עבודה זו נתמכה על ידי מענק מהמכון הלאומי לבריאות (AG023088 לBR).

הערה: זן קנטון-S הוא קו הרקע הסטנדרטי פראי מהסוג שהתקבל ממרכז מלאי בלומינגטון. 1. הכנת מזון ומתכון ל1,000 מיליליטר של מזון הערה: סעיף זה מתאר את הפרוטוקול להכנת מזון. סירי מתכת גדולים משמשים להכנה כ -18 L של מזון בכל פעם. הפרוטוקול המתואר כאן הוא צמצומים ומשתמש 1,000 מיליליטר H 2 O. מזון autoclaved פעמיים. <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים 113 סוכרוז גרם ו28 שמרי בירה גרם ב643 מיליליטר מים. עזוב את המרכיבים על סט צלחת חם ב ° C25 עם בר ומערבב לערבב ברחבי 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> פתרון מזון החיטוי במשך 20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מערבבים את קמח תירס 49 גרם ו8.1 אגר גרם ב268 מיליליטר מים ומוסיפים לתערובת מזון autoclaved המתוארת בשלב 1.2. מערבבים היטב בכף גדולה או מקצף. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תערובת מזון החיטוי במשך עוד 20 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח את המזון על צלחת ולתת להתקרר עם ערבוב מתמיד עם בר ומערבב. אניf יש להוסיף פתרונות נוספים למזון, כגון mifepristone (RU486), לשמור את האוכל על פלטה חשמלית שהוקמה על 60 מעלות צלזיוס ולהוסיף פתרון כאשר המזון מגיע לטמפרטורה הנדרשת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> ממיסים 2.4 tegosept גרם ב10.7 מיליליטר EtOH 100% ולשמור על צלחת קרה עם בוחש לפזר לחלוטין ומערבבים במשך כ 15 דקות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הוספת פתרון tegosept למזון כאשר הטמפרטורה של מזון היא 60 מעלות צלזיוס ומערבבים היטב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> השתמש במשאבה או דיספנסר למזון לשפוך על 10 מיליליטר של מזון לתוך בקבוקון רחב. באמצעות דיספנסר למזון אפשר לשפוך מזון בו זמנית ל100 בקבוקונים רחבים, פלסטיק (מגש 1) בכל פעם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מכסה את צלוחיות עם Kimwipes ובד גבינה ולהשאיר מזון בטמפרטורת חדר למשך שעה 12-24 כדי להתקרר. שמור את המזון על 4 מעלות צלזיוס ולהשתמש בתוך 3-4 שבועות. לחמם את המזון לטמפרטורת חדר לפני השימוש לעבודה לטוס. </li></ol> 2. הכנת בקבוקי זכוכית <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להכין אוכל על פי הפרוטוקול המפורט בשלב 1. </li&gt; <li style=";text-align:right;direction:rtl"> Aliquot 5 מיליליטר של מזון לכל בקבוקון צר, זכוכית, המהווה את הגודל הנכון עבור צגי האוכלוסייה. סכום זה של מזון צריך להיות נמוך מספיק כדי להיות מתחת לטבעת הנמוכה ביותר של מסך האוכלוסייה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> אחרי האוכל מתקרר לטמפרטורת חדר לכסות את צלוחיות עם אטמי ספוג ולשמור אותם על 4 מעלות צלזיוס עד 2 שבועות. בגלל כמות המזון בבקבוקון היא נמוכה למדי, עדיף להשתמש במזון בתוך שבוע או שבועות כדי למנוע כל ייבוש. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחמם את הבקבוקונים לטמפרטורת חדר לפני השימוש. </li></ol> 3. תחזוקה של הזבובים ההורים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לגדל את הזבובים בבקבוקוני פלסטיק רחבים עם אוכל מעבדה סטנדרטי ולשמור את הבקבוקונים בתא סביבתי humidified, בטמפרטורה מבוקרת של 25 מעלות צלזיוס בשעתי אור 12 / מחזור כהה. תקופת שעון הקיץ מתחילה בשעת 6:00 בבוקר במעבדה זו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בבוקר למבוגרים ברורים עף מהבקבוקונים שממנו זבובי הורים ייגבו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאסוף לנשור eclosed החדשים ולהפריד אותם לפי מין על CO 2 משטח תוך 8 שעות לאחר eclosion לוודא כי נקבות הזבוב הן בתולות. זבובים להתחיל להזדווג 8 שעות לאחר eclosion. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> כאשר זבובי זכרים ונקבות הבתולה הם בין 5 ל 10 ימים של גיל, לשים 10 זכרים ו10 זבובים נשיים בבקבוקון עם אוכל סטנדרטי וכמה גרגרים של שמרים פעילים על העליונה. הערה: בקרת הצפיפות של הזחלים על ידי שימוש באותו המספר של זבובים ולשמור אותם בבקבוקון ליומיים. תוספת של שמרים פעילים מקדמת ייצור ביצים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את הזבובים להזדווג ולהטיל את הביצים בחדר סביבתי בטמפרטורה מבוקרת ב25 ° C עם שעות אור 12 / מחזור כהה למשך 2 ימים. הגדרת 5-10 בקבוקונים של זבובי הורים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את הזבובים לבקבוקון פלסטיק חדש בכל יום אחר ולשמור את הבקבוקונים עם הביצים באינקובטור ב25 ° C. </li></ol> 4. אוסף של זבובים ניסויי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לאחר 9 ימים זבובים יתחילו eclose מהבקבוקונים שבי parentaזבובי l הטילו ביצים (שמתוארות בשלב 3.6.). וזורקים ברורים הזבובים שeclosed במהלך היום הראשון ולהחזיר את הבקבוקונים לחממה. רוב הזבובים eclosed ביום 1 הם נקבות. אוכלוסייה יותר מסונכרנת של זבובים תהיה eclose ביום 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בתוך זבובי eclosed חדש 24 מקום שעות על 2 רפידות CO ולאסוף 25 זכר ונקבה 25 זבובים לבקבוקונים עם מכחול או כף מתכת. שמור על זבובים על 2 רפידות CO לתקופה קצרה של זמן כדי למזער השפעות של CO 2. רשום את יום eclosion על הבקבוקון. להרכיב לפחות 5 בקבוקונים לשכפל לניסוי ולקבוצת ביקורת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את הבקבוקונים בתאי סביבה בטמפרטורה מבוקרת ב25 ° C עם שעות אור 12 / מחזור כהה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את הזבובים לבקבוקון פלסטיק חדש בכל יום אחר באמצעות משפך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מזדקן הזבובים עד שיגיע לגיל הרצוי לניסויים. </li></ol> 5. הגדרת צגי הניידות <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הנח אתאוכלוסייה מנטרת בחממה בטמפרטורה מבוקרת. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חברו כל צג עם כבל טלפון 4 תיל לאספקת חשמל הממשק היחידה (PSIU) באמצעות מפצלי 5 כיוונים (רב קווים), שניתן לחבר עד 5 צגי פרט פתח אחד בPSIU. ראה איורים 1 א ו -2 ב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את PSIU לשקע קו מתח (100-240 V). חבר את מחבר פלט אספקת חשמל לאחד 2 שקעי PSIU הזדווגות. האור הירוק הסמוך מאיר בצבע ירוק כאשר הוא מחובר כמו שצריך. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> חבר את PSIU לאפיק טורי האוניברסלי חומרה (USB). חבר את כבל ה-USB בין חומרת USB עם מקינטוש או PC של Windows להקלטת נתונים. זה יהיה הכי טוב שיש מחשב ייעודי רק לאיסוף נתונים מאז האוסף פועל במשך ימים בכל פעם. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הורד את תוכנת ה-USB (PSIUdrivers.zip). תוכנת מנהל התקן ה-USB המשמשת את ממשק ספק כוח וצריך להוריד רק פעם אחת. זה מסנתזקישור נתונים בין תוכנת המחשב וצגי PSIU / פעילות. לשימוש במחשב ויציאת ה-COM עבור Macintosh משתמש ביציאה טורית פשוטה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הורד את תוכנת המחשב למקינטוש OSX (Intel) או למחשב Windows תוכניות (XP/Vista/7) על ידי ביצוע הוראות הניתנות על ידי 308.pdf הערות יצרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הפעל את תכנית המחשב ולהגדיר את התכנית על ידי לחיצה על העדפות, אורות או מוניטורים. התכנית תפעל עד שהמשתמש בוחר &quot;לפרוש&quot; כדי לעצור את התכנית. אם תכנית המחשב או כיבוי מחשב הצגים ימשיכו לספור הפרעות קורה, אבל הספירה לא תירשם עד שהשיקה מחדש את התכנית. במקרה שהקריאה הראשונה תכלול את כל הסעיפים מאז הפעם האחרונה PSIU שלח את הנתונים למחשב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר בכרטיסייה ההעדפות ולבחור את היציאה טורית, PSIU עבור מקינטוש ו-COM למחשב. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר את מרווח הקריאה שנע בין שניות, דקות או שעות. </li> &lt;li&gt; בחר צגים: לכל אחד יש צג מספר ייחודי הניתן על ידי היצרן. בחר טווח הצג שמתאים למספרים הניתנים לצגים על ידי היצרן. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> תיבת האורות: ודא שכל המסכים מחובר כהלכה, שמסומן על ידי אור ירוק בסמוך למספר לפקח על התוכנה. אור אדום מצביע על כך שהחיבור אבד, וקופסא שחורה מצביעה על כך שהמערכת כבויה או בצורה לא נכונה להגדיר. </li></ol> 6. הגדרת הניסוי <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> הסר בקבוקוני זכוכית המכילים מזון מ4 מעלות צלזיוס ולתת להם חמים לטמפרטורת חדר. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> זבובי זכרים ונקבה נפרדים באותו הגיל על כרית CO 2. ללימודי הזדקנות זה אפשרי להתחיל את לימודי ניידות מוקדם ככל 3 ימים של גיל. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שים 10 זכר או נקבת 10 זבובים לכל בקבוקון זכוכית המכיל מזון. השתמש לפחות שלוש צלוחיות עבור כל קו ניסיוני ובקרה של זבובים ולכל מין. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור vials בצד שלהם, עד שהזבובים להתאושש מCO 2 כדי להבטיח את הזבובים לא להיתקע במזון. זבובים נפרדים בכ 8:00 ולהשאיר אותם במשך כשעה 2 בטמפרטורת חדר כדי להתאושש מCO 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מניחים את הבקבוקונים בתוך צגי האוכלוסייה שוכנו בחממות. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> מחק את הנתונים שנאספו בשעות הראשונות שלאחר 24 לשים הזבובים לתוך החממה כדי לאפשר להם להסתגל לסביבה החדשה. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> להעביר את הזבובים אחרי 3 או 4 ימים לבקבוקונים חדשים, כדי למנוע ייבוש של המזון. אם זבובים נוטים למוות או גיל 40 ימים ומעלה, עובר את הזבובים אחרי 2 ימים ולהשתמש בנתונים שנאספו ליום 2. כמו כן, להשתמש יותר משלושה בקבוקונים לכל קבוצה כדי להבטיח משכפל הולם. נתונים מצלוחיות עם זבובים מתים יש להתעלם ולא נכללו בניתוח. </li></ol> 7. ריצה מנטרת את הפעילות וחישוב הפעילות הספונטנית סה&quot;כ <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בחר העדפות - המרווח לאיסוף נתונים &lt;.br /&gt; הערה: תוכנת המחשב מאפשרת איסוף של הנתונים במרווחי זמן הנעים בין 1 שני ל60 דקות. 10 ו30 תקופות דקות כבר נמצאו כדי לספק מידע מספיק על ניידות מבלי מספר עצום של נקודות זמן. בתקופת הזמן שנבחר, התכנית תשלח את הספירה הכוללת הנוכחית עבור כל צג למחשב ומתחילה לספור שוב מאפס. תכנית המחשב מאחסנת את הנתונים בתיקייה חדשה שנוצרה על ידי מערכת נתונים במחשב. נתונים שנאספו בכל צג מאוחסנים בנפרד, ומסמכי טקסט בודדים נוצרים לכל בקבוקון. הנתונים שנאספו ברציפות כל עוד פועלת התכנית. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> בסוף הניסוי, סריקת נתונים באמצעות FileScan110X עבור Macintosh OSX (Intel) או SystemMB108 לתכנית Windows PC (XP/Vista/7). הערה: תכנית הסריקה מבטלת קריאות כפולות ומוודא שההקלטות הושלמו. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> שמור את הנתונים שנאספו במסגרת זמן וp ספציפיeriod ימים. בחר שם ניסיוני ולהעתיק את הקבצים מתיקיית הנתונים במחשב לצורך הניתוח. הערה: בשלב זה, ניתן לשנות את מרווחי פעילות והוסבו לאלה שונים. הנתונים המקוריים יישארו מאוחסנים בתיקיית הנתונים במחשב וניתן לאחזר כל עוד הם לא יימחקו. </li></ol> 8. ניתוח נתונים <ol style=";text-align:right;direction:rtl"><li style=";text-align:right;direction:rtl"> העתק את הנתונים שנאספו בקבצי טקסט לעמודות של גיליונות אלקטרוניים של Excel לניתוח נתונים. נתונים שנאספו על ידי תוכנה זו נמצאים בעמודים, שמכילים מספרים המייצגים את הפעילות הכוללת בצג יחיד על פני תקופה של הזמן שנבחר על ידי החוקר. הערה: נתונים שנאספו עבור כל צג נמצאים בקבצי טקסט נפרדים. ישנן 32 עמודות עבור כל צג. שישה העמודים הראשונים ריקים ומכילים רק 0; הבא שלושה מכילים את הנתונים שנאספו בטבעת התחתונה, באמצע, ובטבעת העליונה. שאר הערוצים ניתן למחוק מכיוון שהם אינם מכילים את כל הנתונים. כל טבעת פלטיערך יחיד לכל זמן. ראה צילום מסך של הנתונים הגולמיים באיור 2. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לחשב את סך הפעילות תוך פרק זמן רצוי עבור כל צג שמייצג את הסכום של פעילות שנאסף בשלושה גבהים שונים של קרניים אינפרא אדומות. הערה: פרק הזמן שיכול לנוע בין כמה שעות, 24 שעות או כמה ימים. </li><li style=";text-align:right;direction:rtl"> לקבוע את הפעילות של תנועה הממוצעת וסטיית התקן בין 3 מסכי שמייצגים 3 משכפל ביולוגי. הערה: ניתן לנתח נתונים למובהקות סטטיסטיות על ידי שימוש במספר הבדיקות. מבחן t סטודנטים שני זנב של, ניתוח בכיוון אחד של שונות (ANOVA) ומבחן post hoc-Tukey HSD יכולים לשמש כדי לקבוע את ההשפעות של כמה מניפולציות גנטיות או סביבתיות ביום 24 שעות של פעילות של תנועה ספונטנית 16. ישנם מספר של תוכניות אחרות שניתן להשתמש בם וכבר פרסמו 17 בעבר. </li></ol>

<ol>
	<li>Ali, Y. O., Escala, W. E., Ruan, K., Zhai, R. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+Locomotor,+Learning,+and+Memory+Deficits+in+Drosophila+Models+of+Neurodegeneration.">Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration.</a> J. Vis. Exp. 49, 2504 (2011).</li><li>Jones, M. A., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Drosophila+as+a+model+for+age-related+impairment+in+locomotor+and+behaviors.">Drosophila as a model for age-related impairment in locomotor and behaviors.</a> Exp. Gerontol. 46 (5), 320-325 (2011).</li><li>Grotewiel, M. S., Martin, I., Bhandari, p., Cook-Wiends, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+senescence+in+Drosophila+melanogaster.">Functional senescence in Drosophila melanogaster.</a> Aging Res. Rev. 4 (3), 372-397 (2005).</li><li>Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+Iterative+Negative+Geotaxis+(RING):+a+New+Method+for+Assessing+Age-related+Locomotor+Decline+in+Drosophila.">Rapid Iterative Negative Geotaxis (RING): a New Method for Assessing Age-related Locomotor Decline in Drosophila.</a> Exp. Gerontol. 40 (5), 386-395 (2005).</li><li>Nichols, C. D., Bechnel, J., Pandey, U. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+to+assay+Drosophila+behavior.">Methods to assay Drosophila behavior.</a> J. Vis. Exp. 61, 3791 (2012).</li><li>Long, T. A., Rice, W. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Adult+locomotor+activity+mediates+Intralocus+sexual+conflict+in+a+laboratory-adapted+population+of+Drosophila+melanogaster.">Adult locomotor activity mediates Intralocus sexual conflict in a laboratory-adapted population of Drosophila melanogaster.</a> Proc. Biol. Sci. 274 (1629), 3105-3112 (2007).</li><li>Slawson, J. B., Kim, E. Z., Griffith, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-resolution+video+tracking+of+locomotor+in+adult+Drosophila+melanogaster.">High-resolution video tracking of locomotor in adult Drosophila melanogaster.</a> J. Vis. Exp. 24 (24), 1096 (2009).</li><li>Marden, J. H., Rogina, B., Montooth, K. L., Helfand, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Conditional+tradeoff+between+aging+and+organismal+performance+of+Indy+long-lived+mutant+flies.">Conditional tradeoff between aging and organismal performance of Indy long-lived mutant flies.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100 (6), 3369-3372 (2003).</li><li>Grover, D., Yang, J., Tavar&#233;, S., Tower, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+tracking+of+fly+movement+and+gene+expression+using+GFP.">Simultaneous tracking of fly movement and gene expression using GFP.</a> BMC Biotechnol. 8, 93 (2008).</li><li>Grover, D., Yang, J., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+tracking+of+movement+and+gene+expression+in+multiple+Drosophila+melanogaster+flies+using+GFP+and+DsRED+fluorescent+reporter+transgenes.">Simultaneous tracking of movement and gene expression in multiple Drosophila melanogaster flies using GFP and DsRED fluorescent reporter transgenes.</a> BMC Res Notes. 2 (58), 1-11 (2009).</li><li>Ardekani, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+tracking+and+behaviour+monitoring+of+multiple+fruit+flies.">Three-dimensional tracking and behaviour monitoring of multiple fruit flies.</a> J. R. Soc. Interface. 10 (78), (2013).</li><li>Branson, K. A., Robie, A. A., Bender, J., Perona, P., Dickinson, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=High-throughput+ethomics+in+large+groups+of+Drosophila.">High-throughput ethomics in large groups of Drosophila.</a> Nat Methods. 6 (6), 451-457 (2009).</li><li>Zou, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recording+Lifetime+Behavior+and+Movement+in+an+Invertebrate+Model.">Recording Lifetime Behavior and Movement in an Invertebrate Model.</a> PLOS One. 6 (4), (2011).</li><li>Valente, D., Golani, I., Mitra, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+the+trajectory+of+Drosophila+melanogaster+in+a+circular+open+field+arena.">Analysis of the trajectory of Drosophila melanogaster in a circular open field arena.</a> PLoS One. 2 (10), 1083 (2007).</li><li>Inan, O. T., Marcu, O., Sanchez, M. E., Bhattacharya, S., Kovacs, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+portable+system+for+monitoring+the+behavioral+activity+of+Drosophila.">A portable system for monitoring the behavioral activity of Drosophila.</a> J Neurosci. Methods. 202 (1), 45-52 (2011).</li><li>Parashar, V., Rogina, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=dSir2+mediates+the+increased+spontaneous+physical+activity+in+flies+on+calorie+restriction.">dSir2 mediates the increased spontaneous physical activity in flies on calorie restriction.</a> Aging. 1 (6), 529-541 (2009).</li><li>Kaneuchi, T., Togawa, T., Matsuo, T., Fuyama, Y., Aigaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Efficient+measurement+of+H2O2+resistance+in+Drosophila+using+an+activity+monitor.">Efficient measurement of H2O2 resistance in Drosophila using an activity monitor.</a> Biogerontology. 4 (3), 157-165 (2003).</li><li>Carey, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Age-specific+and+lifetime+behavior+patterns+in+Drosophila+melanogaster+and+the+Mediterranean+fruit+fly,+Ceratitis+capitata.">Age-specific and lifetime behavior patterns in Drosophila melanogaster and the Mediterranean fruit fly, Ceratitis capitata.</a> Exp. Gerontol. 41 (1), 93-97 (2006).</li><li>Rhodenizer, D., Martin, I., Bhandari, P., Pletcher, S. D., Grotewiel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+and+environmental+factors+impact+age-related+impairment+of+negative+geotaxis+in+Drosophila+by+altering+age-dependent+climbing+speed.">Genetic and environmental factors impact age-related impairment of negative geotaxis in Drosophila by altering age-dependent climbing speed.</a> Exp. Gerontol. 43 (8), 739-749 (2008).</li><li>Osterwalder, T., Yoon, K. S., White, B. H., Keshishian, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+conditional+tissue-specific+transgene+expression+system+using+inducible+GAL4.">A conditional tissue-specific transgene expression system using inducible GAL4.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 98 (22), 12596-12601 (2001).</li><li>Dietzl, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+genome-wide+transgenic+RNAi+library+for+conditional+gene+inactivation+in+Drosophila.">A genome-wide transgenic RNAi library for conditional gene inactivation in Drosophila.</a> Nature. 448 (7150), 151-156 (2007).</li><li>Chiu, J. C., Low, K. H., Pike, D. H., Yildirim, E., Edery, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assaying+locomotor+activity+to+study+circadian+rhythms+and+sleep+parameters+in+Drosophila.">Assaying locomotor activity to study circadian rhythms and sleep parameters in Drosophila.</a> J. Vis. Exp. 43, 2157 (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Locomotor+activity+level+monitoring+using+the+Drosophila+Activity+Monitoring+(DAM)+System.">Locomotor activity level monitoring using the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System.</a> Cold Spring Harbor Protoc. 11, (2010).</li><li>Pfeiffenberger, C., Lear, B. C., Keegan, K. P., Allada, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Processing circadian data collected from the Drosophila Activity Monitoring (DAM) System. Protoc. 11, (2010).</li><li>Ardekani, R., Tavar&#233;, S., Tower, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessing+senescence+in+Drosophila+using+video+tracking.">Assessing senescence in Drosophila using video tracking.</a> Methods Mol. Biol. 965, 501-516 (2013).</li></ol>

יש לנו מה למסור.

פעילות של תנועה ספונטנית של זבובים מושפעים מגורמים רבים כגון גיל, רקע גנטי, ומין 2,13,18,19. בנוסף, גורמים סביבתיים כגון תוכן הקלורי של מזון, בטמפרטורה של הסביבה, תוספת של תרופות שונות, ומחזור אור היום / הלילה יכולים להשפיע על פעילות זבוב. למשל, יש לי זבובי זכרים באותו ...

זבובי פירות, דרוזופילה melanogaster, שימשו כמודל אורגניזם רב ערך כדי ללמוד מנגנוני התנהגויות מורכבות, כגון למידה וזיכרון, אינטראקציה חברתית, תוקפנות, שימוש בסמים, שינה, תפקוד חושי, חיזור, הזדווגות ו1,2. התנהגות אחד שנחקרה באמצעות פרוטוקולים מרובים היא פעילות של תנועה ספונטנית. geotaxis השלילית הייתה אחת מהשיטות הראשונות שפותחו למדידת פעילות דרוזופילה, ופרוטוקול זה כולל מדידת אחוז של זבובים שמגיעים לגובה מסוים של הבקבוקון לאחר הזבובים הזדעזעו לחלק התחתון של 1,3 מיכל. לשיטה זו יתרונות של להיות פשוט, זול, ומאז היא אינה דורשת שום ציוד מיוחד אותו ניתן לבצע בכל מעבדה. זה כבר נעשה שימוש ככלי מיון רב ערך כדי ללמוד את ההשפעות של מניפולציות גנטיות שונות על לטוס ניידות 3. עם זאת, זה זמן ועבודה אינטנסיביתיש nd האפשרות של הטיה עקב טלטול משתנה של הבקבוקונים והקלטות אנושיות. שיטת geotaxis השלילית שופרה על ידי פיתוח השיטה המהיר איטרטיבי שלילי geotaxis (טבעת) 4,5, אשר לוקחת תמונות של הבקבוקונים לטוס הבאים רועד של הזבובים לתחתית. היתרון של פרוטוקול זה הוא הרגישות שלו ואת האפשרות של בדיקת מספר רב של בקבוקונים לטוס באותו הזמן. עם זאת, פרוטוקול זה עדיין יש לו את הפוטנציאל לטעויות אנושות, ורק מודד geotaxis השלילית. מעבדות אחרות השתמשו בתצפית פשוטה בבקבוקוני תרבות כדי לקבוע פעילות של תנועה 6. לאחרונה מספר מערכות הקלטת וידאו למדידת פעילות של תנועה זבוב פותחו. פרוטוקול ניטור וידאו אחד מספק זמן להסתגלות לפני הקלטת 7. השיטה שתוארה על ידי Slawson et al. משתמשת גם דופק אוויר להפסיק movemenלא עד לתחילת הקלטה, אשר עלול להיות גורם לחץ לבעלי החיים 7. שיטה זו מספקת מידע על מהירות ממוצעת, מהירות מקסימלית, לבזבז זמן בתנועה, וכו &#39;מערכת מעקב תלת ממדים אחר מודדת את המהירות המקסימלי של זבובים בודדים במהלך ~ 0.2 שניות של ההמראה טיסה חינם 8. פרוטוקול ניטור וידאו תלת ממדים משתמש זבובים להביע GFP ומספר רבים של מצלמות מצויד במסננים המאפשרים זיהוי של הקרינה כדי לקבוע לטוס ניידות 9. זבובים בפרוטוקול זה נוטים להפגין דפוסי טיסה גליליים, שהוא עלול להיות בגלל הצורה של תרבות דרוזופילה בקבוקונים 10. שיטה זו שופרה באמצעות כיפה המאפשרת מדידת תנועה ספונטנית של שני זבובים 11. שיטת תפוקה גבוהה המשתמשת במצלמה כדי לעקוב באופן אוטומטי ולכמת את ההתנהגות האישית וחברתית של דרוזופילה הייתה גם תיארתי 12. Zou etאל. פיתח מערכת התנהגותיות צג (BMS), שמשתמשת בשתי מצלמות בסיוע מחשב להקליט כל החיים התנהגות ותנועות כגון מנוחה, נעו, מעופפים, אכילה, שתייה, או מותם של פירות tephritid בודדים עף 13. מספר מערכות וידאו אחרות פותחו כדי לעקוב אחר פעילות התנהגותית זבוב 14,15. כאן אנו מתארים שיטה לכימות פעילות דרוזופילה שמנצלת צגי אוכלוסייה. צגים אלה הם שוכנו ובטמפרטורת חממות מבוקרת לחות ב ° C25 על מחזור אור היום והלילה 12 שעה. לכל אחד יש לפקח אוכלוסיית קרניים אינפרא אדומות הוצבו בטבעות ממוקמות בשלושה גבהים שונים. בכל פעם שזבוב עובר על פני הטבעות זה קוטע את הקרן אינפרא אדומה, אשר נרשמה על ידי מעבד שבאופן עצמאי רשומות וסופרת את הפעילות של זבובים בתוך הבקבוקון. מעבד טוען את הפעילות הכוללת בתוך הבקבוקון למחשב בinterva הגדרת המשתמשls שיכול להשתנות משנייה 1 עד 60 דקות. השיטה המתוארת כאן מספקת מספיק זמן לזבובים להסתגל לסביבה החדשה ומאפשרת מדידה בו זמנית של הפעילות של תנועה הספונטנית של כמה ש120 אוכלוסיות של זבובים. בנוסף, אנו מתארים הכנת האוכל, לעוף תחזוקה, הקמת צגי ניידות אוכלוסייה בחממות בטמפרטורה מבוקרת, וגורמים פוטנציאליים שעשויים להשפיע על תוצאות. שיטה זו יכולה לשמש כדי לחקור כיצד שינויים גנטיים או סביבתיים שונים משפיעים על הפעילות של תנועה ספונטנית של הזבובים.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Sucrose FCC Food Grade 100 LB,</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90471380</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Brewer&#8217;s Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90331280</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Agar Fine</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-820-25F</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cornmeal</td>
			<td>Fisher Scientific MP Biomedicals</td>
			<td>ICN90141125</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Methyl4-hydroxybenzoate, tegosept</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>H5501-5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EtOH</td>
			<td>Pharmco-AAPER</td>
			<td>111000200</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Active Dry Yeast</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ICN10140001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fly CO2 pad</td>
			<td>LabScientific</td>
			<td>BGSU-7</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Stereo Microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>SZ40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila carbon dioxide (CO2) tank</td>
			<td>Airgas</td>
			<td>UN1013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Small paint brush for pushing the flies</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Shell vial wide</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS519</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buzzplugs for wide plastic vials</td>
			<td>Fischer Scientific</td>
			<td>AS275</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Glass vials (25x95mm)</td>
			<td>Fischer Scientific Kimble 60931-8</td>
			<td>AS-574</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sponge plugs for glass vials</td>
			<td>SciMart</td>
			<td>DR-750</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila Food Dispenser</td>
			<td>Applied Scientific (Fischer Scientific)</td>
			<td>AS780Q</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPM Drosophila Population Monitor</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DC Power Supply with line cord</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PSIU9 The Power Supply Interface Unit</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Telephone cables and 5 way splitters</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Universal Serial Bus (USB) hardware</td>
			<td>Trikinetics Inc.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Macintosh or Windows PC with UCB port</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308X Data Acquisition Software for Macintoch OSX (Intel)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem308 Data Acquisition Software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Macintosh</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMFileScan108X software for Windows PC (XP/Vista/7)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>USB software (PSIUdrivers.zip)</td>
			<td>www.trikinetics.com</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DAMSystem Notes 308</td>
			<td><a href="http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf">(http://www.trikinetics.com/Downloads/DAMSystem%20Notes%20308.pdf</a></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

determination of the spontaneous locomotor activity in drosophila melanogaster

melanogaster דרוזופילה שמש כאורגניזם מודל מצוין ללמוד מניפולציות סביבתיות וגנטיות המשפיעות על התנהגות. התנהגות כזו היא פעילות של תנועה ספונטנית. כאן אנו מתארים הפרוטוקול שלנו אשר מנצל צגי אוכלוסיית דרוזופילה ומערכת מעקב המאפשרת ניטור רציף של הפעילות של תנועה הספונטנית של זבובים במשך כמה ימים בכל פעם. שיטה זו היא פשוטה, אמינה, ואובייקטיבית וניתן להשתמש בם כדי לבחון את השפעות הזדקנות, מין, שינויים בתוכן הקלורי של מזון, תוספת של תרופות, או מניפולציות גנטיות המחקות מחלות אנושיות.

<html> הפעילות של תנועה הספונטנית בדרוזופילה תלויה במין זבוב (איור 3 א), כמות קלוריות של המזון (איור 3 ב) ומחזור האור / חושך. ברגע שהאור כבוי פעילות זבוב מקטינה באופן דרמטי. איור 3A ממחיש 24 שעות הקלטת הפעילות של תנועה של זבובי זכרים ונקבות. כוכ?...

Watch this Scientific Journal Video about Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster at JoVE.com

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

תסיסנית שימושית בלומדת מניפולציות גנטיות או סביבתיות המשפיעות על התנהגויות כמו פעילות של תנועה ספונטנית. כאן אנו מתארים פרוטוקול אשר מנצל צגים עם קרניים אינפרא אדומות ותוכנות לניתוח נתונים לכמת פעילות של תנועה ספונטנית.

קביעת הפעילות של תנועה הספונטנית ב<em&gt; Melanogaster דרוזופילה</em

Drosophila melanogaster has been used as an excellent model organism to study environmental and genetic manipulations that affect behavior. One such ...

determination-spontaneous-locomotor-activity-drosophila

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

12.6K Views.  University of Connecticut Health Center.  תסיסנית שימושית בלומדת מניפולציות גנטיות או סביבתיות המשפיעות על התנהגויות כמו פעילות של תנועה ספונטנית. כאן אנו מתארים פרוטוקול אשר מנצל צגים עם קרניים אינפרא אדומות ותוכנות לניתוח נתונים לכמת פעילות של תנועה ספונטנית. 

Video: Determination of the Spontaneous Locomotor Activity in Drosophila melanogaster

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed in sensory hairs called sensilla, which cover the surface of olfactory organs. The surface of each sensillum is covered with tiny pores, through which odorants pass and dissolve in a fluid called sensillum lymph, which bathes the sensory dendrites of the OSNs housed in a given sensillum. The OSN dendrites express odorant receptor (OR) proteins, which in insects function as odor-gated ion channels4, 5. The interaction of odorants with ORs either increases or decreases the basal firing rate of the OSN. This neuronal activity in the form of action potentials embodies the first representation of the quality, intensity, and temporal characteristics of the odorant6, 7.
Given the easy access to these sensory hairs, it is possible to perform extracellular recordings from single OSNs by introducing a recording electrode into the sensillum lymph, while the reference electrode is placed in the lymph of the eye or body of the insect. In Drosophila, sensilla house between one and four OSNs, but each OSN typically displays a characteristic spike amplitude. Spike sorting techniques make it possible to assign spiking responses to individual OSNs. This single sensillum recording (SSR) technique monitors the difference in potential between the sensillum lymph and the reference electrode as electrical spikes that are generated by the receptor activity on OSNs1, 2, 8. Changes in the number of spikes in response to the odorant represent the cellular basis of odor coding in insects. Here, we describe the preparation method currently used in our lab to perform SSR on Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae, and show representative traces induced by the odorants in a sensillum-specific manner.

Single Sensillum Recordings in the Insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae

Electrophysiological responses of olfactory sensory neurons to odorants can be measured in insects using single sensillum recordings. In this video article we will demonstrate how to perform single sensillum recordings in the antennae of the vinegar fly (Drosophila melanogaster) and the maxillary palps of the malaria mosquito (Anopheles gambiae).

Sensillum הקלטות סינגל חרקים תסיסנית melanogaster ו אנופלס gambiae</em

The sense of smell is essential for insects to find foods, mates, predators, and oviposition sites3. Insect olfactory sensory neurons (OSNs) are enclosed ...

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) pacemakers or clocks. Malfunctions in the human circadian system are associated with numerous diseases or disorders. Much progress towards our understanding of the mechanisms underlying circadian rhythms has emerged from genetic screens whereby an easily measured behavioral rhythm is used as a read-out of clock function. Studies using Drosophila have made seminal contributions to our understanding of the cellular and biochemical bases underlying circadian rhythms. The standard circadian behavioral read-out measured in Drosophila is locomotor activity. In general, the monitoring system involves specially designed devices that can measure the locomotor movement of Drosophila. These devices are housed in environmentally controlled incubators located in a darkroom and are based on using the interruption of a beam of infrared light to record the locomotor activity of individual flies contained inside small tubes. When measured over many days, Drosophila exhibit daily cycles of activity and inactivity, a behavioral rhythm that is governed by the animal's endogenous circadian system. The overall procedure has been simplified with the advent of commercially available locomotor activity monitoring devices and the development of software programs for data analysis. We use the system from Trikinetics Inc., which is the procedure described here and is currently the most popular system used worldwide. More recently, the same monitoring devices have been used to study sleep behavior in Drosophila. Because the daily wake-sleep cycles of many flies can be measured simultaneously and only 1 to 2 weeks worth of continuous locomotor activity data is usually sufficient, this system is ideal for large-scale screens to identify Drosophila manifesting altered circadian or sleep properties.

Assaying Locomotor Activity to Study Circadian Rhythms and Sleep Parameters in Drosophila

We describe procedures for recording daily locomotor activity rhythms of Drosophila and subsequent data analysis. Locomotor activity rhythms are a reliable behavioral output of animal circadian clocks and are used as the standard readout of clock function when studying circadian mutants or examining how the environment regulates the circadian system.

Assaying פעילות של תנועה כדי ללמוד בקצב היממה ושינה פרמטרים תסיסנית</em

Most life forms exhibit daily rhythms in cellular, physiological and behavioral phenomena that are driven by endogenous circadian (&equiv;24 hr) ...

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of these diseases, including Alzheimer's, Parkinson's and Huntington's disease are characterized by age-dependent deterioration in learning and memory functions and movement coordination2. Here we use behavioral assays, including the negative geotaxis assay3 and the aversive phototaxic suppression assay (APS assay)4,5, to show that some of the behavior characteristics associated with human neurodegeneration can be recapitulated in flies. In the negative geotaxis assay, the natural tendency of flies to move against gravity when agitated is utilized to study genes or conditions that may hinder locomotor capacities. In the APS assay, the learning and memory functions are tested in positively-phototactic flies trained to associate light with aversive bitter taste and hence avoid this otherwise natural tendency to move toward light. Testing these trained flies 6 hours post-training is used to assess memory functions. Using these assays, the contribution of any genetic or environmental factors toward developing neurodegeneration can be easily studied in flies.

Assaying Locomotor, Learning, and Memory Deficits in Drosophila Models of Neurodegeneration

Behavior assays for measuring locomotor functions, learning, and memory abilities in Drosophila.

Assaying של תנועה, למידה, וזיכרון גירעונות תסיסנית מודלים של ניוון מוחיים

Advances in genetic methods have enabled the study of genes involved in human neurodegenerative diseases using Drosophila as a model system1. Most of ...

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

In this article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the lipophilic fluorescent membrane marker DiI. This method allows the visualization of neuronal cell morphology in great detail. It is possible to label any cell in the CNS: cell bodies of target neurons are visualized under DIC optics or by expression of a fluorescent genetic marker such as GFP. After labeling, the DiI can be transformed into a permanent brown stain by photoconversion to allow visualization of cell morphology with transmitted light and DIC optics. Alternatively, the DiI-labeled cells can be observed directly with confocal microscopy, enabling genetically introduced fluorescent reporter proteins to be colocalised. The technique can be used in any animal, irrespective of genotype, making it possible to analyze mutant phenotypes at single cell resolution.

Labeling of Single Cells in the Central Nervous System of Drosophila melanogaster

We present a technique for labeling single neurons in the central nervous system (CNS) of Drosophila embryos, which allows the analysis of neuronal morphology by either transmitted light or confocal microscopy.

תיוג של תאים בודדים במערכת העצבים המרכזית של<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

In this  article we describe how to individually label neurons in the embryonic CNS of Drosophila melanogaster by juxtacellular injection of the ...

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

A growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive manipulation of the neural activity of specific neurons in Drosophila melanogaster1. Chief among these are optogenetic tools, which enable the activation or silencing of specific neurons in the intact and freely moving animal using bright light. Channelrhodopsin (ChR2) is a light-activated cation channel that, when activated by blue light, causes depolarization of neurons that express it. ChR2 has been effective for identifying neurons critical for specific behaviors, such as CO2 avoidance, proboscis extension and giant-fiber mediated startle response2-4. However, as the intense light sources used to stimulate ChR2 also stimulate photoreceptors, these optogenetic techniques have not previously been used in the visual system. Here, we combine an optogenetic approach with a mutation that impairs phototransduction to demonstrate that activation of a cluster of loom-sensitive neurons in the fly's optic lobe, Foma-1 neurons, can drive an escape behavior used to avoid collision. We used a null allele of a critical component of the phototransduction cascade, phospholipase C-&beta;, encoded by the norpA gene, to render the flies blind and also use the Gal4-UAS transcriptional activator system to drive expression of ChR2 in the Foma-1 neurons. Individual flies are placed on a small platform surrounded by blue LEDs. When the LEDs are illuminated, the flies quickly take-off into flight, in a manner similar to visually driven loom-escape behavior. We believe that this technique can be easily adapted to examine other behaviors in freely moving flies.

Optogenetic Stimulation of Escape Behavior in Drosophila melanogaster

Genetically encoded optogenetic tools enable noninvasive manipulation of specific neurons in the Drosophila brain. Such tools can identify neurons whose activation is sufficient to elicit or suppress particular behaviors. Here we present a method for activating Channelrhodopsin2 that is expressed in targeted neurons in freely walking flies.

גירוי Optogenetic של התנהגות בריחה ב<em&gt; דרוזופילה melanogaster</em

A  growing number of genetically encoded tools are becoming available that allow non-invasive  manipulation of the neural activity of specific neurons in ...

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the underlying neuronal components in the circuits1-6. Application of optogenetics7,8 in the larval neural circuit allows us to manipulate neuronal activity in spatially and temporally patterned ways9-13. Typically, specimens are broadly illuminated with a mercury lamp or LED, so specificity of the target neurons is controlled by binary gene expression systems such as the Gal4-UAS system14,15. In this work, to improve the spatial resolution to "sub-genetic resolution", we locally illuminated a subset of neurons in the ventral nerve cord using lasers implemented in a conventional confocal microscope. While monitoring the motion of the body wall of the semi-intact larvae, we interactively activated or inhibited neural activity with channelrhodopsin16,17 or halorhodopsin18-20, respectively. By spatially and temporally restricted illumination of the neural tissue, we can manipulate the activity of specific neurons in the circuit at a specific phase of behavior. This method is useful for studying the relationship between the activities of a local neural assembly in the ventral nerve cord and the spatiotemporal pattern of motor output.

Optogenetic Perturbation of Neural Activity with Laser Illumination in Semi-intact Drosophila Larvae in Motion

Here we describe a protocol for optogenetic manipulation of motoneuronal activity while monitoring changes in motor output (muscle contraction) in semi-intact Drosophila larvae using lasers within a conventional confocal microscope. This technique enables researchers to achieve local perturbation of neural activity in a few neuromeres to elucidate the dynamics of motor circuits.

הפרעות optogenetic של פעילות עצבית עם תאורת לייזר בחצי ללא פגע<em&gt; דרוזופילה</em&gt; זחלים בתנועה

Drosophila larval locomotion is a splendid model system in developmental and physiological neuroscience, by virtue of the genetic accessibility of the ...

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by stressed conspecifics due to an odorant released during stress known as the Drosophila stress odorant (dSO). Through the use of the T-maze apparatus, one can quantify the avoidance of the dSO by responder flies in a very affordable and robust assay. Conditions necessary to obtain a strong performance are presented here. A stressful experience is necessary for the flies to emit dSO, as well as enough emitter flies to cause a robust avoidance response to the presence of dSO. Genetic background, but not their group size, strongly altered the avoidance of the dSO by the responder flies. Canton-S and Elwood display a higher performance in avoiding the dSO than Oregon and Samarkand strains. This behavioral assay will allow identification of mechanisms underlying this social behavior, and the assessment of the influence of genes and environmental conditions on both emission and avoidance of the dSO. Such an assay can be included in batteries of simple diagnostic tests used to identify social deficiencies of mutants or environmental conditions of interest.

Straightforward Assay for Quantification of Social Avoidance in Drosophila melanogaster

Here, we present a protocol to quantify the avoidance of stressed individuals. This paradigm is powerful yet user-friendly and can be used to assess the influence of genes and environment on one kind of social interaction in Drosophila melanogaster.

Assay הפשוט לכימות חברתיות הימנעות ב<em&gt; Melanogaster דרוזופילה</em

Drosophila melanogaster is an emerging model to study different aspects of social interactions. For example, flies avoid areas previously occupied by ...

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a straightforward manner. As we previously demonstrated 1, in a two-dimensional chamber, we first force the flies to form a tight group, subsequently allowing them to take their preferred distance from each other. After the flies have settled, we measure the distance to the closest neighbor (or social space), processing a static picture with free online software (ImageJ). The analysis of the distance to the closest neighbor allows researchers to determine the effects of genetic and environmental factors on social interaction, while controlling for potential confounding factors. Diverse factors such as climbing ability, time of day, sex, and number of flies, can modify social spacing of flies. We thus propose a series of experimental controls to mitigate these confounding effects. This assay can be used for at least two purposes. First, researchers can determine how their favorite environmental shift (such as isolation, temperature, stress or toxins) will impact social spacing 1,2. Second, researchers can dissect the genetic and neural underpinnings of this basic form of social behavior 1,3. Specifically, we used it as a diagnostic tool to study the role of orthologous genes thought to be involved in social behavior in other organisms, such as candidate genes for autism in humans 4.

Conditions Affecting Social Space in Drosophila melanogaster

The effect of genes and environment on social space of Drosophila melanogaster can be quantified through a powerful but straightforward analytical paradigm. We show here different factors that can affect this social space, and thus need to be taken into consideration when designing experiments in this paradigm.

תנאים המשפיעים על המרחב חברתי ב<em&gt; תסיסנית melanogaster</em

The social space assay described here can be used to quantify social interactions of Drosophila melanogaster &#8212; or other small insects &#8212; in a ...

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To complicate matters even further, the odors detected by the insect nervous system usually are not single compounds but mixtures whose composition and concentration ratios vary. This leads to an almost infinite amount of different olfactory stimuli which have to be evaluated by the nervous system.
To understand which aspects of an odor stimulus determine its evaluation by the fly, it is therefore desirable to efficiently examine odor-guided behavior towards many odorants and odor mixtures. To directly correlate behavior to neuronal activity, behavior should be quantified in a comparable time frame and under identical stimulus conditions as in neurophysiological experiments. However, many currently used olfactory bioassays in Drosophila neuroethology are rather specialized either towards efficiency or towards resolution.
Flywalk, an automated odor delivery and tracking system, bridges the gap between efficiency and resolution. It allows the determination of exactly when an odor packet stimulated a freely walking fly, and to determine the animal&#180;s dynamic behavioral reaction.

High-resolution Quantification of Odor-guided Behavior in Drosophila melanogaster Using the Flywalk Paradigm

The automated tracking system Flywalk is used for high-resolution quantification of odor-guided behavior in Drosophila melanogaster.

כימות ברזולוציה גבוהה של התנהגות מודרכת ריח<em&gt; תסיסנית melanogaster</em&gt; שימוש ב<em&gt; Flywalk</em&gt; פרדיגמה

In their natural environment, insects such as the vinegar fly Drosophila melanogaster are bombarded with a huge amount of chemically distinct odorants. To ...

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense organs provide an excellent model system for the study of mechanosensation. This protocol describes a simple touch behavior in fruit flies which can be used to identify mutations that interfere with mechanosensation. The tactile stimulation of a macrochaete bristle on the thorax of flies elicits a grooming reflex from either the first or third leg. Mutations that interfere with mechanotransduction (such as NOMPC), or with other aspects of the reflex arc, can inhibit the grooming response. A traditional screen of adult behaviors would have missed mutants that have essential roles during development. Instead, this protocol combines the touch screen with mosaic analysis with a repressible cell marker (MARCM) to allow for only limited regions of homozygous mutant cells to be generated and marked by the expression of green fluorescent protein (GFP). By testing MARCM clones for abnormal behavioral responses, it is possible to screen a collection of lethal p-element mutations to search for new genes involved in mechanosensation that would have been missed by more traditional methods.

A Behavioral Assay for Mechanosensation of MARCM-based Clones in Drosophila melanogaster

In order to identify novel mutations affecting mechanosensation, we designed an assay that measures the behavioral response to tactile stimulation of fly bristles in mutant clones generated by the MARCM method. The combination of techniques allows for the identification of mechanosensitive mutations that would otherwise be lethal.

התנהגות Assay עבור Mechanosensation של MARCM מבוסס משובט ב<em&gt; תסיסנית melanogaster</em

Because of the structural and functional homology to the hair cells of the mammalian inner ear, the neurons that innervate the Drosophila external sense ...