The authors thank Dr. Amir Rattner for helpful comments on the manuscript. Supported by the Howard Hughes Medical Institute.

Este estudio se llevó a cabo en estricta conformidad con las recomendaciones de la Guía para el Cuidado y Uso de Animales de Laboratorio de los Institutos Nacionales de Salud. Todos los animales fueron manejados de acuerdo a la atención de los animales institucional y el empleo aprobado (IACUC) Protocolo MO11M29 de las Instituciones Médicas Johns Hopkins. Consulte las pautas locales del Comité de Cuidado de Animales e Institucional para los métodos de eutanasia aprobados. Usar guantes, bata de laboratorio y gafas de seguridad al manipular fijadores aldehído o disolventes orgánicos. 1. Preparación de Materiales <ol><li> Verter Placas SYLGARD <ol><li> Siga las instrucciones del fabricante, se mezcla el agente de curado con la base, y remover con una varilla de plástico. </li><li> Pipetear ~ 35 ml Sylgard líquido por 10 cm de diámetro placa de cultivo de tejidos. Placas de cultivo de tejidos son más profundos que los platos bacterianas estándar; esto proporciona espacio libre vertical para los pasadores de insectos. </li><li> Coloque el dishes en una superficie horizontal a temperatura ambiente durante la noche. Burbujas formadas durante la mezcla desaparecerán. </li><li> Después de la polimerización, almacenar las placas de Sylgard a temperatura ambiente. NOTA: placas de Sylgard se pueden almacenar a temperatura ambiente durante años y volver a utilizar varias veces hasta que el Sylgard se separa de la placa. </li></ol></li><li> Soluciones <ol><li> Benzoato de bencilo y alcohol bencílico (BBBA). Mezclar 2 volúmenes de benzoato de bencilo y 1 volumen de alcohol de bencilo. Almacenar en la oscuridad en una botella de vidrio con un tapón de vidrio o teflón superior. PRECAUCIÓN: Se utiliza BBBA debe ser manejado adecuadamente como residuo solvente orgánico. No permita que BBBA contactar plástico. </li><li> Salina tamponada con fosfato (PBS). Añadir 4 g PFA a 80 ml de agua, añadir 0,1 ml de NaOH 1 N, se agita en una placa caliente a ~ 70 º C durante aproximadamente 5 min hasta que la PFA se disuelva por completo, y luego añadir 10 ml de 10x PBS y llevar el volumen a 100 ml con agua. PRECAUCIÓN: La inhalación de formaldehído / PFA y BBBA vapores debe serminimizado al mantener estas soluciones en un recipiente tapado. Formaldehído / PFA es un carcinógeno. </li><li> Aceite Rojo O. Prepare un 0,5% stock en isopropanol. Inmediatamente antes de su uso diluir con agua a una concentración final de 0,3% Oil Red O, y luego filtrado a través de un filtro de 0,2 micras. </li></ol></li></ol> 2. Disección de la piel, Fijación y Compensación <ol><li> Dorsal de la piel para inmunotinción y Melanina Imaging <ol><li> Para los ratones muy jóvenes (por ejemplo, los fetos y el día postnatal (PUP P) 0-P3), la eutanasia a los ratones por inhalación de isoflurano. La eutanasia a los ratones de más edad por inhalación de isoflurano o por inyección de ketamina / xilazina seguido por dislocación cervical. </li><li> Quite el pelo con una maquinilla de afeitar eléctrica y el gel de depilación. Para los ratones más jóvenes que P8, este paso se puede omitir. </li><li> Utilice una hoja de afeitar para hacer un corte horizontal de la base de la cola a lo largo de cada flanco, que pasa en el lado dorsal de la base de cada extremidad, de proceder lateral a los oídos y finalesción en la nariz. </li><li> Pele suavemente la piel del procedimiento el tejido subyacente de posterior a anterior mediante la celebración de la piel entre los dedos enguantados de manera que no queden dañados por fórceps. Cuando el pelado de la piel a nivel de los oídos, primero cortar los oídos con un par de tijeras y proceder especialmente lentamente a medida que la piel se puede desgarrar en esta ubicación. </li><li> Desde este punto en adelante, orientar la piel con la parte interna hacia arriba. Pin de la piel para Sylgard con ~ 20 pins de insectos uniformemente espaciados alrededor de la periferia; No sobre-estirar la piel (Figura 2B). Cubrir la piel con 10-20 ml de PBS. </li><li> Diseccionar la grasa asociado a la piel y el tejido conectivo utilizando pinzas en ángulo o curvados con el extremo en punta de las pinzas que se enfrentan horizontalmente para minimizar el riesgo de que las pinzas se penetrar en la piel. Extruir las burbujas de aire que hayan quedado atrapados debajo de la piel tirando suavemente un aplicador con punta de algodón sobre la superficie de la piel. NOTA: Si la piel se vaque se utilizará para la inmunotinción montaje plano o histoquímica, eliminar la mayor cantidad de tejido conectivo como sea posible; Si la piel se va a utilizar para visualizar los folículos del pelo basado en la pigmentación de melanina, la eliminación menos completa de tejido conectivo es satisfactoria. Piel prenatal requiere &quot;limpieza&quot; mínima de tejido conectivo adherente. </li><li> Fijar la piel cubrió mediante la adición de 20 ml de recién preparada PFA al 4% / PBS o 10% de formalina tamponada por placa de 10 cm Sylgard (si la piel se utiliza para la formación de imágenes de melanina o fosfatasa alcalina (AP) histoquímica) o 20 ml de recién preparada 2% de PFA / PBS (si la piel se utiliza para inmunotinción o transgénico visualización de queratina (KRT) 17-GFP 11), y gire suavemente durante la noche en una habitación fría. El día siguiente, lavar en PBS durante&gt; 10 min. NOTA: formalina estándar es del 37% de formaldehído; por lo tanto, &quot;el 10% de formalina&quot; es de 3,7% de formaldehído. </li><li> Para la tinción de AP y la inmunotinción, continúe en la sección 3. Para imag melaninaING, deshidratar la piel a través de una serie de etanol (70%, 95%, 100%), un día por cada paso, con rotación horizontal suave a temperatura ambiente. Quite los tejidos conectivos residuales. </li><li> Con la piel en etanol al 100%, eliminar las clavijas de insectos y, si se desea, recortar la piel con tijeras para quitar la mayor parte periférica de 1-2 mm de la piel con los orificios de pasador. </li><li> Transfiera la piel para un plato de cristal 10 cm de diámetro, colocar dos portaobjetos de vidrio en la piel para evitar que se curve, y agregar 20 ml de BBBA. BBBA endurece rápidamente el tejido por lo que es importante para la piel para ser aplanada bajo el peso de los portaobjetos de vidrio antes de añadir el BBBA. </li><li> Durante las próximas horas, levante las diapositivas de la piel durante unos segundos para permitir que el BBBA a arrastrarse sobre la piel. NOTA: Usar guantes cuando se trabaja con BBBA. Dependiendo de la edad y la ubicación de la piel no puede ser tanto como 30% de contracción en BBBA. </li></ol></li><li> Piel Pie de Análisis para el folículo del pelo Patterning NOTA: El rango de edades normalmente examinados es P1-P8. <ol><li> Después de la eutanasia, cortar los pies por encima de la articulación del tobillo y hacer un solo corte recto a lo largo de la superficie ventral a través de las plantas de los pies. </li><li> Tienes que despegar la piel del tejido subyacente, procediendo en dirección proximal a distal. </li><li> Cortar los dígitos para liberar la piel y el pin SYLGARD con la superficie interior hacia arriba (Figura 2C). No es tejido conectivo mínimo en la piel del pie. </li><li> Piel transgénica KRT17-GFP ya está listo para la imagen. Para imágenes de melanina proceder a la fijación, deshidratación y BBBA claro como se describe en la sección 2.1. </li></ol></li><li> Piel Pie para la visualización de las glándulas sebáceas <ol><li> Después de la eutanasia, quitar el pelo por el roce de gel removedor de pelo sobre la superficie de la piel con un dedo enguantado y el pulgar; esperar 10 min. NOTA: No utilice una máquina de afeitar eléctrica, que puede dañar la delicada piel del pie. </li><li> Wcenizas de la superficie de la piel con agua del grifo, diseccionar y el pin de la piel para Sylgard como se describe en el apartado 2.2. </li><li> Fijar con 1% de PFA / PBS durante 30 min a temperatura ambiente y después lavar en PBS. NOTA: Para la visualización de las glándulas sebáceas en los pies, que se desarrollan después de la primera semana después del parto, la edad óptima para el análisis con Oil Red O es P21, ya que esto marca el punto más bajo de la pigmentación del pelo durante el primer ciclo del pelo 12, y por tanto las glándulas sebáceas puede ser visto más fácilmente. Con ratones albinos este análisis se puede realizar a cualquier edad. Para obtener albino progenie cruzada ratones mutantes pigmentada a una línea mutante de tirosinasa como C57BL/6J-Tyr c-2J. </li></ol></li><li> Preparación de la cola de la piel para el Análisis de la melanina Distribución, folículo de cabello Orientación y glándulas sebáceas Visualización <ol><li> Después de la eutanasia, hacer un corte circular alrededor de la base de la cola, y luego una hendidura longitudinal que recorre toda la longitud de la cola a lo largo de la cara ventral. </li> &lt;li&gt; Retire la piel de la cola a partir de la punta sujetando firmemente la punta de la cola-hueso y / o tejido conjuntivo con un par de pinzas y la piel con un segundo par de pinzas. Pin de la piel de la cola de Sylgard. </li><li> Para el análisis de la distribución de la melanina y la orientación del folículo piloso, fijar y procesar la piel como se describe en la sección 2.1. Para el análisis de las glándulas sebáceas, cortar la piel de la cola en una serie de segmentos de ~ 0,5 a 1 cm de longitud antes de la fijación e incubar las piezas de piel en PBS con EDTA / 5 mM durante la noche a 37 ° C para debilitar la adhesión de la dermis-epidermis 13. </li><li> Tienes que despegar la epidermis de la dermis, la epidermis para fijar Sylgard (cara interior hacia arriba), y fijarlo en el 4% PFA / PBS durante 1 hora a temperatura ambiente. Lavar con PBS, y manchar con Oil Red O como se describe a continuación. NOTA: Una máquina de afeitar eléctrica y / o gel de depilación se pueden usar antes de la disección de más edad de la piel de la cola (por ejemplo, P21), pero este tratamiento es opcional ya que el pelo de la cola no estan densa como en otros lugares en el cuerpo. </li></ol></li></ol> 3. Las reacciones de tinción <ol><li> Placenta humana fosfatasa alcalina (AP) Histoquímica visualizar genéticamente marcado Axon Arbors 10,14,15 (Figuras 3A, B) <ol><li> Después de PFA fijación en Sylgard, colocar pieles fijos en un plato de vidrio de 10 cm y sumergir bajo PBS / 1 mM MgCl 2. Gire suavemente el plato en un baño de agua a 70 ° C durante 90 minutos para destruir la actividad fosfatasa endógena. </li><li> Visualizar la actividad reportero de la AP histoquímicamente con una incubación de 4-48 horas a temperatura ambiente en Tris 0,1 M, pH 9,5, NaCl 0,1 M, 50 mM de MgCl 2, 0,34 g / ml de NBT, y 0,175 g / ml de BCIP, típicamente usando 10-15 ml de solución de tinción por piel dorsal P21. Monitorear la reacción bajo el microscopio de disección, teniendo cuidado de no dejar que se siga más allá del momento óptimo, a juzgar por la inspección visual de la tinción axón intensidad relativa a inespecífica deposición NBT. </li&gt; <li> Se detiene la reacción mediante lavado con tres cambios de PBS/0.1% de Tween-20 en el transcurso de 1 hora, re-pin las pieles a Sylgard, deshidratar la piel a través de una serie de etanol, y luego transferir las pieles a una placa de 10 cm con BBBA. NOTA: BBBA se disuelve lentamente el precipitado NBT. Durante las primeras horas de BBBA, una multa de fondo de precipitado NBT se disolverá; como resultado, la solución BBBA se oscurece, y la piel se aclarará. Cambie a BBBA fresco después de unas horas. </li><li> Después de obtener imágenes de la piel manchada de AP, transferirlo al etanol durante&gt; 1 hora a temperatura ambiente y luego guárdelo en etanol nuevo a -20 ° C. Pieles teñidas con AP se pueden almacenar de esta manera durante muchos meses sin pérdida de señal. </li></ol></li><li> Oil Red O tinción para visualizar las glándulas sebáceas 4 (Figuras 3C-F) <ol><li> Retire los pasadores de insectos y transferir el pie ligeramente fijo o pieles de la cola de la placa Sylgard a los pocillos de una placa de cultivo tisular de 6 pocillos, conhasta dos muestras de piel por pocillo. Lavar con 60:40 isopropanol: agua durante 5 minutos a temperatura ambiente. </li><li> Teñir en 2 ml de 0,3% Oil Red O en 60:40 isopropanol: agua (ver sección 1.2) a temperatura ambiente durante 2 horas. </li><li> Lavar con 60:40 de isopropanol: agua durante 5 min a temperatura ambiente, seguido por un lavado con agua. Recortar cuidadosamente de distancia de los bordes de la piel, incluyendo los orificios de pasador, con tijeras finas de manera que la superficie de la piel se puede hacer lo más plana posible. </li><li> Colocar la piel sobre un portaobjetos con la superficie exterior hacia arriba, añadir unas gotas de agua o medio de montaje acuoso, cubrir la piel con una platina, y luego la cinta suavemente el cubreobjetos al portaobjetos para aplanar aún más la piel. </li></ol></li><li> Monte Piso Inmunoticción 4,16,17 (Figuras 3G, H) <ol><li> Cortar un rectángulo de piel PFA fijo (por ejemplo, 1 cm x 0,5 cm), que marca su orientación con un corte asimétrico (por ejemplo, cortar la esquina anterior derecha). Realice la incubación yetapas de lavado con una rotación suave sobre una plataforma horizontal que gira. En los pocillos de una 6 - o 12-así placa de cultivo tisular, se lava varias veces con PBS para eliminar PFA residual, lavar con ~ 10 cambios de PBS con 0,3% de Triton X-100 (0,3% de PBST) durante 5-8 horas a temperatura ambiente para permeabilizar la piel. </li><li> Incubar con el anticuerpo primario en 0,3% de PBST con 5% de suero de cabra y 20% de DMSO durante cinco días a temperatura ambiente. Cubrir los pocillos de la placa con cinta adhesiva transparente o de plástico adhesivo para eliminar las pérdidas por evaporación. </li><li> Lavar con 10-15 cambios de 0,3% de PBST durante 5-8 horas y se incuba con el anticuerpo secundario en 0,3% de PBST con 5% de suero de cabra y 20% de DMSO durante 3 días a temperatura ambiente. </li><li> Lavar con 10-15 cambios de 0,3% PBST más de 5-8 horas. </li><li> Deshidratar en 25%, 50%, y 75% de metanol durante 5 min cada uno y luego 3 veces en 100% de metanol durante 20 min cada uno. </li><li> Claro en BBBA durante la noche a temperatura ambiente. NOTA: mount Flat inmunotinción de la piel más joven que~ P1 se puede realizar como se describe anteriormente pero con incubación más corto y tiempos de lavado. Por ejemplo, la piel P1 puede inmunotiñó con una noche de incubación en el anticuerpo primario y una incubación de varias horas en el anticuerpo secundario, y con la intervención de lavados de sólo 2-3 horas en el 0,3% PBST. Como se señaló anteriormente, las pieles jóvenes también son suficientemente delgadas que se pueden obtener imágenes sin BBBA claro. </li></ol></li><li> Visualización de grupos de células de Merkel con los nervios Fluorescente Terminal absorción de colorante (Figuras 3I-L) IAM-43 (verde) y AM4-65 (rojo) son los tintes fluorescentes que se pueden fijar que entran en las células a través del canal de cationes no selectivo 18. En la piel viva estos tintes se toman selectivamente y se concentraron en las células de Merkel. <ol><li> Disolver 1 mg AM1-43 o AM4-65 en 2 ml de PBS y almacenar en alícuotas a -80 ° C. </li><li> Inyectar cachorros recién nacidos por vía subcutánea con 2-10 mg de colorante por gramo de peso corporal utilizando una aguja de 29. </li><li> Un día después, la eutanasia a los ratones y Dissect las pieles dorsales. </li><li> Fijar las pieles en el 4% PFA / PBS a 4 ° C durante la noche, lavar con PBS, y monte la piel como se describe en la sección 3.2. </li></ol></li></ol> 4. Imagen y Análisis de Imágenes <ol><li> Imaging folículo del pelo Orientación (Figura 4) <ol><li> Utilice un microscopio de disección para dorsal imagen, el pie o pieles de cola que se sumerge en BBBA, aplastado debajo de un portaobjetos de vidrio, y todavía en el plato de cristal - este enfoque minimiza la contaminación BBBA del microscopio. </li><li> Ilumine el plato de abajo. Para minimizar la variación espacial de la intensidad de la luz a través del campo de visión, elevar el plato de cristal con una altura ~ 10 cm por encima de la superficie de trabajo estándar del microscopio de disección y colocar un plástico difusor o placa de vidrio sobre la fuente de luz. </li><li> Volver a la piel a etanol al 100% para el almacenamiento a largo plazo a -20 ° C. NOTA: Dejar la piel en BBBA durante más de un día hace que los gránulos de melanina para romper unparte. Una vez que la piel ha sido tratada BBBA se endurecerá y permanecer plana a partir de ese punto en adelante. Diferentes pieles pueden ser codificados con una serie de muescas en su anterior y / o posterior termina, de manera que se pueden almacenar junto, para ahorrar espacio en el congelador. </li></ol></li><li> Imaging and Tracing Axon Arbors (Figuras 3A, B) <ol><li> Coloque AP manchada piel (sección 3.1.3) entre dos placas de vidrio del tipo utilizado para pequeños geles de proteínas. Evitar la introducción de burbujas de aire entre las placas y la piel, y luego absorber cuidadosamente cualquier exceso BBBA con una toalla de papel. Coloque el sándwich de placa de piel plato sobre una platina del microscopio (Figura 2D). </li><li> Use de campo brillante o iluminación DIC con un objetivo de 10X y 2 micras o 5 micras Z-pasos. Utilice una etapa XY mecanizada para capturar un montaje de imágenes XY que se cosen juntos para crear un conjunto de datos de escala de grises en tres dimensiones. NOTA: Para un solo gran cenador axón, este conjunto de datos puede ser uns grande que 5 GB. </li><li> Realice manual, automatizado o semi-automatizado de rastreo de cenadores axón con cualquiera de una variedad de paquetes de software. NOTA: El software como Neuromantic (http://www.reading.ac.uk/neuromantic/) es una herramienta de reconstrucción neuronal gratuito que se ejecuta en un entorno de PC y es relativamente fácil de dominar 10. </li></ol></li></ol>

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Neurosci. 14, 1481-1488 (2011).</li><li>Aal Ert&#252;rk, ., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+imaging+of+solvent-cleared+organs+using+3DISCO.">Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO.</a> Nat. Protoc. 7, 1983-1995 (2012).</li><li>Chung, K., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=CLARITY+for+mapping+the+nervous+system.">CLARITY for mapping the nervous system.</a> Nat. Methods. 10, 508-513 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

El dominio de los métodos de disección descritos anteriormente sólo requiere paciencia, una mano firme, y algunas buenas herramientas de disección. La disección de la piel dorsal es relativamente fácil, pero los de la cola y de la piel del pie disecciones - especialmente en las edades postnatales tempranas - son más difíciles. A edades tempranas prenatales (por ejemplo, antes de E15), la piel es difícil de quitar sin romperlo. Convenientemente, para muchos estudios sobre el crecimiento y el patrón de ...

La piel es uno de los órganos más grandes del cuerpo, con funciones importantes en somato-sensación, aislamiento / termorregulación, y la defensa inmune 1. La comprensión de las bases moleculares y celulares del desarrollo y función de la piel le ha interesado desde hace mucho tiempo debido a la importancia fundamental de la piel como un sistema biológico y su importancia para la dermatología. Piel de los mamíferos contiene una variedad de estructuras multicelulares, incluyendo capas estratificadas de queratinocitos, tejido conectivo dérmico, varios tipos de folículos pilosos, glándulas sebáceas, músculos erectores del pelo, vasos sanguíneos, y al menos una docena de distintas clases de aferentes (sensoriales) y el nervio eferente fibras (Figura 1). Diferentes regiones del cuerpo se asocian con característicamente diferentes tipos de piel. En la mayoría de los mamíferos, casi toda la superficie del cuerpo está cubierta de piel que está densamente poblada por los folículos pilosos. [Los seres humanos y las ratas topo desnudas constituyen excepciones a thes patrón.] Hair no se encuentra en las superficies palmar de las manos y los pies, que también están asociados con patrones especializados epidérmicos (dermatoglifos), glándulas exocrinas, y las terminaciones nerviosas sensoriales. Los eventos celulares y moleculares que controlan el crecimiento, la diferenciación, y la disposición espacial de las células dentro del folículo piloso son de especial interés como cada folículo exposiciones, en miniatura, muchas de las características centrales de la organogénesis 2. Estas características incluyen la existencia de células madre y un nicho de células madre, las migraciones celulares precisamente coreografía, y el montaje de estructuras multicelulares de componentes embrionarias diferenciadas. Este artículo describe métodos para la disección, la fijación, el etiquetado, y la piel de imágenes de ratón como una lámina bidimensional intacto, a que se refiere como una preparación de &quot;todo el montaje&quot; o &quot;plano de montaje&quot;. Dado que la piel del ratón es relativamente delgada, es posible a la imagen a través del espesor completo de esquí aplanadaN utilizando microscopía confocal convencional. El enfoque plana de montaje de formación de imágenes la piel de mamíferos es técnicamente ventajoso porque evita la necesidad de seccionamiento física, permitiendo así que las estructuras a ser reconstruidas en su totalidad por seccionamiento óptico. Puesto que casi toda la piel se procesa como un único objeto, el plano de montaje enfoque también facilita la obtención de imágenes de múltiples regiones de la superficie del cuerpo, mientras que la preservación de la información acerca de la posición y orientación relativa a los ejes del cuerpo. Por último, las estructuras dentro de la piel están típicamente presentes en patrones que se repiten a intervalos regulares, facilitando de este modo la colección de imágenes de múltiples representantes de una estructura dada. Estas características son familiares para los neurobiólogos que trabajan en la retina, una parte de dos dimensiones del sistema nervioso central que goza de ventajas análogas para los estudios de la morfología neuronal 3. El enfoque plana de montaje se describe aquí es de utilit especialy para el estudio de las estructuras que exhiben organización espacial en una escala relativamente grande en el plano de dos dimensiones de la piel. Un ejemplo de organización espacial a gran escala es la polaridad coordinada de los folículos pilosos y las estructuras del folículo asociada el cabello - grupos de células de Merkel, los músculos erectores del pelo, glándulas sebáceas y terminaciones nerviosas 4. Los folículos pilosos se orientan en un ángulo con respecto al plano de la piel, y la componente del vector folículo que se encuentra dentro del plano 2-dimensional de la piel generalmente exhibe una orientación con respecto a los ejes del cuerpo que es determinado con precisión para cada posición en el cuerpo. Por ejemplo, los folículos del pelo en el punto de vuelta de rostral a caudal y el pelo en la superficie dorsal de los pies apuntan de proximal a distal. Orientación del folículo del pelo es controlada por la polaridad celular planar de señalización (PCP, también llamada la polaridad del tejido 5). Este sistema de señalización se descubrió en Drosophila donde una pequeñafue encontrado conjunto de genes de PCP centrales para controlar la orientación de los pelos y cerdas cuticulares. Tres ortólogos de mamíferos de genes de PCP centrales - homólogos frizzled 6 (Fzd6, también conocida como Fz6), cadherina EGF LAG de siete pasadas tipo G del receptor 1 (Celsr1), y-vang como 2 (Vangl2) - desempeñan funciones análogas en los mamíferos la piel, la coordinación de las orientaciones de los folículos del pelo con los ejes corporales. Los estudios de ratones knockout FZ6 (Fzd6 tm1Nat, denominado en lo sucesivo Fz6 - / -) muestran que el defecto primario en la ausencia de la señalización de PCP es una aleatorización inicial o la desorganización de la orientación del folículo piloso, con ningún efecto sobre la estructura intrínseca de los folículos 6-8. Un segundo sistema no PCP actúa después para promover la adaptación local de los folículos cercanos, lo que conduce a la producción de patrones de pelo a gran escala, tales como espirales y mechones. Un segundo ejemplo de gran escalaorganización espacial dentro de la piel se ve en las morfologías de cenadores axones sensoriales. Las neuronas sensoriales que inervan la piel tienen sus cuerpos celulares en la raíz dorsal y los ganglios del trigémino. Estas neuronas detectan la temperatura, el dolor, picor, y varios tipos de deformaciones mecánicas que inciden en la piel y el cabello 9. Se pueden dividir en subtipos sobre la base de diámetro del axón y la velocidad de conducción, la estructura final del nervio terminal, y los patrones de expresión de los receptores, canales, y otras moléculas. Debido a la alta densidad de inervación dentro de la piel, los análisis que implican la visualización de todos los axones (por ejemplo, la inmunotinción anti-neurofilamentos) o incluso todos los axones de una sola clase (como se ve cuando un solo tipo de células se caracteriza por la expresión de un informador fluorescente) generalmente revela una superposición densa de axones que hace que sea imposible definir la morfología de un árbol individual. Para evitar este problema, hemos utilizado extremadamente escasa L genéticamente dirigidoAbeling para producir muestras dorsales de la piel en la que los cenadores axón bien aisladas individuales se visualizaron mediante la expresión de un reportero histoquímica, fosfatasa alcalina placentaria humana 10. Este enfoque permite la visualización sin ambigüedades de morfologías cenador axón individuales y una definición de tipos de neuronas somatosensoriales basadas en criterios morfológicos.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="824">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:256px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:256px;">Company</td>
			<td style="width:145px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">5-bromo-4-chloro-indolyl phosphate (BCIP)</td>
			<td>Roche</td>
			<td>11383221001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AM1-43</td>
			<td>Biotium</td>
			<td>70024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AM4-65</td>
			<td>Biotium</td>
			<td>70039</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Benzyl alcohol</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>402834</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Benzyl benzoate</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>B-6630</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:256px;">Confocal microscope</td>
			<td style="width:256px;">Zeiss</td>
			<td style="width:145px;">LSM700</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cy3-alpha smooth muscle actin antibody</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>C6198</td>
			<td>1:400</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Cytokeratin-8&#160;</td>
			<td>Developmental Studies Hybridoma Bank</td>
			<td>TROMA-I-c</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissecting microscope</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dissection tools&#160;</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td></td>
			<td>scissors and forceps</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Electric razor</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Fluoromount G</td>
			<td>EM Sciences</td>
			<td>17984-25</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Formalin</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>HT501320</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass dishes</td>
			<td>Pyrex&#160;</td>
			<td></td>
			<td>6 cm and 10 cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Glass plates</td>
			<td>Amersham Biosciences</td>
			<td>SE202P-10</td>
			<td>10 cm x 8 cm x 1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Hair remover&#160;</td>
			<td>Nair</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Horizontal rotating platform&#160;</td>
			<td style="width:256px;">Hoefer</td>
			<td style="width:145px;">PR250 Orbital shaker</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Insect pins</td>
			<td>Fine Science Tools&#160;</td>
			<td>26002-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Ketamine/xylazine</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>K113</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nitroblue tetrazolium (NBT)</td>
			<td>Roche&#160;</td>
			<td>11383213001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Oil Red O</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>O0625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Paraformaldehyde</td>
			<td>Sigma&#160;</td>
			<td>P6148</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:256px;">Razor Blades</td>
			<td style="width:256px;">VWR</td>
			<td style="width:145px;">55411-055</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Secondary antibodies&#160;</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td></td>
			<td>Alexa-dye conjugated&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Sylgard-184</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>NC9020938</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue culture plastic dishes</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>10 cm diameter</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Tissue culture plates</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>6- and 12-well&#160;</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

flat mount imaging of mouse skin and its application to the analysis of hair follicle patterning and sensory axon morphology

La piel es un tejido altamente heterogénea. Estructuras intra-dérmica incluyen los folículos pilosos, músculos erectores del pelo, especializaciones epidérmicas (tales como grupos de células de Merkel), glándulas sebáceas, nervios y terminaciones nerviosas y capilares. La disposición espacial de estas estructuras está estrechamente controlada en una escala microscópica - como se ve, por ejemplo, en la disposición ordenada de tipos de células dentro de un único folículo piloso - y en una escala macroscópica - como se ve por las orientaciones casi idénticas de miles de pelo folículos dentro de una región local de la piel. La visualización de estas estructuras sin seccionar físicamente la piel es posible debido a la geometría de 2 dimensiones de este órgano. En este protocolo, se muestra que la piel del ratón puede ser diseccionado, fijo, permeabilized, se tiñe y se aclaró como un objeto tridimensional intacta dos, un soporte plano. El protocolo permite la fácil visualización de las estructuras de la piel en su totalidad a través del grosor completo de grandes áreas de la piel por OPTseccionamiento y reconstrucción ical. Las imágenes de estas estructuras también se pueden integrar con la información acerca de la posición y orientación relativa a los ejes del cuerpo.

De imágenes de campo claro de flatmounts piel se puede utilizar para imagen aferentes cutáneos sensoriales (Figura 3 A 10) y los patrones de folículos capilares a base de melanina pigmentación (Figura 4). De formación de imágenes confocal de flatmounts de la piel se puede utilizar para definir la geometría de (1) grupos de células de Merkel, visualizadas con anti-citoqueratina-6 o con la absorción de colorante AM (figuras 3I-L), (2) los músculos ere...

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Flat Mount Imaging of Mouse Skin and Its Application to the Analysis of Hair Follicle Patterning and Sensory Axon Morphology

Piel de los mamíferos contiene una amplia gama de estructuras - tales como los folículos pilosos y las terminaciones nerviosas - que exhiben patrones distintivos de organización espacial. El análisis de la piel como montura plana se aprovecha de la geometría de 2 dimensiones de este tejido para producir de espesor total de imágenes de alta resolución de las estructuras de la piel.

Flat Mount Imaging de ratón de la piel y su aplicación al análisis del folículo del pelo Patrones y sensorial Axon Morfología

Skin is a highly heterogeneous tissue. Intra-dermal structures include hair follicles, arrector pili muscles, epidermal specializations (such as Merkel ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

21.2K vistas.  Howard Hughes Medical Institute, Johns Hopkins University School of Medicine.  Piel de los mamíferos contiene una amplia gama de estructuras - tales como los folículos pilosos y las terminaciones nerviosas - que exhiben patrones distintivos de organización espacial. El análisis de la piel como montura plana se aprovecha de la geometría de 2 dimensiones de este tejido para producir de espesor total de imágenes de alta resolución de las estructuras de la piel. 

Video: Flat Mount Imaging of Mouse Skin and Its Application to the Analysis of Hair Follicle Patterning and Sensory Axon Morphology

Multiple-mouse Neuroanatomical Magnetic Resonance Imaging

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and evaluating mouse models of human disease. MRI is an excellent modality for investigating genetically altered animals. It is capable of whole brain coverage, can be used in vivo, and provides multiple contrast mechanisms for investigating different aspects of neuranatomy and physiology. The advent of high-field scanners along with the ability to scan multiple mice simultaneously allows for rapid phenotyping of novel mutations.
Effective mouse MRI studies require attention to many aspects of experiment design. In this article, we will describe general methods to acquire quality images for mouse phenotyping using a system that images mice concurrently in shielded transmit/receive radio frequency (RF) coils in a common magnet (Bock et al., 2003). We focus particularly on anatomical phenotyping, an important and accessible application that has shown a high potential for impact in many mouse models at our imaging centre. Before we can provide the detailed steps to acquire such images, there are important practical considerations for both in vivo brain imaging (Dazai et al., 2004) and ex vivo brain imaging (Spring et al., 2007) that should be noted. These are discussed below.

Magnetic resonance imaging (MRI) has become an increasingly popular tool for examining the phenotype of genetically altered mice. This article illustrates the methods necessary to achieve high-throughput phenotyping of genetically altered mice using multiple-mouse MRI.

Múltiples imágenes del ratón neuroanatómicos de Resonancia Magnética

The field of mouse phenotyping with magnetic resonance imaging (MRI) is rapidly growing, motivated by the need for improved tools for characterizing and ...

Investigación

Neurociencias

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Sensory Nerve Fibers Innervating Skin and Limb Bones

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in animals and humans. These peripheral sensory nerve fibers express a plethora of receptors and ion channel proteins which detect and initiate specific sensory stimuli. Methods are available to characterize the electrical properties of peripheral sensory nerve fibers innervating the skin, which can also be utilized to identify the functional expression of specific ion channel proteins in these fibers. However, similar electrophysiological methods are not available (and are also difficult to develop) for the detection of the functional expression of receptors and ion channel proteins in peripheral sensory nerve fibers innervating other visceral organs, including the most challenging tissues such as bone. Moreover, such electrophysiological methods cannot be utilized to determine the expression of non-excitable proteins in peripheral sensory nerve fibers. Therefore, immunostaining of peripheral/visceral tissue samples for sensory nerve fivers provides the best possible way to determine the expression of specific proteins of interest in these nerve fibers. So far, most of the protein expression studies in sensory neurons have utilized immunostaining procedures in sensory ganglia, where the information is limited to the expression of specific proteins in the cell body of specific types or subsets of sensory neurons. Here we report detailed methods/protocols for the preparation of peripheral/visceral tissue samples for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. We specifically detail methods for the preparation of skin or plantar punch biopsy and bone (femur) sections from mice for immunostaining of peripheral sensory nerve fibers. These methods are not only key to the qualitative determination of protein expression in peripheral sensory neurons, but also provide a quantitative assay method for determining changes in protein expression levels in specific types or subsets of sensory fibers, as well as for determining the morphological and/or anatomical changes in the number and density of sensory fibers during various pathological states. Further, these methods are not confined to the staining of only sensory nerve fibers, but can also be used for staining any types of nerve fibers in the skin, bones and other visceral tissue.

Immunocytochemical identification of peripheral sensory nerve fiber subtypes (and detection of protein expression therein) are key to the understanding of molecular mechanisms underlying peripheral sensation. Here we describe methods for preparation of peripheral/visceral tissue samples, such as skin and limb bones, for specific immunostaining of peripheral sensory nerve fibers.

Preparación y tejido de fibras inmunotinción ratón nerviosas sensoriales que inervan la piel y los huesos de extremidades

Detection and primary processing of physical, chemical and thermal sensory stimuli by peripheral sensory nerve fibers is key to sensory perception in ...

Imaging Analysis of Neuron to Glia Interaction in Microfluidic Culture Platform (MCP)-based Neuronal Axon and Glia Co-culture System

Proper neuron to glia interaction is critical to physiological function of the central nervous system (CNS). This bidirectional communication is sophisticatedly mediated by specific signaling pathways between neuron and glia1,2 . Identification and characterization of these signaling pathways is essential to the understanding of how neuron to glia interaction shapes CNS physiology. Previously, neuron and glia mixed cultures have been widely utilized for testing and characterizing signaling pathways between neuron and glia. What we have learned from these preparations and other in vivo tools, however, has suggested that mutual signaling between neuron and glia often occurred in specific compartments within neurons (i.e., axon, dendrite, or soma)3. This makes it important to develop a new culture system that allows separation of neuronal compartments and specifically examines the interaction between glia and neuronal axons/dendrites. In addition, the conventional mixed culture system is not capable of differentiating the soluble factors and direct membrane contact signals between neuron and glia. Furthermore, the large quantity of neurons and glial cells in the conventional co-culture system lacks the resolution necessary to observe the interaction between a single axon and a glial cell.
	In this study, we describe a novel axon and glia co-culture system with the use of a microfluidic culture platform (MCP). In this co-culture system, neurons and glial cells are cultured in two separate chambers that are connected through multiple central channels. In this microfluidic culture platform, only neuronal processes (especially axons) can enter the glial side through the central channels. In combination with powerful fluorescent protein labeling, this system allows direct examination of signaling pathways between axonal/dendritic and glial interactions, such as axon-mediated transcriptional regulation in glia, glia-mediated receptor trafficking in neuronal terminals, and glia-mediated axon growth. The narrow diameter of the chamber also significantly prohibits the flow of the neuron-enriched medium into the glial chamber, facilitating probing of the direct membrane-protein interaction between axons/dendrites and glial surfaces.

Imaging Analysis of Neuron to Glia Interaction in Microfluidic Culture Platform MCP-based Neuronal Axon and Glia Co-culture System

This study describes the procedures of setting up a novel neuronal axon and (astro)glia co-culture platform. In this co-culture system, manipulation of direct interaction between a single axon (and single glial cell) becomes feasible, allowing mechanistic analysis of the mutual neuron to glial signaling.

Análisis de imágenes de Neuron a la interacción glía en la Plataforma Cultura Microfluidic (MCP)-basada en Axón Neuronal y Sistema Glia Co-cultura

Proper  neuron to glia interaction is critical to physiological function of the central  nervous system (CNS). This bidirectional communication is ...

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this information to the brain. As such, determining how olfactory information is transferred to the brain, modifying both perception and behavior, merits investigation. Interestingly, there is emerging evidence that cellular transduction and transcriptional factors are involved in the diversification of olfactory receptor neuron. Here we provide a robust whole mount immunological labeling method to assay in vivo olfactory receptor neuron organization. Using this method, we identified all olfactory receptor neurons with anti-ELAV antibody, a known pan-neural marker and Or49a-mCD8::GFP, an olfactory receptor neuron specifically expressed in Nba neuron using anti-GFP antibody.

Whole Mount Immunolabeling of Olfactory Receptor Neurons in the Drosophila Antenna

Herein we describe the process of whole mount immunostaining of Drosophila antennae, which enables us to better understand the molecular mechanisms involved in the diversification of olfactory receptor neurons (ORN)s.

Todo el montaje de Immunolabeling olfativa del receptor de las neuronas en el<em&gt; Drosophila</em&gt; Antena

Odorant molecules bind to their target receptors in a precise and coordinated manner. Each receptor recognizes a specific signal and relays this ...

Whole-mount Imaging of Mouse Embryo Sensory Axon Projections

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we describe a method to label in situ a subset of dorsal root ganglion (DRG) axon projections to assess their phenotypic characteristics using several genetically manipulated mouse lines. The TrkA-positive neurons are nociceptor neurons, dedicated to the transmission of pain signals. We utilize a TrkAtaulacZ mouse line to label the trajectories of all TrkA-positive peripheral axons in the intact mouse embryo. We further breed the TrkAtaulacZ line onto a Bax null background, which essentially abolishes neuronal apoptosis, in order to assess growth-related questions independently of possible effects of genetic manipulations on neuronal survival. Subsequently, genetically modified mice of interest are bred with the TrkAtaulacZ/Bax null line and are then ready for study using the techniques described herein. This presentation includes detailed information on mouse breeding plans, genotyping at the time of dissection, tissue preparation, staining and clearing to allow for visualization of full-length axonal trajectories in whole-mount preparation.

We present here an optimized protocol to genotype, stain and prepare fetal mice for the imaging of peripheral nociceptor axon projections in the whole animal, as an effective method to assess sensory axon growth phenotypes in developing genetically engineered mice.

Todo el montaje de imágenes de embriones de ratón Proyecciones sensorial Axon

The visualization of full-length neuronal projections in embryos is essential to gain an understanding of how mammalian neuronal networks develop. Here we ...

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to blindness in many retinal diseases. Calcium (Ca2+), a key second messenger in photoreceptor signaling and metabolism, has been proposed to be indirectly linked with photoreceptor degeneration in various animal models. Systematically studying these aspects of cone physiology and pathophysiology has been hampered by the difficulties of electrically recording from these small cells, in particular in the mouse where the retina is dominated by rod photoreceptors. To circumvent this issue, we established a two-photon Ca2+ imaging protocol using a transgenic mouse line that expresses the genetically encoded Ca2+ biosensor TN-XL exclusively in cones and can be crossbred with mouse models for photoreceptor degeneration. The protocol described here involves preparing vertical sections (&#8220;slices&#8221;) of retinas from mice and optical imaging of light stimulus-evoked changes in cone Ca2+ level. The protocol also allows &#8220;in-slice measurement&#8221; of absolute Ca2+ concentrations; as the recordings can be followed by calibration. This protocol enables studies into functional cone properties and is expected to contribute to the understanding of cone Ca2+ signaling as well as the potential involvement of Ca2+ in photoreceptor death and retinal degeneration.

Imaging Ca2+ Dynamics in Cone Photoreceptor Axon Terminals of the Mouse Retina

We describe a protocol to monitor Ca2+ dynamics in the axon terminals of cone photoreceptors using an ex-vivo&#160;slice preparation of the mouse retina. This protocol allows comprehensive studies of cone Ca2+ signaling in an important mammalian model system, the mouse.

Imagen Ca<sup&gt; 2 +</sup&gt; Dinámica de Terminales cono fotorreceptor axón de la retina del ratón

Retinal cone photoreceptors (cones) serve daylight vision and are the basis of color discrimination. They are subject to degeneration, often leading to ...

Whole Mount Dissection and Immunofluorescence of the Adult Mouse Cochlea

The organ of Corti, housed in the cochlea of the inner ear, contains mechanosensory hair cells and surrounding supporting cells which are organized in a spiral shape and have a tonotopic gradient for sound detection. The mouse cochlea is approximately 6 mm long and often divided into three turns (apex, middle, and base) for analysis. To investigate cell loss, cell division, or mosaic gene expression, the whole mount or surface preparation of the cochlea is useful. This dissection method allows visualization of all cells within the organ of Corti when combined with immunostaining and confocal microscopy to image cells at different planes in the z-axis. Multiple optical cross-sections can also be obtained from these z-stack images. In addition, the whole mount dissection method can be used for scanning electron microscopy, although a different fixation method is needed. Here, we present a method to isolate the organ of Corti as three intact cochlear turns (apex, middle, and base). This method can be used for mice ranging from one week of age through adulthood and differs from the technique used for neonatal samples where calcification of the cochlea is incomplete. A slightly modified version can be used for dissection of the rat cochlea. We also demonstrate a procedure for immunostaining with fluorescently tagged antibodies.

We present a method to isolate the adult organ of Corti as three intact cochlear turns (apex, middle, and base). We also demonstrate a procedure for immunostaining with fluorescently tagged antibodies. Together these techniques allow the study of hair cells, supporting cells, and other cell types found in the cochlea.

Todo el montaje La disección y de inmunofluorescencia del Adulto ratón cóclea

The organ of Corti, housed in the cochlea of the inner ear, contains mechanosensory hair cells and surrounding supporting cells which are organized in a ...

Combined Recording of Mechanically Stimulated Afferent Output and Nerve Terminal Labelling in Mouse Hair Follicle Lanceolate Endings

A novel dissection and recording technique is described for monitoring afferent firing evoked by mechanical displacement of hairs in the mouse pinna. The technique is very cost-effective and easily undertaken with materials commonly found in most electrophysiology laboratories, or easily purchased. The dissection is simple and fast, with the mechanical displacement provided by a generic electroceramic wafer controlled by proprietary software. The same software also records and analyses the electroneurogram output. The recording of the evoked nerve activity is through a commercial differential amplifier connected to fire-polished standard glass microelectrodes. Helpful tips are given for improving the quality of the preparation, the stimulation and the recording conditions to optimize recording quality. The system is suitable for assaying the electrophysiological and optical properties of lanceolate terminals of palisade endings of hair follicles, as well as the outcomes from their pharmacological and/or genetic manipulation. An example of combining electrical recording with mechanical stimulation and labeling with a styryl pyridinium vital dye is given.

A simple and novel technique for recording afferent discharge due to mechanical stimulation of lanceolate terminals of palisade endings innervating mouse ear skin hair follicles is presented.

Grabación combinado de salida Mecánicamente estimulada aferente y nervio terminal Etiquetado en ratón del pelo del folículo lanceoladas Endings

A novel dissection and recording technique is described for monitoring afferent firing evoked by mechanical displacement of hairs in the mouse pinna. The ...

Optical Monitoring of Living Nerve Terminal Labeling in Hair Follicle Lanceolate Endings of the Ex Vivo Mouse Ear Skin

A novel dissection and recording technique is described for optical monitoring staining and de-staining of lanceolate terminals surrounding hair follicles in the skin of the mouse pinna. The preparation is simple and relatively fast, reliably yielding extensive regions of multiple labeled units of living nerve terminals to study uptake and release of styryl pyridinium dyes extensively used in studies of vesicle recycling. Subdividing the preparations before labeling allows test vs. control comparisons in the same ear from a single individual. Helpful tips are given for improving the quality of the preparation, the labeling and the imaging parameters. This new system is suitable for assaying pharmacologically and mechanically-induced uptake and release of these vital dyes in lanceolate terminals in both wild-type and genetically modified animals. Examples of modulatory influences on labeling intensity are given.

Optical Monitoring of Living Nerve Terminal Labeling in Hair Follicle Lanceolate Endings of the Ex Vivo Mouse Ear Skin

Here we describe a novel preparation for imaging live lanceolate sensory terminals of palisade endings that innervate mouse ear skin hair follicles during staining and destaining with styryl pyridinium dyes.

Seguimiento óptico del nervio terminal de estar etiquetado en folículo piloso lanceoladas Los finales de la<em&gt; Ex Vivo</em&gt; Piel de la oreja de ratón

A novel dissection and recording technique is described for optical monitoring staining and de-staining of lanceolate terminals surrounding hair follicles ...

Patch Clamp Recording of Starburst Amacrine Cells in a Flat-mount Preparation of Deafferentated Mouse Retina

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic network, electrophysiological recordings are frequently used to study connections among individual neurons. We have optimized a flat-mount preparation for patch clamp recording of genetically marked neurons in both GCL (ganglion cell layer) and INL (inner nuclear layer) of mouse retinas. Recording INL neurons in flat-mounts is favored over slices because both vertical and lateral connections are preserved in the former configuration, allowing retinal circuits with large lateral components to be studied. We have used this procedure to compare responses of mirror-partnered neurons in retinas such as the cholinergic starburst amacrine cells (SACs).

This protocol demonstrates how to perform whole-cell patch clamp recording on retinal neurons from a flat-mount preparation.

Patch Clamp grabación de células amacrinas Starburst en un plano de montaje Preparación de Deafferentated retina del ratón

The mammalian retina is a layered tissue composed of multiple neuronal types. To understand how visual signals are processed within its intricate synaptic ...