Este trabajo fue apoyado por una beca de los Institutos Nacionales de Salud (AG023088 a BR).

Nota: La cepa Canton-S es la línea de fondo de tipo salvaje estándar obtenida de la Bolsa Center Bloomington. 1. Preparación de Alimentos y Recetas para 1000 ml de Alimentos Nota: En esta sección se describe el protocolo para la preparación de alimentos. Ollas grandes del metal se utilizan para preparar aproximadamente 18 L de alimento a la vez. El protocolo aquí descrito se redujo y utiliza 1,000 ml de H 2 O. La comida se trata en autoclave dos veces. <ol><li> Mezclar 113 g de sacarosa y 28 g de levadura de cerveza en 643 ml de agua. Agregar los ingredientes en un conjunto placa caliente a 25 ° C con una barra de agitación para mezclar lo largo de 15 minutos. </li><li> Solución alimentos Autoclave en 20 min. </li><li> Mezclar 49 g de harina de maíz y 8,1 g de agar en 268 ml de agua y añadir a la mezcla de alimentos en autoclave se describe en el paso 1.2. Mezclar bien con una cuchara grande o una batidora. </li><li> Mezcla de alimentos Autoclave en otros 20 min. </li><li> Coloque los alimentos en un plato y dejar enfriar con mezcla constante con una barra de agitación. Yof soluciones adicionales deben añadirse a los alimentos, como la mifepristona (RU486), mantenga la comida en un plato caliente establecido a 60 ° C y añadir una solución cuando la comida llega a la temperatura requerida. </li><li> Disolver 2,4 g tegosept en 10,7 ml de EtOH al 100% y mantener en un plato frío con un agitador para disolver completamente y se mezcla durante aproximadamente 15 min. </li><li> Añadir la solución tegosept a la alimentación cuando la temperatura de los alimentos es de 60 ° C y mezclar bien. </li><li> Utilice una bomba o un dispensador de alimentos para verter sobre 10 ml de los alimentos en una amplia vial. Mediante el uso de un dispensador de alimentos que se puede verter alimentos simultáneamente en 100 viales de ancho, de plástico (1) de la bandeja a la vez. </li><li> Cubrir los viales con Kimwipes y paño de queso y dejar los alimentos a temperatura ambiente durante 12 a 24 horas para que se enfríe. Mantenga los alimentos a 4 ° C y utilizar dentro de 3-4 semanas. Calentar los alimentos a temperatura ambiente antes de su uso para el trabajo con mosca. </li></ol> 2. Preparación de frascos de cristal <ol><li> Preparar los alimentos de acuerdo con el protocolo que aparece en el paso 1. </li&gt; <li> Alícuota de 5 ml de la comida en cada uno, vial de vidrio estrecho, que es el tamaño correcto para los monitores de la población. Esta cantidad de alimentos debe ser lo suficientemente bajo como para estar por debajo del anillo más bajo del monitor población. </li><li> Después de la comida se enfría a temperatura ambiente cubrir los viales con tapones de esponja y conservarse a 4 ° C durante un máximo de 2 semanas. Debido a la cantidad de alimento en un vial es bastante baja, lo mejor es usar el alimento dentro de una semana o dos para evitar que se seque. </li><li> Calentar los viales a temperatura ambiente antes de su uso. </li></ol> 3. Mantenimiento de las moscas de los padres <ol><li> Cultivar las moscas en frascos de plástico de ancho con comida estándar de laboratorio y mantener los viales en una cámara ambiental con control de temperatura húmeda a 25 ° C en un 12 hr luz / oscuridad ciclo. El período de luz del día comienza a las 6:00 am en este laboratorio. </li><li> Por la mañana clara moscas adultas de los viales de la que se recogerán las moscas de los padres. </li><li> Recoger flie recién ecloseds y separarlos por sexo en un bloc de CO 2 en un plazo de 8 horas después de la eclosión de asegurarse de que las moscas hembras son vírgenes. Las moscas comienzan a aparearse 8 horas después de la eclosión. </li><li> Cuando los hombres y mujeres moscas vírgenes son entre 5 y 10 días de edad, se puso 10 machos y 10 hembras de moscas en un vial con comida estándar y algunos fragmentos de levadura activa en la parte superior. Nota: controlar la densidad de las larvas mediante el uso de el mismo número de moscas y mantenerlos en un vial durante dos días. La adición de levadura activa promueve la producción de huevos. </li><li> Mantenga las moscas para aparearse y poner huevos en una cámara climática con temperatura controlada a 25 º C con un 12 hr luz / oscuridad ciclo durante 2 días. Configure 5-10 viales de moscas de los padres. </li><li> Pase las moscas a un nuevo vial de plástico cada dos días y mantener los viales con los huevos en una incubadora a 25 ° C. </li></ol> 4. Colección de moscas experimentales <ol><li> Después de 9 días las moscas empiezan a Eclose de los viales donde el Parental moscas pusieron huevos (que se describen en el paso 3.6.). Claro y deseche las moscas que eclosed durante el primer día y devolver los viales a la incubadora. La mayoría de las moscas eclosed el día 1 son mujeres. Una población más sincronizada de moscas se Eclose el día 2. </li><li> Dentro de 24 horas lugar moscas recién eclosed de CO 2 almohadillas y recoger 25 machos y 25 hembras de moscas por los viales con un pincel o una cuchara de metal. Mantenga moscas en CO 2 almohadillas por un corto período de tiempo para minimizar los efectos de CO 2. Anote el día de la eclosión en el vial. Ensamble al menos 5 viales replicadas para experimentación y para los grupos de control. </li><li> Conservar los viales en cámaras ambientales de temperatura controlada a 25 º C con un 12 hr luz / oscuridad ciclo. </li><li> Pase las moscas a un nuevo vial de plástico cada dos días utilizando un embudo. </li><li> Edad de las moscas hasta que se alcance la edad deseada para la experimentación. </li></ol> 5. Configuración de los monitores de la Movilidad <ol><li> Coloque elpoblación supervisa en una incubadora de temperatura controlada. </li><li> Conecte cada monitor mediante un cable telefónico de 4 hilos a la unidad de interfaz de la fuente de alimentación (Psiu) a través de divisores de 5 vías (multilínea), que se pueden conectar hasta 5 monitores individuales a una abertura en el Psiu. Véanse las Figuras 1A y 2B. </li><li> Conecte el Psiu a una toma de alimentación de línea (100-240 V). Enchufe el conector de salida de fuente de alimentación en una de las tomas Psiu 2 de apareamiento. La luz verde adjunto se ilumina de color verde cuando está conectado correctamente. </li><li> Conecte el Psiu al bus serie universal de hardware (USB). Conecte el cable USB entre el hardware USB con un Macintosh o un PC con Windows para la grabación de datos. Sería mejor tener un equipo dedicado únicamente para la recolección de datos, ya que la colección tiene una duración de día a la vez. </li><li> Descargue el software USB (PSIUdrivers.zip). Software del controlador USB es utilizado por la interfaz de la fuente de alimentación y debe ser descargado sólo una vez. Se sintetiza unade enlace de datos entre el programa de la computadora y los monitores Psiu / actividad. Para un uso de la PC y un puerto COM para un Macintosh utiliza un puerto serie simple. </li><li> Descargue el programa informático para Macintosh OSX (Intel) o para Windows PC programas (XP/Vista/7), siguiendo las instrucciones proporcionadas por el fabricante Notas 308.pdf. </li><li> Inicie el programa de ordenador y configurar el programa haciendo clic en las Preferencias, luces o monitores. El programa se ejecutará hasta que el usuario selecciona &quot;Salir&quot; para detener el programa. Si el programa de ordenador o el ordenador se apaga los monitores seguirá contando interrupciones del haz, pero el recuento no se grabará hasta que se volvió a lanzar el programa. En ese caso, la primera lectura incluirá todos los cargos desde la última vez que el Psiu envía los datos a la computadora. </li><li> Seleccione la ficha Preferencias y elija el puerto serie, Psiu para Macintosh y COM para el PC. </li><li> Seleccione el intervalo de lectura que va desde segundos, minutos o una hora. </li> &lt;li&gt; Seleccione los monitores: Cada monitor cuenta con su número único que está dado por el fabricante. Seleccione la gama de monitores que se corresponde con los números dados a los monitores por el fabricante. </li><li> El cuadro de luces: Asegúrese de que todos los monitores están conectados correctamente, que está marcado por una luz verde al lado del número de monitor en el software. Una luz roja indica que la conexión se pierde, y una caja de color negro indica que el sistema está apagado o mal configurado. </li></ol> 6. Configuración del Experimento <ol><li> Retirar los viales de vidrio que contienen los alimentos de 4 ° C y dejar que ellos se calienta a temperatura ambiente. </li><li> Moscas masculinas y femeninas separadas de la misma edad en CO 2 pad. Para los estudios de envejecimiento es posible comenzar estudios de movilidad a los 3 días de edad. </li><li> Poner 10 hombres o 10 mujeres moscas en cada vial de vidrio que contiene la comida. Use al menos tres viales para cada línea experimental y el control de las moscas y para cada género. </li><li> Mantenga la vials de su lado hasta que las moscas se recuperan de CO 2 para asegurar que las moscas no se atascan en el alimento. Moscas separados a eso de las 8:00 de la mañana y dejarlos durante aproximadamente 2 horas a temperatura ambiente para recuperarse de CO 2. </li><li> Colocar los viales en el interior de los monitores de población alojadas en las incubadoras. </li><li> Deseche los datos recogidos en las primeras 24 horas después de que las moscas se ponen en la incubadora para permitir a adaptarse al nuevo entorno. </li><li> Pasar las moscas después de 3 o 4 días a nuevos viales para evitar la desecación de la comida. Si las moscas son propensos a la muerte o la edad son 40 días o más, pase a las moscas después de 2 días y datos de uso recogidos para el día 2. Además, utilizan más de tres viales por grupo para asegurar réplicas adecuadas. Los datos de los viales con moscas muertas deben ser respetados y no se incluyeron en el análisis. </li></ol> 7. Ejecución de los monitores de la actividad y el cálculo de la actividad espontánea total <ol><li> Seleccione las preferencias - el intervalo de recopilación de datos &lt;.br /&gt; Nota: El programa informático permite la recolección de los datos en intervalos de entre 1 segundo y 60 minutos. Se han encontrado 10 y 30 períodos minuciosos para proporcionar información adecuada sobre la movilidad sin tener un número abrumador de los puntos de tiempo. En el período de tiempo seleccionado, el programa enviará el recuento total actual de cada monitor a la computadora y comienza a contar de nuevo desde cero. El programa de ordenador almacena los datos en una nueva carpeta creada por el sistema de datos de la computadora. Los datos recogidos en cada monitor se almacenan por separado, y los documentos de texto individuales se crean para cada vial. Los datos se recogen continuamente mientras opera el programa. </li><li> Al final del experimento, escanear los datos con la FileScan110X para Macintosh OSX (Intel) o SystemMB108 programa de PC con Windows (XP/Vista/7) para. Nota: El programa Scan elimina las lecturas duplicadas y se asegura de que las grabaciones se han completado. </li><li> Guarde los datos recogidos dentro de un plazo específico y período de días. Elige un nombre de experimental y copie los archivos de la carpeta de datos de la computadora para su análisis. Nota: En este momento, los intervalos de actividad se pueden cambiar y convertirse a otros diferentes. Serán los datos originales permanecen almacenados en la carpeta de datos de la computadora y pueden ser recuperados, siempre y cuando no se eliminan. </li></ol> 8. Análisis de Datos <ol><li> Copie los datos recogidos en los archivos de texto en columnas de las hojas de cálculo de Excel para el análisis de datos. Los datos recogidos por este software son en columnas, que contienen números que representan la actividad total en un solo monitor durante un período de tiempo seleccionado por el investigador. Nota: Los datos recogidos para cada monitor se encuentran en archivos de texto separados. Hay 32 columnas para cada monitor. Las primeras seis columnas están vacías y sólo contienen 0; tres siguientes contienen los datos recogidos en el anillo inferior, en el centro, y en el anillo superior. El resto de los canales se puede eliminar, ya que no contienen ningún dato. Cada anillo emite unasolo valor por unidad de tiempo. Ver captura de pantalla de los datos en bruto en la Figura 2. </li><li> Calcular la actividad total dentro de un periodo de tiempo deseado para cada monitor que representa la suma de la actividad de recogida en tres alturas diferentes de los rayos infrarrojos. Nota: El período de tiempo puede variar desde varias horas, 24 horas o varios días. </li><li> Determinar el promedio de actividad locomotora y de la desviación estándar entre los 3 monitores que representan 3 réplicas biológicas. Nota: Los datos pueden ser analizados para la significación estadística mediante el uso de una serie de pruebas. Prueba t de A Estudiantes de dos colas, un solo sentido el análisis de varianza (ANOVA) y una prueba post-hoc de Tukey HSD se podrían utilizar para determinar los efectos de varias manipulaciones ambientales o genéticos en 24 horas de actividad locomotora espontánea 16. Hay una serie de otros programas que se pueden utilizar y han sido publicadas con anterioridad 17. </li></ol>

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P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).</li><li>Ardekani, R., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking.">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li></ol>

No tenemos nada que revelar.

Actividad locomotora espontánea de las moscas está influenciada por muchos factores como la edad, antecedentes genéticos, y el género 2,13,18,19. Además, los factores ambientales tales como el contenido calórico de la comida, la temperatura del medio ambiente, adición de diferentes medicamentos, y ciclo de luz día / noche pueden afectar actividad de la mosca. Por ejemplo, las moscas macho de la misma edad tienen una mayor actividad física espontánea en comparación con las mujeres (Figura 1)...

Moscas de la fruta, Drosophila melanogaster, se han utilizado como un organismo modelo útil para estudiar los mecanismos que subyacen a los comportamientos complejos, como el aprendizaje y la memoria, la interacción social, la agresión, el abuso de drogas, el sueño, la función sensorial, el cortejo y el apareamiento 1,2. Un comportamiento que se ha estudiado a través de múltiples protocolos es la actividad locomotora espontánea. Geotaxis negativo fue uno de los primeros métodos desarrollados para medir la actividad de Drosophila, y este protocolo consiste en medir el porcentaje de moscas que llegar a una cierta altura del vial después de moscas fueron sacudidos a la parte inferior de la 1,3 contenedor. Este método tiene ventajas de ser sencilla, de bajo costo, y ya que no requiere ningún equipo especial que se puede realizar en cualquier laboratorio. Se ha utilizado como una herramienta de selección valiosa para estudiar los efectos de diferentes manipulaciones genéticas sobre la movilidad de mosca 3. Sin embargo, es tiempo y trabajo and tiene la posibilidad de sesgo debido a la agitación variable de los viales y grabaciones humanos. El método geotaxis negativo fue mejorado por el desarrollo del método iterativo de Rapid Negativo geotaxis (ANILLO) 4,5, que toma fotografías de los viales de la mosca después de las sacudidas de las moscas de la parte inferior. La ventaja de este protocolo es su sensibilidad y la posibilidad de probar un gran número de viales de la mosca en el mismo tiempo. Sin embargo, este protocolo aún tiene la posibilidad de error humano, y sólo mide geotaxis negativos. Otros laboratorios han utilizado la simple observación de los frascos de cultivo para determinar la actividad locomotora 6. Recientemente se han desarrollado varios sistemas de grabación de vídeo para la medición de la actividad locomotora mosca. Un protocolo de vigilancia de vídeo ofrece tiempo para el ajuste antes de la grabación 7. El método descrito por Slawson et al. También utiliza un impulso de aire para detener el movement hasta el inicio de la grabación, que potencialmente podría ser un factor de estrés a los animales 7. Este método proporciona información sobre la velocidad media, velocidad máxima, pasar tiempo en movimiento, etc Otro sistema de seguimiento tridimensional mide la velocidad máxima de las moscas individuales durante ~ 0,2 segundos de libre despegue del vuelo 8. Un protocolo de vigilancia de vídeo en tres dimensiones utiliza moscas que expresan GFP y varias cámaras equipadas con filtros que permitan la detección de la fluorescencia para determinar la movilidad mosca 9. Moscas en este protocolo tienden a mostrar patrones de vuelo cilíndricos, que es potencialmente debido a la forma de la cultura Drosophila viales 10. Este método se mejoró mediante el uso de una cúpula que permite la medición de movimiento espontáneo de dos moscas 11. Un método de alto rendimiento que utiliza una cámara para monitorear automáticamente y cuantificar el comportamiento individual y social de Drosophila ha sido también descrito 12. Zou etal. desarrolló un sistema de monitoreo del comportamiento (BMS) que utiliza dos cámaras con ayuda de computadora para registrar el comportamiento de toda la vida y movimientos como el reposo, en movimiento, volar, comer, beber, o muerte de fruta tephritid individuo vuela 13. Varios otros sistemas de vídeo se han desarrollado para controlar la actividad de comportamiento mosca 14,15. Aquí se describe un método para cuantificar la actividad de Drosophila que utiliza monitores de población. Estos monitores se encuentran en-y de temperatura incubadoras con control de humedad a 25 ° C en un ciclo de 12 horas de luz de día y noche. Cada monitor población tiene rayos infrarrojos colocados en anillos colocados en tres alturas diferentes. Cada vez que una mosca mueve a través de los anillos se interrumpe el haz de infrarrojos, que se registra por un microprocesador que, independientemente registros y los recuentos de la actividad de las moscas dentro del vial. Un microprocesador carga la actividad total en el vial a la computadora en InterVA definido por el usuarioLS que podría variar de 1 segundo a 60 minutos. El método descrito aquí proporciona el tiempo suficiente para que las moscas se adaptan al nuevo entorno y permite la medición simultánea de la actividad locomotora espontánea de un máximo de 120 poblaciones de moscas. Además, se describe la preparación de la comida, el mantenimiento volamos, la configuración de los monitores de la población de movilidad en incubadoras con temperatura controlada, y los factores potenciales que podrían afectar los resultados. Este método puede ser usado para estudiar cómo los diferentes modificaciones ambientales o genéticas afectan la actividad locomotora espontánea de las moscas.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster se ha utilizado como un organismo modelo excelente para estudiar manipulaciones ambientales y genéticos que afectan el comportamiento. Uno de estos es el comportamiento de la actividad locomotora espontánea. A continuación se describe el protocolo que utiliza monitores de población de Drosophila y un sistema de seguimiento que permite el monitoreo continuo de la actividad locomotora espontánea de moscas durante varios días a la vez. Este método es simple, fiable, y objetivo y se puede utilizar para examinar los efectos del envejecimiento, el sexo, cambios en el contenido calórico de los alimentos, además de los medicamentos, o las manipulaciones genéticas que imitan las enfermedades humanas.

<html> La actividad locomotora espontánea en Drosophila depende del sexo mosca (Figura 3), el contenido calórico de los alimentos (Figura 3B) y el ciclo de luz / oscuridad. Una vez que la luz se apaga actividad de las moscas disminuye dramáticamente. Figura 3A ilustra las 24 horas de grabaciones de la actividad locomotora de las moscas macho y hembra. Un asterisco en el eje x marca el momento en que la luz se apaga y la transición a la oscuridad ciclo. <stro...

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Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster, son útiles en el estudio de las manipulaciones genéticas o ambientales que afectan a comportamientos como la actividad locomotora espontánea. Aquí se describe un protocolo que utiliza monitores con rayos infrarrojos y software de análisis de datos para cuantificar la actividad locomotora espontánea.

Determinación de la actividad locomotora espontánea en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.7K vistas.  University of Connecticut Health Center.  Drosophila melanogaster, son útiles en el estudio de las manipulaciones genéticas o ambientales que afectan a comportamientos como la actividad locomotora espontánea. Aquí se describe un protocolo que utiliza monitores con rayos infrarrojos y software de análisis de datos para cuantificar la actividad locomotora espontánea. 

Video: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Investigación

Neurociencias

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Ensayo Actividad locomotora para el Estudio de los ritmos circadianos y del sueño en los parámetros Drosophila</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Locomotor ensayo, aprendizaje, memoria y déficit en Drosophila Los modelos de neurodegeneración

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

El marcaje de células individuales en el Sistema Nervioso Central de<em&gt; Drosophila melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

Optogenética perturbación de la actividad neuronal con la iluminación láser en semi-intacta<em&gt; Drosophila</em&gt; Las larvas in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

Condiciones que afectan Espacio Social en<em&gt; Drosophila melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Uso de la<em&gt; Flywalk</em&gt; Paradigma

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

Un ensayo de conducta para Mechanosensation de clones en MARCM-basa<em&gt; Drosophila melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We demonstrate a simple way to tap into the fly reward system, modify experiences related to natural reward, and use voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states. The approach serves as a relevant tool to study the neurons and genes that play a role in experience-mediated changes of internal state. The protocol is composed of two discrete parts: exposing the flies to rewarding and nonrewarding experiences, and assaying voluntary ethanol consumption as a measure of the motivation to obtain a drug reward. The two parts can be used independently to induce the modulation of experience as an initial step for further downstream assays or as an independent two-choice feeding assay, respectively. The protocol does not require a complicated setup and can therefore be applied in any laboratory with basic fly culture tools.

A Simple Way to Measure Alterations in Reward-seeking Behavior Using Drosophila melanogaster

We describe a protocol for inducing rewarding and nonrewarding experiences in fruit flies (Drosophila melanogaster) using voluntary ethanol consumption as a measure for changes in reward states.

Una manera sencilla de medir alteraciones en el comportamiento de búsqueda de recompensa Uso<em&gt; Drosophila melanogaster</em

We describe a protocol for measuring ethanol self-administration in fruit flies (Drosophila melanogaster) as a proxy for changes in reward states. We ...

Determinación de la actividad locomotora espontánea en

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Grabaciones solo Sensillum en los insectos Drosophila melanogaster Y Anopheles gambiae

Ensayo Actividad locomotora para el Estudio de los ritmos circadianos y del sueño en los parámetros Drosophila

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El marcaje de células individuales en el Sistema Nervioso Central de

Optogenético estimulación de comportamiento de escape en

Optogenética perturbación de la actividad neuronal con la iluminación láser en semi-intacta

Condiciones que afectan Espacio Social en

De alta resolución de cuantificación del comportamiento guiado Olor en

Un ensayo de conducta para Mechanosensation de clones en MARCM-basa

Una manera sencilla de medir alteraciones en el comportamiento de búsqueda de recompensa Uso