etapa determinada, etc.) y Análisis (modelos de matriz elasticidad análisis 36 , 37 puede llevarse a cabo.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Por lo general, el desarrollo de la vida tablas para insectos multivoltine con amplia superposición de generaciones están limitadas a un enfoque vertical donde una población se muestrea repetidamente en el tiempo y diversas técnicas gráficas y matemáticas se utilizan para estimación de reclutamiento para las diferentes etapas y deducir las tasas de mortalidad de cambio de densidades de la vida diferentes etapas2. La fuerza del enfoque aquí es que navega esta limitación al aislar a un grup...

Tablas de vida son una herramienta común con una larga historia en ecología1,2. Tablas de vida son que esencialmente una lista de los nacimientos y las defunciones en una población en el tiempo y estos datos puede utilizarse para cuantificar un número de parámetros importantes para comprender y predecir la dinámica de la población. Tablas de vida también pueden proporcionar información sobre las causas de muerte que son importantes para entender las interacciones tróficas y en el desarrollo de estrategias de control para la gestión de plagas en sistemas agrícolas y naturales. Se han construido numerosas tablas de vida en el campo de insectos3,4,5, y los análisis han proporcionado penetraciones importantes en la dinámica, Reglamento y predicción de poblaciones de insectos en muchos gestionados y sistemas naturales6,7,8,9,10,11,12,13,14. La tabla de vida de término es también utilizada para describir los estudios de laboratorio basado en gran parte examinar listas de nacimientos y muertes, pero bajo condiciones artificiales que no exponen el insecto a las fuerzas de la mortalidad natural y realista variables ambientales. Generalmente, es el objetivo de los estudios de laboratorio estimar el potencial biotic comparativo de una especie. El enfoque de los métodos descritos aquí es para el campo basado en las investigaciones que definen realizado potencial en relación con el medio ambiente.
Tablas de vida se pueden caracterizar como horizontal, en el que una cohorte real de los individuos edad igual se siguen desde el comienzo de sus vidas hasta la muerte, o vertical, donde se toman muestras frecuentes a través del tiempo de una población con una estructura de edad estable asumido y luego se infieren las tasas vitales de cohortes matemáticamente construida2,15. El tipo de tabla que se puede implementar depende de la naturaleza del insecto. Tablas de vida horizontal se pueden desarrollar a menudo insectos univoltine (una generación por año), mientras que este enfoque puede ser muy difícil para un insecto multivoltine con múltiples y ampliamente superpuestas generaciones cada año. Una serie de métodos analíticos han sido propuestos y utilizados para desarrollar tablas de vida verticales para las poblaciones de insectos (véase Southwood2 ejemplos). La metodología demostrada aquí permite el desarrollo de tablas de vida basado en la cohorte, horizontal en el campo para multivoltine insectos con características de historia de vida específica, en particular, la presencia de etapas de la vida sésil. El método se demuestra para una plaga clave en algodón como sistema modelo.
La mosca blanca, Bemisia tabaci biotipo B (= Bemisia argentifolii, Medio Oriente y Asia menor 116) es una plaga mundial de la agricultura que afecta negativamente el rendimiento y la calidad en muchos cultivos agronómicos y hortícolas, incluyendo protegidos los sistemas agrícolas en regiones templadas17. Impactos se producen debido a líber alimentación que interrumpe el flujo de nutrientes, enfermedades de etiología desconocida, causada por la alimentación de ninfas, transmisión de virus de plantas y numerosos efectos de la calidad del cultivo debido a la deposición de melaza18,19 . El insecto tiene una gama amplia y multivoltine, tener como 12-13 generaciones por año dependiendo de la región y de recursos alimenticios disponibles20. Desafíos de la administración también son exacerbados por su alto potencial reproductivo, su capacidad de dispersar y migrar dentro y entre sistemas agrícolas, la falta de una etapa quiescente (diapausa o veraneo) y su disposición a desarrollar rápidamente resistencia a los insecticidas utilizados para la supresión de21,22.
Ha realizado progresos considerables en desarrollar estrategias de gestión integrada de plagas para administrar con eficacia y económicamente las poblaciones de esta plaga en cultivos afectados23,24,25. Estos sistemas de gestión se basan en una sólida comprensión fundamental de la dinámica poblacional de B. tabaci y tablas de vida han sido una técnica clave que han permitido a esta comprensión. En Arizona, tablas de vida han permitido la estimación y la identificación de fuerzas importantes de la mortalidad de B. tabaci en cultivos múltiples sistemas de13,26, han permitido la medición de la dinámica de la mortalidad relativa a estrategias de gestión de distintos efectos de insecticidas14, han proporcionado un medio de estimación de posibles efectos no funcionales de algodón transgénico productoras de proteínas insecticidas27, han apoyado a riguroso evaluación de un programa de control biológico clásico28 (Naranjo, datos no publicados) y ayudó a explorar los efectos comparativos de arriba hacia abajo y bottom-up efectos sobre plagas dinámica29. Todas estas aplicaciones han implementado la metodología aquí descrita. El enfoque puede ser útil para el estudio de la ecología de la población de insectos en un número de sistemas naturales y gestionados.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Flagging tape</td>
			<td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td>
			<td>52273</td>
			<td>Five colors</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Manila merchandise tags</td>
			<td>American Tag Company, Pico Rivera, California USA</td>
			<td>12-104</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ultra fine point marker</td>
			<td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td>
			<td>451898</td>
			<td>Available at Office Max, Amazon</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 8X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>2018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Peak Loupe 15X</td>
			<td>Adorama, New York, NY USA</td>
			<td>19621</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

methodology for developing life tables for sessile insects in the field using the whitefly, bemisia tabaci, in cotton as a model system

Tablas de vida proporcionan un medio de medición de las listas de nacimiento y muerte de las poblaciones en el tiempo. También pueden ser utilizados para cuantificar las fuentes y las tasas de mortalidad en las poblaciones, que tiene una variedad de aplicaciones en la ecología, incluyendo los ecosistemas agrícolas. Vida horizontal, o en cohorte, tablas proporcionan el método más directo y preciso de cuantificación de las tasas vitales de la población porque siguen un grupo de individuos de una población desde el nacimiento hasta la muerte. Aquí, se presentan los protocolos de realización y análisis de tablas de vida de cohorte basado en el campo que se aprovecha el carácter sésil de los estadios inmaduros de una plaga de insectos global, Bemisia tabaci. Insectos individuales se encuentran en el envés de las hojas de algodón y se caracterizan por dibujar un pequeño círculo alrededor del insecto con una pluma no tóxico. Este insecto entonces se observan repetidamente en el tiempo con la ayuda de lentes de mano para medir el desarrollo de una etapa a la siguiente y para identificar causas específicas de la etapa de muerte asociada a fuerzas de mortalidad naturales e introducidas. Análisis explican cómo correctamente medir mortalidad múltiples fuerzas actúan simultáneamente dentro de cada etapa y cómo utilizar esos datos para proporcionar métricas dinámicas de población significativa. El método no tiene en cuenta directamente para adultos supervivencia y reproducción, lo que limita la inferencia a la dinámica de Estados inmaduros. Un ejemplo se presenta que se centró en la medición del impacto de fondo (calidad de la planta) y descendente (enemigos naturales) efectos sobre la dinámica de la mortalidad de B. tabaci en el sistema de algodón.

Una cohorte de ejemplo se presenta en la tabla 2 para mostrar una presentación típica y cálculo de resultados de la tabla de vida. Los datos más útiles es capturados en las tasas de mortalidad marginal de cada factor dentro de cada etapa. Por convertir estos precios a valores de k (Protocolo, artículo 6), mortalidad etapa sobre todos los factores y factor de mortalidad en todas las etapas se pueden fácilmente calcular, como puede total mortalidad generacional. Esto...

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Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tablas de vida permiten la cuantificación de las fuentes y las tasas de mortalidad en las poblaciones de insectos y contribuyen a comprender, predecir y manipulación dinámica de la población en los agroecosistemas. Se presentan métodos de realización y análisis de tablas de vida de cohorte basado en el campo para un insecto con estadios inmaduros sésiles.

Metodología para el desarrollo de tablas de vida para los insectos sésiles en el campo de la mosca blanca, Bemisia tabaci, en algodón como un modelo de sistema de

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Statistics

Environment

Unit 1

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Survival Analysis

SCIENTISTS IN ACTION

11.7K vistas.  USDA-ARS, Arid-Land Agricultural Research Center. Tablas de vida permiten la cuantificación de las fuentes y las tasas de mortalidad en las poblaciones de insectos y contribuyen a comprender, predecir y manipulación dinámica de la población en los agroecosistemas. Se presentan métodos de realización y análisis de tablas de vida de cohorte basado en el campo para un insecto con estadios inmaduros sésiles.

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Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail millet. Recently, the 510 Mb genome of foxtail millet, S. italica, has been sequenced 1,2 and a 25x coverage genome sequence of the weedy relative S. viridis is in progress. S. viridis has a number of characteristics that make it a potentially excellent model genetic system including a rapid generation time, small stature, simple growth requirements, prolific seed production 3 and developed systems for both transient and stable transformation 4. However, the genetics of S. viridis is largely unexplored, in part, due to the lack of detailed methods for performing crosses. To date, no standard protocol has been adopted that will permit rapid production of seeds from controlled crosses.
The protocol presented here is optimized for performing genetic crosses in S. viridis, accession A10.1. We have employed a simple heat treatment with warm water for emasculation after pruning the panicle to retain 20-30 florets and labeling of flowers to eliminate seeds resulting from newly developed flowers after emasculation. After testing a series of heat treatments at permissive temperatures and varying the duration of dipping, we have established an optimum temperature and time range of 48 &deg;C for 3-6 min. By using this method, a minimum of 15 crosses can be performed by a single worker per day and an average of 3-5 outcross progeny per panicle can be recovered. Therefore, an average of 45-75 outcross progeny can be produced by one person in a single day. Broad implementation of this technique will facilitate the development of recombinant inbred line populations of S. viridis X S. viridis or S. viridis X S. italica, mapping mutations through bulk segregant analysis and creating higher order mutants for genetic analysis.

Methods for Performing Crosses in Setaria viridis, a New Model System for the Grasses

We have developed a methodology for performing crosses in Setaria viridis (S. viridis). The method involves pruning the panicle prior to a hot water treatment to kill viable pollen. Crosses are performed following a well-controlled growth regime and typically result in the recovery of 1 to 7 cross-pollinated seed/s per panicle.

Los métodos para realizar cruces en<em&gt; Setaria viridis</em&gt;, Un nuevo sistema de modelo para las gramíneas

Setaria viridis is an emerging model system for C4 grasses. It is closely related to the bioenergy feed stock switchgrass and the grain crop foxtail ...

Investigación

Medio ambiente

A Flow-through Exposure System for Evaluating Suspended Sediments Effects on Aquatic Life

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory by using pumps and automating delivery of sediment and water to simulate suspension of sediment. FLEES data are used to develop exposure-response curves between the effects on aquatic organisms and suspended sediment concentrations at the desired exposure duration. The effects data are used to evaluate management practices used to reduce the interactions between aquatic organisms and anthropogenic causes of suspended sediments. The FLEES is capable of generating total suspended solids (TSS) concentrations as low as 30 to as high as 800 mg/L, making this system an ideal choice for evaluating the effects of TSS resulting from many activities including simulating low ambient levels of TSS to evaluating sources of suspended sediments from dredging operations, vessel traffic, freshets, and storms.

A robust and flexible flow-through exposure system designed to maintain sediment in suspension is presented. The system is used to investigate the effects of suspended sediment on various aquatic species and life stages in the laboratory.

Un sistema de exposición de flujo continuo para la evaluación de sedimentos suspendidos efectos sobre la vida acuática

This paper describes the Fish Larvae and Egg Exposure System (FLEES). The flow-through exposure system is used to investigate the effects of suspended ...

Controlled-release of Chlorine Dioxide in a Perforated Packaging System to Extend the Storage Life and Improve the Safety of Grape Tomatoes

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties of the pouch were monitored in containers with or without fruit. The pouch was affixed to the inside of a perforated clamshell containing grape tomatoes, and the effect on microbial population, firmness, and weight loss was evaluated during a 14 day storage period at 20 &#176;C. Within 3 days, the ClO2 concentration in the clamshells reached 3.5 ppm and remained constant until day 10. Thereafter, it decreased to 2 ppm by day 14. The ClO2 pouch exhibited strong antimicrobial activity, reducing Escherichia coli populations by 3.08 log CFU/g and Alternaria alternata populations by 2.85 log CFU/g after 14 days of storage. The ClO2 treatment also reduced softening and weight loss and extended the overall shelf life of the tomatoes. Our results suggest that ClO2 treatment is useful for extending the shelf life and improving the microbial safety of tomatoes during storage without impairing their quality.

Here, we describe a protocol for the application of a novel, slow-release ClO2 product that reduces spoilage and extends the shelf life of fresh fruit. The slow-release ClO2 product was added to standard commercial grape tomato packaging and tested against Escherichia coli and Alternaria alternata.

La liberación controlada de dióxido de cloro en un sistema de envasado perforado para extender la vida de almacenamiento y mejorar la seguridad de los tomates de la uva

A controlled-release chlorine dioxide (ClO2) pouch was developed by sealing a slurry form of ClO2 into semipermeable polymer film; the release properties ...

Techniques for Investigating the Anatomy of the Ant Visual System

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye anatomy of insects. These include traditional histological techniques optimized for work on ant eyes and adapted to work in concert with other techniques such as transmission electron microscopy (TEM) and scanning electron microscopy (SEM). These techniques, although vastly useful, can be difficult for the novice microscopist, so great emphasis has been placed in this article on troubleshooting and optimization for different specimens. We provide information on imaging techniques for the entire specimen (photo-microscopy and SEM) and discuss their advantages and disadvantages. We highlight the technique used in determining lens diameters for the entire eye and discuss new techniques for improvement. Lastly, we discuss techniques involved in preparing samples for LM and TEM, sectioning, staining, and imaging these samples. We discuss the hurdles that one might come across when preparing samples and how best to navigate around them.

This article outlines a suite of techniques in light and electron microscopy to study the internal and external eye anatomy of insects. These include several traditional techniques optimized for work on ant eyes, detailed troubleshooting, and suggestions for optimization for different specimens and regions of interest.

Técnicas para investigar la anatomía del sistema Visual y

This article outlines a suite of techniques in light microscopy (LM) and electron microscopy (EM) which can be used to study the internal and external eye ...

Harvesting Venom Toxins from Assassin Bugs and Other Heteropteran Insects

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, and the majority of extant heteropterans retain this trophic strategy. Some heteropterans have transitioned to feeding on vertebrate blood (such as the kissing bugs, Triatominae; and bed bugs, Cimicidae) while others have reverted to feeding on plants (most Pentatomomorpha). However, with the exception of saliva used by kissing bugs to facilitate blood-feeding, little is known about heteropteran venoms compared to the venoms of spiders, scorpions and snakes.
One obstacle to the characterization of heteropteran venom toxins is the structure and function of the venom/labial glands, which are both morphologically complex and perform multiple biological roles (defense, prey capture, and extra-oral digestion). In this article, we describe three methods we have successfully used to collect heteropteran venoms. First, we present electrostimulation as a convenient way to collect venom that is often lethal when injected into prey animals, and which obviates contamination by glandular tissue. Second, we show that gentle harassment of animals is sufficient to produce venom extrusion from the proboscis and/or venom spitting in some groups of heteropterans. Third, we describe methods to harvest venom toxins by dissection of anaesthetized animals to obtain the venom glands. This method is complementary to other methods, as it may allow harvesting of toxins from taxa in which electrostimulation and harassment are ineffective. These protocols will enable researchers to harvest toxins from heteropteran insects for structure-function characterization and possible applications in medicine and agriculture.

Although many insects in the suborder Heteroptera (Insecta: Hemiptera) are venomous, their venom composition and the functions of their venom toxins are mostly unknown. This protocol describes methods to harvest heteropteran venoms for further characterization, using electrostimulation, harassment, and gland dissection.

Recolección de las toxinas del veneno de insectos asesinos y otros insectos Heteropteran

Heteropteran insects such as assassin bugs (Reduviidae) and giant water bugs (Belostomatidae) descended from a common predaceous and venomous ancestor, ...

A Precise and Autonomous System for the Detection of Insect Emergence Patterns

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of emerging insects they can detect. In order to obtain precise measurement of insect emergence, it is necessary for systems to be semi-automated and able to measure large numbers of emerging insects. We addressed these issues by designing and building a system that is automated and can measure emergence of up to 1200 insects. We modified the existing &#34;falling-ball&#34; system using Arduino microcontrollers to automate data collection and expand the sample size through multiple data channels. Multiple data channels enable the user to not only increase their sample size, but also allows for multiple treatments to be run simultaneously in a single experiment. Furthermore, we created an R script to automatically visualize the data as a bubble plot, while also calculating the median day and time of emergence. The current system was designed using 3D printing so the user can modify the system to be adjusted for different species of insects. The goal of this protocol is to investigate important questions in chronobiology and stress physiology, using this precise and automated system to measure insect emergence patterns.

Measurement of insect emergence patterns requires precision. Existing systems are only semi-automated and sample size is limited. We addressed these issues by designing a system using microcontrollers to precisely measure the time of emergence of large numbers of emerging insects.

Un sistema preciso y autónomo para la detección de patrones de aparición de insectos

Existing systems to measure insect emergence patterns have limitations; they are only partially automated and are limited in the maximum number of ...

Visualizing Efficacy of Pesticides Against Disease Vector Mosquitoes in the Field

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform across ecological zones. To best protect public and veterinary health from these insects, the environmental limitations of pesticides need to be investigated to inform effective use of the most appropriate pesticide formulations and techniques. We have developed a research program to evaluate combinations of pesticides, pesticide application equipment, and application techniques in hot-arid desert, hot-humid tropical, warm and cool temperate, and urban locations to derive pesticide use guidelines specific to target insect and environment. To these ends we designed a system of protocols to support efficient, cost-effective, portable, and standardized evaluation of a diverse range of pesticides and equipment across multiple environments. At the core of these protocols is the use of an array of small cages with colony-reared sentinel mosquitoes (adults and immatures) and sand flies (adults), strategically arranged in natural habitats and exposed to pesticide spray. Spatial and temporal patterns of pesticide efficacy are derived from percent mortality in sentinel cages, then mapped and visualized in a geographic information system. Maps of sentinel mortality data may be statistically compared to evaluate relative efficacy of a pesticide across multiple environments, or to study multiple pesticides in a single environment. Protocols may be modified to accommodate a variety of scenarios, including, for example, the vertical orientation of sentinels in canopy habitats or simultaneous testing of ground and aerial application methods.

The efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects is not uniform across different ecological zones. Here we present a system of techniques using captive vector insects as sentinels for pesticide efficacy to derive electronic maps supporting the standard evaluation of pesticides across multiple environments.

Eficacia de pesticidas contra mosquitos vectores de la enfermedad en el campo de visualización

Efficacy of public health pesticides targeting nuisance and disease-vector insects such as mosquitoes, sand flies, and filth-breeding flies is not uniform ...

A Loop-mediated Isothermal Amplification (LAMP) Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many countries around the world. Severe yield losses are caused by direct feeding, and even more importantly, also by the transmission of more than 100 harmful plant pathogenic viruses. As for other invasive pests, increased international trade facilitates the dispersal of B. tabaci to areas beyond its native range. Inspections of plant import products at points of entry such as seaports and airports are, therefore, seen as an important prevention measure. However, this last line of defense against pest invasions is only effective if rapid identification methods for suspicious insect specimens are readily available. Because the morphological differentiation between the regulated B. tabaci and close relatives without quarantine status is difficult for non-taxonomists, a rapid molecular identification assay based on the loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology has been developed. This publication reports the detailed protocol of the novel assay describing rapid DNA extraction, set-up of the LAMP reaction, as well as interpretation of its read-out, which allows identifying B. tabaci specimens within one hour. Compared to existing protocols for the detection of specific B. tabaci biotypes, the developed method targets the whole B. tabaci species complex in one assay. Moreover the assay is designed to be applied on-site by plant health inspectors with minimal laboratory training directly at points of entry. Thorough validation performed under laboratory and on-site conditions demonstrates that the reported LAMP assay is a rapid and reliable identification tool, improving the management of B. tabaci.

A Loop-mediated Isothermal Amplification LAMP Assay for Rapid Identification of Bemisia tabaci

This paper reports the protocol for a rapid identification assay for Bemisia tabaci based on loop-mediated isothermal amplification (LAMP) technology. The protocol requires minimal laboratory training and can, therefore, be implemented on-site at points of entry for plant imports such as seaports and airports.

Un ensayo de amplificación isotérmica (lámpara) mediada por el lazo para identificación rápida de Bemisia tabaci

The whitefly Bemisia tabaci (Gennadius) is an invasive pest of considerable importance, affecting the production of vegetable and ornamental crops in many ...

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a significant increase and decrease in guard cell volume, respectively. Because shuttle transport of ions and water occurs between guard cells and larger neighboring epidermal cells during stomatal movement, the spaced distribution of plant stomata is considered an optimal distribution for stomatal movement. Experimental systems for perturbing the spaced pattern of stomata are useful to examine the spacing pattern's significance. Several key genes associated with the spaced stomatal distribution have been identified, and clustered stomata can be experimentally induced by altering these genes. Alternatively, clustered stomata can be also induced by exogenous treatments without genetic modification. In this article, we describe a simple induction system for clustered stomata in Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sucrose-containing medium solution. Our method is easy and directly applicable to transgenic or mutant lines. Larger chloroplasts are presented as a cell biological hallmark of sucrose-induced clustered guard cells. In addition, a representative confocal microscopic image of cortical microtubules is shown as an example of intracellular observation of clustered guard cells. The radial orientation of cortical microtubules is maintained in clustered guard cells as in spaced guard cells in control conditions.

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

The goal of this protocol is to demonstrate how to induce clustered stomata in cotyledons of Arabidopsis thaliana seedlings by immersion treatment with a sugar-containing medium solution and how to observe intracellular structures such as chloroplasts and microtubules in the clustered guard cells using confocal laser microscopy.

Un sistema de inducción para estomas agrupadas por tratamiento de inmersión en solución de azúcar en plántulas de Arabidopsis thaliana

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a ...

A Gnotobiotic System for Studying Microbiome Assembly in the Phyllosphere and in Vegetable Fermentation

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial community assembly. This protocol outlines a system for studying microbial community dynamics in the phyllosphere of Napa cabbage plants. It describes how to grow germ-free plants in test tubes with a calcined clay and nutrient broth substrate. Inoculation of germ-free plants with specific microbial cultures provides opportunities to measure microbial growth and community dynamics in the phyllosphere. Through the use of sterile vegetable extract produced from cabbages shifts in microbial communities that occur during fermentation can also be assessed. This system is relatively simple and inexpensive to set up in the lab and can be used to address key ecological questions in microbial community assembly. It also provides opportunities to understand how phyllosphere community composition can impact the microbial diversity and quality of vegetable fermentations. This approach for developing gnotobiotic cabbage phyllosphere communities could be applied to other wild and agricultural plant species.

A method of growing germ-free Napa cabbages has been developed which enables researchers to evaluate how single microbial species or multispecies microbial communities interact on cabbage leaf surfaces. A sterile vegetable extract is also presented which can be used to measure shifts in community composition during vegetable fermentation.

Un sistema gnotobiótico para el estudio del ensamblaje del microbioma en la filosfera y en la fermentación vegetal

The phyllosphere, the above ground portion of the plant that can be colonized by microbes, is a useful model system to identify processes of microbial ...