The Authors acknowledge the economic support by FAIP (Federazione Associazioni Italiane Paraplegici), &#8220;Neurogel-en-Marche&#8221; Foundation (France), Fondazione &#8220;La Colonna&#8221;.

NOTA: Todos los procedimientos fueron aprobados por el Comité de Revisión de la Universidad de Milán y cumplen las directrices italiana para Animales de Laboratorio en el cumplimiento de la Directiva Europea Comunidades fechado en noviembre de 1986 (86/609 / CEE). 1. Preparación de las células para el trasplante NOTA: Usar las células madre neuronales entre el quinto y el noveno pasaje en cultivo durante estos experimentos; probar las culturas para la proliferación y capacidad de diferenciación antes de ser etiquetados para el trasplante. Determinar el grado de diferenciación por inmunohisto 12. <ol><li> Resuspender las células a una concentración de 1 x 10 6 células / 150 l (trasplante de 1 x 10 6 células por ratón). Preparar al menos 1,2 x 10 6 células por ratón porque se requiere un exceso de células para los propósitos de la jeringa de carga. </li><li> Lavar las células 3 veces con medio de células madre neurales 13 en una 10 ml frasco cónico. En cadaetapa de lavado, las células precipitado mediante centrifugación (500 xg durante 5 min, RT). </li><li> Contar las células antes del centrifugado final. </li><li> Centrifugar las células (500 xg durante 5 minutos), y luego aspirar el sobrenadante, teniendo cuidado de no eliminar cualquier célula pero no dejando más de 25 l de sobrenadante. </li><li> Preparar una suspensión celular 2x mediante la adición de 1 ml de Diluyente C al sedimento celular y resuspender con pipeteo suave. </li><li> Inmediatamente antes de la tinción, preparar un colorante de la solución de 2x (4 x 10-6 M) en diluyente C mediante la adición de 4 l de la solución de colorante PKH26 etanol a 1 ml de Diluyente C en un tubo y mezclar bien para dispersar. </li><li> Añadir rápidamente el 1 ml de suspensión celular 2x a 1 ml de 2x Solución colorante y mezclar inmediatamente la muestra con la pipeta (densidad celular final será 1,2 x 10 7 células / ml y 2 x 10-6 M PKH26). </li><li> Incubar la suspensión de células / tinte de 1-5 min. </li><li> Detener la tinción mediante la adición de un volumen igual (2ml) de solución de BSA 1% en HBSS y se incuba durante 1 min. </li><li> Centrifugar las células (500 xg durante 10 minutos) y retire cuidadosamente el sobrenadante. </li><li> Resuspender pellet de células en 10 ml de HBSS y se centrifuga (500 xg durante 5 min). </li><li> Lavar el sedimento celular 2 veces más con 10 ml de medio completo para asegurar la eliminación de tinte no unido. </li><li> Resuspender el sedimento celular en 10 ml de medio completo para la evaluación de la recuperación celular, viabilidad celular y la intensidad de fluorescencia. Si se necesitan las células para el trasplante, lavar y resuspender en una solución fisiológica estéril a una concentración de 3,3 x 10 5 células / 50 mL. </li></ol> 2. Preparación para la Cirugía <ol><li> Equipos de cirugía Limpiar y esterilizar. </li><li> Prepare el área de la cirugía frotando con un agente aséptica. Configure el dispositivo IH impactador. </li><li> Preparar el equipo de anestesia: el Scavenger Gas activa con VetScav pesaje de filtros de dispositivo, el flujo continuo Cámara de inducción, Gene oxígenorador, Bajo Flujo de O2 Meter para ratones. Limpie la cámara de inducción y de la máscara utilizada durante la cirugía. </li><li> Anestesiar a los animales con 2,5% (v / v) isoflurano en oxígeno (1 L / min), y esperar 5 min después de la inducción de flujo para que el fármaco tenga efecto. Compruebe si los bigotes son contracciones o si hay retirada de las extremidades posteriores lento en respuesta a pellizcar la almohadilla plantar. Durante la cirugía, reducir la concentración de isoflurano al 2,0% (v / v) isoflurano en oxígeno (1 L / min). </li></ol> 3. Preparación de ratones de Cirugía y Trasplante <ol><li> Mantenga el macho adulto CD1 ratones (25-30 g) durante al menos 3 días antes de los experimentos en condiciones normales (22 ± 2 ° C, 65% de humedad, y la luz artificial de 08:00 am a 08:00 pm). NOTA: Todo el procedimiento de preparación quirúrgica para suturar tomará alrededor de 40 minutos. <ol><li> Para identificar el animal, marque la cola por medio de tinta de color resistente al agua. </li></ol></li><li> Utilice un electric maquinilla para cortar el pelo dorsal del ratón en el cuello, sobre a nivel T2, a la zona lumbar. </li><li> Esterilizar el área preparada con una solución de yoduro y etanol (70% en agua estéril). </li><li> Tratar al animal con una inyección subcutánea (sc) de 200 l de gentamicina (1 mg / ml en solución salina estéril). </li><li> Aplicar lubricante oftálmica para ambos ojos de los animales para evitar la desecación e inyectar buprenorfina (por vía subcutánea, 0,03 mg / kg) para aliviar el dolor. </li></ol> 4. La laminectomía <ol><li> Coloque el ratón sobre un calentador de deslizamiento para evitar el problema de la hipotermia durante la cirugía. Coloque el animal con la cara dorsal hacia arriba. </li><li> Hacer una incisión vertical con un bisturí sobre la región de interés, a partir de T7 a T12. </li><li> Mantenga la piel y la almohadilla de grasa superficial mediante el uso de fórceps estándar (normalmente se encuentra en el espacio entre el 5 y 6 de los procesos dorsales torácicas). </li><li> Cuente el proceso bajo el buque como T6luego pasar a T7. </li><li> Coloque un poco de rodamiento bajo la parte ventral del ratón para aumentar la curvatura de la columna vertebral. Inmovilizar la médula espinal mediante el bloqueo con el fórceps Graefe. </li><li> Cortar la musculatura paravertebral bilateral de T7 y el nivel vertebral T10 utilizando el bisturí hasta que la superficie dorsal de los contactos de lámina de la punta de bisturí. </li><li> Utilice el bisturí para marcar la casilla de la unión de T7 hasta T10. Pare en el espacio entre T8 y T9 protuberancias espinosas. Cortar los tejidos entre T8-T9 y T9-T10 con las tijeras micro. <ol><li> Utilice la Rongeur para eliminar el proceso de T9. Exponga el cruce con cuidado raspar la capa muscular con las tijeras micro. Continúe hasta que se expone el hueso. </li></ol></li><li> Utilice las pinzas para eliminar los músculos de la lámina y abrir un pequeño espacio entre las vértebras. Introduzca suavemente las tijeras micro debajo del hueso, cortar la lámina en ambos lados y retirar esta parte con pinzas. </li><li> Retire la lámina con la forceps para exponer el cable. Asegúrese de no dejar fragmentos óseos libres o irregulares detrás; eliminarlos con la Rongeur. </li><li> Use las pequeñas pinzas de punta para eliminar el periostio, así como cualquier fragmentos de hueso o músculos que puede estar cerca de la incisión. </li><li> Retire la mitad superior del proceso dorsal T9 y proceda con el protocolo de dispositivo IH impactador. </li></ol> 5. Protocolo de dispositivos IH Impactor (contusión) <ol><li> Coloque el ratón en el centro de la plataforma de la estabilización del dispositivo IH Impactor. </li><li> Bloquear el animal con las dos pinzas de dientes conectados con la plataforma de estabilización por dos brazos de posicionamiento conjunta (brazo izquierdo de la vértebra torácica, el brazo derecho de la vértebra cervical). </li><li> Utilice el brazo rostral de captar el borde lateral del cuerpo vertebral rostral (T8). </li><li> Manipular el brazo caudal de la misma manera de entender el cuerpo vertebral T10. </li><li> Coloque la plataforma de estabilización en el dispositivo y reducir la punta (diámetro 0,75mm) lo más cerca posible del cable como sea posible, pero sin tocarlo. </li><li> Levante la punta tres vueltas completas antes de iniciar el impacto. </li><li> Realice la contusión con el impactador fijado para suministrar una fuerza de 60 kdyn a 100 mm / seg. </li></ol> 6. Las suturas y Post-cuidado <ol><li> Suturar la incisión con una absorbible hilo de sutura 4/0. Cubrir la médula espinal expuesta en el sitio de la lámina retirada; suturar el tejido en los extremos de la corte por medio de una aguja pequeña. Poner los dos puntos de sutura inmediatamente por encima y por debajo del sitio de la exposición de la médula espinal. </li><li> Cierre la piel con dos o tres clips Reflex sin pellizcando los músculos subyacentes. </li><li> Hidratar el ratón después de la cirugía con 2 ml de solución salina por vía subcutánea inyectados en la espalda baja. </li><li> Coloque el ratón de nuevo en una jaula pre-calentado para evitar la hipotermia durante la recuperación quirúrgica. Coloque las jaulas en almohadillas térmicas. </li><li> Monitorear los ratones durante la fase aguda después de la lesión, marcando lavejiga tamaño, la sutura y el peso de los animales dos veces al día. Apriete suavemente la vejiga (dos veces al día durante 7 días) para evitar infecciones del tracto urinario (orina puede ser turbia, tiene sangre o que contenga cualquier precipitado). </li><li> Tratar los ratones una vez al día con una inyección de solución salina (2 ml por dos días de inyección sc después de la cirugía) y antibióticos (gentamicina 0,2 ml; inyección sc) durante cinco días después de la lesión. </li><li> Tratar los ratones para la analgesia postoperatoria con buprenorfina (0,1 mg / kg; dos veces al día) durante 3 días después de la lesión. </li></ol> 7. vena de la cola inyección de células NOTA: En el siguiente paso se demuestra el procedimiento para la inyección de las células en la vena de la cola. Las células pueden ser también administrados con un trasplante de intraespinal mediante el uso de un marco estereotáxico 15-16, o en la cisterna magna 17. Es importante tener en cuenta que otros tipos de células podrían ser trasplantados con este método, tales como las células estromales mesenquimales(por ejemplo, células madre mesenquimales de la médula ósea, células madre derivadas de tejido adiposo, células de líquido amniótico). Además, otras opciones de tratamiento, tales como nanopartículas pueden inyectarse a través de la vena de la cola después de la lesión de la médula espinal. <ol><li> Utilice etanol al 70% y PBS para limpiar la aguja antes de su uso. Manejar la aguja y la jeringa solamente con guantes estériles. </li><li> Resuspender las células en el tubo de ensayo y la carga de 75 l de células en una jeringuilla de 0,3 ml (29 G aguja y 0,33 cc jeringa). </li><li> Asegúrese de que no hay burbujas en la suspensión celular. Mantener la jeringa en una posición horizontal para evitar la sedimentación de células. </li><li> Coloca el ratón debajo de la lámpara de calor para dilatar las venas de la cola. </li><li> Coge el ratón y tire de él en el limitador del ratón para visualizar la vena lateral de la cola como una línea azul estrecha. </li><li> Limpie la cola con un algodón empapado en alcohol. Una vez que la vena se visualiza, agarra la vena de la cola entre el dedo medio y el pulgar de la mano izquierda. </li><li> Lleve la aguja a la superficie en un ángulo de 15 ° desde el horizonte y asegúrese de que el bisel está para arriba. </li><li> Inyectar 50 l de células a una velocidad de 0,33 l / seg. Después de la inyección, retrasar la retracción de la aguja por 10 seg. Retraer la aguja lentamente y prestar atención a la posible flujo de salida de la suspensión celular. </li><li> Limpie la jeringa como en el paso 7.1 entre las cargas. </li></ol> 8. Pruebas de comportamiento y función de la extremidad posterior <ol><li> Coloque el ratón en el campo abierto. </li><li> Evaluar la función locomotora y la recuperación de la extremidad posterior después de la contusión con la prueba de campo abierto según la escala del ratón Basso (BMS) 18. NOTA: La función neurológica debe ser evaluado periódicamente, desde el día 3 después de la lesión durante 4 semanas 18. </li></ol> 9. perfusión <ol><li> Al final del periodo experimental, anestesiar a los animales con una inyección intraperitoneal de pentobarbital sódico (65 mg / kg). Utilice pellizcos del dedo del pie de evaluace el nivel de anestesia y proceder sólo después ratón no responde a los estímulos nocivos. </li><li> Restringir el animal en posición supina sobre un plano de la cirugía. </li><li> Cortar a través del tegumento y la pared abdominal justo debajo de la caja torácica. Separar el diafragma desde el hígado. </li><li> Use las tijeras para cortar el diafragma para exponer la cavidad pleural. </li><li> Cortar los lados de la caja torácica hasta que los huesos del cuello. </li><li> Utilice las pinzas para sujetar el cartílago xifoides y coloque la pinza en la cabeza. </li><li> Sostenga el tercio inferior del corazón en un plano transversal con las pinzas. Inserte la aguja en el ventrículo izquierdo. </li><li> Use una pinza hemostática para sujetar el corazón. Esto asegura la aguja y evita las fugas. </li><li> Use las tijeras para cortar la aurícula derecha. </li><li> Permitir que el PBS a la bomba (18 ml / min) a través del animal. Mantener esta presión durante todo el período de infusión tampón (3-4 min; que corresponde a aproximadamente 70 ml de PBS). Continúe hasta que el corazón está limpio.</li><li> Cambie la llave de paso para permitir que el fijador (paraformaldehído al 4% en agua destilada, 4% PFA) a través de la bomba. Permitir que el PFA 4% a la bomba a través del animal durante aproximadamente 8-10 min (300 ml). Poco a poco aumentar la presión para llegar a un máximo de 30 ml / min. Un hígado endurecido es la mejor indicación de una perfusión exitosa. </li></ol> 10. Recogida de tejidos y Procesamiento, Histología y Iimmunohistochemistry <ol><li> Diseccionar las médulas espinales de T5 a L1. Entonces después de fijar el tejido en 6 ml de PFA al 4% (O / N a 4 ° C). </li><li> Ponga el mismo tejido en una solución con 30% de sacarosa durante 72 horas a 4 ° C con el fin de crio protegerlo y para prevenir la formación de cristales durante la congelación. </li><li> Congelación rápida usando el cable de hielo seco y almacenarlo a -80 ° C. </li><li> Sección por medio de un criostato con 15 micras de espesor y recoger las secciones en portaobjetos de vidrio y continuar para inmunocitoquímica. </li><li> Enjuague secciones con 200 l de PBS para cada slide (3 veces; 5 minutos cada uno, RT). </li><li> Permeabilizar cada portaobjetos con 200 l de 10% NGS y 0,2% de Triton X-100 en PBS durante 1 hora a RT. </li><li> Enjuague secciones con 200 l de PBS para cada diapositiva (3 veces; 5 min cada uno, RT). </li><li> Bloquear los sitios no específicos con 200 l de solución de bloqueo durante corredera (5% NGS; 0,1% Triton X-100 en PBS) durante 30 min (RT). </li><li> Incubar cada portaobjetos con 200 l de anticuerpos primarios O / N a 4 ° C (diluir anticuerpos en 5% NGS; 0,1% Triton X-100 en PBS). </li><li> Lávese las secciones con 200 l de PBS para cada diapositiva (3 veces, 5 minutos cada uno; RT). </li><li> Incubar con anticuerpos secundarios apropiados durante 2 horas a RT. </li><li> Lávese las secciones con 200 l de PBS para cada diapositiva (3 veces, 5 minutos cada uno; RT). </li><li> Núcleos se tiñen con 200 l de 4 &#39;, 6-diamidin-2-phenilindole (DAPI) (1 mg / ml de concentración final, 10 min a RT). </li><li> Montar utilizando el Fluorsave Reactivo y analizar por microscopía confocal. NOTA: Endeterminaciones de control, anticuerpos primarios deben suprimirse y reemplazarse con concentraciones equivalentes de IgG no relacionado de la misma subclase. Se utilizó proteína 2 de anticuerpos primaria asociada a los microtúbulos. </li></ol>

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Los autores declaran no tener ningún interés financiero en competencia.

En este trabajo se describe un método para obtener un modelo reproducible de lesión medular traumática utilizando un infinito horizonte Impactor con una fuerza de 70 Kdyne (grave). El uso de un paradigma de fuerza mayor (80 Kdyne), podemos causar una lesión más grave que por desgracia está asociada con la mortalidad ratones superiores. A fin de evitar este problema, que comúnmente escogemos un paradigma de fuerza moderada (70 Kdyne) que está asociado a una lesión repetible con una recuperación gradual de la fu...

Una lesión de la médula espinal (SCI) es la lesión más común causada por traumatismos de alta energía como vehículos de motor accidentes, caídas, el deporte y la violencia 1. En grave SCI, la fuerza de la lesión destruye o daña el tejido neural, causando la pérdida repentina de la función neurológica. Traumático SCI se produce con frecuencia en adultos jóvenes de entre 10 y 40 años de edad. Afecta en gran medida la condición mental y física del paciente y causa enorme impacto económico para la sociedad 2. El enfoque de tratamiento en la fase aguda es a menudo limitada a una dosis alta de corticosteroides, la estabilización quirúrgica y descompresión a la posibilidad de atenuar daño adicional 3-4, pero las funciones de estos métodos en la recuperación del aparato locomotor después de SCI son aún controversial. Además de la pérdida de tejido agudo, la lesión traumática y la activación de mecanismos secundarios de degeneración causa la desmielinización y muerte de múltiples tipos de células 5-6. El grado de recuperación de la función puede dediez en proporción con la magnitud de la materia blanca escatimado en el sitio de la lesión 7. Los modelos animales de SCI se pueden utilizar tanto para investigar las respuestas biológicas de los tejidos a la lesión y para probar posibles terapias. Por otra parte, un modelo animal útil de una patología humana no sólo tiene que reproducir algunos aspectos de esa condición, pero también debe ofrecer ventajas con respecto a la observación clínica directa y experimento. Los modelos más utilizados de lesión de la médula espinal implican contusión o compresión lesión entregado a la médula espinal expuesta quirúrgicamente 8. El desarrollo de una lesión por contusión peso soltar controlado representa un hito importante en la historia de la investigación de SCI. El centro de investigación de la médula espinal Universidad del Estado de Ohio ha perseguido el desafío tecnológico de un dispositivo que se puede utilizar para inducir una compresión particular de la médula espinal con los parámetros de impacto controlados por un ordenador 9. Este fue originalmente diseñado para el uso wiratas th; más tarde se modificó para aplicar a los ratones 10. Las ventajas de este tipo de enfoque son que la biomecánica del accidente se pueden estudiar más en profundidad y los parámetros de lesión se pueden definir de una manera más completa con el fin de obtener un modelo experimental reproducible, por lo tanto, permitiendo una evaluación más precisa de los efectos de Los tratamientos probados en el proceso de recuperación funcional. Muchos estudios han evaluado los efectos de trasplante de una variedad de células madre en modelos SCI 11. Hemos aislado recientemente adultos neural de células madre a partir de la Sub-Zona ventricular (SVZ) varias horas después de la muerte del donante ratón 12-13. Este procedimiento proporciona una población de células madre neuronales, llamado post mortem precursores neurales (PM-NPC), que parecen ser ventajoso en un enfoque de la medicina regenerativa para curar SCI. En este artículo vamos a demostrar: i) el protocolo para el etiquetado de células con el PKH26 trazador vitales, ii) la cirugiCal procedimiento para llevar a cabo en SCI traumática, y iii) la administración intravenosa (iv) la administración de células marcadas. Por otra parte, en este trabajo se demuestra que las células trasplantadas migran a sitios de lesión de la médula espinal y se diferencian principalmente en la proteína asociada a los microtúbulos (MAP) 2 células positivas. Además, la diferenciación está acompañado por la promoción de una recuperación estable de la función de la extremidad posterior.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:115px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:223px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">PKH26GL-1KT&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">091M0973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Infinite horizon (IH) Impactor device&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Precision Systems and Instrumentation, LLC</td>
			<td style="width:119px;">Model 0400 Serial 0171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Gentamycin 10mg/ml</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECM0011B</td>
			<td>1mg/ml in sterile saline solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Isoflurane-Vet 250ml</td>
			<td style="width:115px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;">B142J12A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Blefarolin POM OFT 10g</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Slide Warmer</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">HB101-sm-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Scalpel, size 10</td>
			<td style="width:115px;">Lance Paragon</td>
			<td style="width:119px;">26920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Small Graefe Forceps</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">11023-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Rongeur</td>
			<td style="width:115px;">Medicon Instruments</td>
			<td style="width:119px;">07 60 07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Micro scissors</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">15000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Absorbable sutures (4/0)</td>
			<td style="width:115px;">Safil Quick</td>
			<td style="width:119px;">C0046203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hemostat</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">13014-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Reflex 7 wound clip applicator</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">7mm Reflex wound clips</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12032-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">NGS</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td>ECS0200D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Triton X 100</td>
			<td style="width:115px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:119px;">1086431000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Anti Microtubule Assocoated Protein&#160; (MAP) 2</td>
			<td style="width:115px;">Millipore</td>
			<td style="width:119px;">AB5622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 488</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FluorSave Reagent&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Calbiochem</td>
			<td style="width:119px;">345789</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Neural stem cells medium</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>DMEM-F12 medium (Euroclone) containing 2 mm l-glutamine (Euroclone), 0.6% glucose (Sigma-Aldrich), 9.6 gm/ml putrescine (Sigma-Aldrich), 6.3 ng/ml progesterone (Sigma-Aldrich), 5.2 ng/ml sodium selenite (Sigma-Aldrich), 0.025 mg/ml insulin (Sigma-Aldrich), 0.1 mg/ml transferrin (Sigma-Aldrich), and 2 &#956;g/ml heparin (sodium salt, grade II; Sigma-Aldrich), bFGF (human recombinant, 10 ng/mL; Life Technologies) and EGF (human recombinant, 20 ng/mL; Life Technologies)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">DMEM-F12</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ASM5002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">l-glutamine</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECB3000D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">glucose</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">putrescine</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P5780-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">progesterone</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P6149-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Sodium-selenite</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">S9133-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">transferrin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T 5391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Insulin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I1882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Heparin sodium-salt</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H0200000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">bFGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG0024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">h-EGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG6045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Syringe 0.33cc 29G</td>
			<td style="width:115px;">Terumo</td>
			<td style="width:119px;">MYJECTOR&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">buprenorphine</td>
			<td style="width:115px;">Schering Plough SpA</td>
			<td style="width:119px;">TEMGESIC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">eye gel</td>
			<td style="width:115px;">Bausch &#38; Lomb</td>
			<td style="width:119px;">LIPOSIC</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural stem cell transplantation in experimental contusive model of spinal cord injury

Lesión de la médula espinal es una condición clínica devastadora, caracterizada por un complejo de disfunciones neurológicas. Los modelos animales de lesión de la médula espinal pueden ser utilizados tanto para investigar las respuestas biológicas a la lesión y para probar terapias potenciales. Contusión o compresión lesión entregado a la médula espinal expuesta quirúrgicamente son los modelos más utilizados de la patología. En este informe, la contusión experimental se lleva a cabo utilizando el dispositivo Impactor Infinito Horizon (IH), que permite la creación de un modelo animal de lesión reproducible través de la definición de los parámetros de lesión específica. El trasplante de células madre es considerada comúnmente una estrategia potencialmente útil para la curación de esta enfermedad debilitante. Numerosos estudios han evaluado los efectos de trasplante de una variedad de células madre. Aquí se demuestra un método adaptado para la lesión de la médula espinal seguida de la inyección de cola vena de células en ratones CD1. En resumen, ofrecemos procedimientos para: i) wi etiquetado celularº un trazador de vital importancia, ii) la atención pre-operatoria de los ratones, iii) la ejecución de una lesión de la médula espinal contundente, y iv) la administración intravenosa de post mortem precursores neuronales. Este modelo contusión puede ser utilizado para evaluar la eficacia y seguridad de trasplante de células madre en un enfoque de la medicina regenerativa.

El número total de células trasplantadas es 1 x 10 6 células y se dividió en tres inyecciones consecutivas en la vena de la cola. Se administraron 3,3 x 10 5 células en 50 l de solución tampón de fosfato (PBS). La primera inyección se realizó dentro de 30 min después de la lesión, el segundo 6 horas más tarde y el último 18 h después de la lesión. La elección de un plazo de 18 horas después de la lesión de la administración de PM-NPC se determinó por la permeabilidad óptima de ...

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Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Lesión de la médula espinal es una condición traumática que causa morbilidad severa y alta mortalidad. En este trabajo se describe en detalle un modelo contusión de lesión de la médula espinal en ratones seguido de un trasplante de células madre neurales.

Neural Trasplante de células madre en Experimental contuso Modelo de Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

neural-stem-cell-transplantation-experimental-contusive-model-spinal

Research

JoVE Journal

Medicine

12.8K vistas.  University of Milan.  Lesión de la médula espinal es una condición traumática que causa morbilidad severa y alta mortalidad. En este trabajo se describe en detalle un modelo contusión de lesión de la médula espinal en ratones seguido de un trasplante de células madre neurales. 

Video: Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Intraspinal Cell Transplantation for Targeting Cervical Ventral Horn in Amyotrophic Lateral Sclerosis and Traumatic Spinal Cord Injury

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) cases 1 and is the ultimate cause of death in patients with the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS) 2.
ALS is a devastating neurological disorder that is characterized by relatively rapid degeneration of upper and lower motor neurons. Patients ultimately succumb to the disease on average 2-5 years following diagnosis because of respiratory paralysis due to loss of phrenic motor neuron innnervation of the diaphragm 3. The vast majority of cases are sporadic, while 10% are of the familial form. Approximately twenty percent of familial cases are linked to various point mutations in the Cu/Zn superoxide dismutase 1 (SOD1) gene on chromosome 21 4. Transgenic mice 4,5 and rats 6 carrying mutant human SOD1 genes (G93A, G37R, G86R, G85R) have been generated, and, despite the existence of other animal models of motor neuron loss, are currently the most highly used models of the disease.
Spinal cord injury (SCI) is a heterogeneous set of conditions resulting from physical trauma to the spinal cord, with functional outcome varying according to the type, location and severity of the injury 7. Nevertheless, approximately half of human SCI cases affect cervical regions, resulting in debilitating respiratory dysfunction due to phrenic motor neuron loss and injury to descending bulbospinal respiratory axons 1. A number of animal models of SCI have been developed, with the most commonly used and clinically-relevant being the contusion 8.
Transplantation of various classes of neural precursor cells (NPCs) is a promising therapeutic strategy for treatment of traumatic CNS injuries and neurodegeneration, including ALS and SCI, because of the ability to replace lost or dysfunctional CNS cell types, provide neuroprotection, and deliver gene factors of interest 9.
Animal models of both ALS and SCI can model many clinically-relevant aspects of these diseases, including phrenic motor neuron loss and consequent respiratory compromise 10,11. In order to evaluate the efficacy of NPC-based strategies on respiratory function in these animal models of ALS and SCI, cellular interventions must be specifically directed to regions containing therapeutically relevant targets such as phrenic motor neurons. We provide a detailed protocol for multi-segmental, intraspinal transplantation of NPCs into the cervical spinal cord ventral gray matter of neurodegenerative models such as SOD1G93A mice and rats, as well as spinal cord injured rats and mice 11.

Neural precursor transplantation is a promising strategy for protecting and/or replacing lost/dysfunctional cervical phrenic motor neurons in spinal cord injury (SCI) and the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS). We provide a protocol for cell delivery to cervical spinal cord ventral horn in rodent models of ALS and SCI.

Intraespinal trasplante de células de Orientación asta ventral del cuello uterino en la esclerosis lateral amiotrófica y la lesión de la médula espinal

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) ...

Investigación

Medicina

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

Aguda y crónica Prueba sensorial táctil después de la lesión de la médula espinal en ratas

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

Un modelo de la contundente unilateral Lesión Medular Cervical Uso del Impactador Infinite Horizon

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and finding new sources for implantable cells are the focus of recent research4,5. Investigating the effectiveness of cell therapies is not an easy task and new tools are needed to investigate the mechanisms involved in the treatment process6. We designed an experimental protocol of ischemia/reperfusion in order to allow the observation of cellular connections and even subcellular mechanisms during ischemia/reperfusion injury and after stem cell transplantation and to evaluate the efficacy of cell therapy. H9c2 cardiomyoblast cells were placed onto cell culture plates7,8. Ischemia was simulated with 150 minutes in a glucose free medium with oxygen level below 0.5%. Then, normal media and oxygen levels were reintroduced to simulate reperfusion. After oxygen glucose deprivation, the damaged cells were treated with transplantation of labeled human bone marrow derived mesenchymal stem cells by adding them to the culture. Mesenchymal stem cells are preferred in clinical trials because they are easily accessible with minimal invasive surgery, easily expandable and autologous. After 24 hours of co-cultivation, cells were stained with calcein and ethidium-homodimer to differentiate between live and dead cells. This setup allowed us to investigate the intercellular connections using confocal fluorescent microscopy and to quantify the survival rate of postischemic cells by flow cytometry. Confocal microscopy showed the interactions of the two cell populations such as cell fusion and formation of intercellular nanotubes. Flow cytometry analysis revealed 3 clusters of damaged cells which can be plotted on a graph and analyzed statistically. These populations can be investigated separately and conclusions can be drawn on these data on the effectiveness of the simulated therapeutical approach.

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

We demonstrate how to set up an in vitro ischemia/reperfusion model and how to evaluate the effect of stem cell therapy on postischemic cardiac cells.

Trasplante de células madre en un In vitro Simulación de isquemia / reperfusión modelo

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

Un modelo Contusión de la lesión de la médula espinal severa en ratas

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Una novela Vertebral Método de Estabilización para Producir contuso Lesiones de la Médula Espinal

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

Controlado Modelo de Impacto cortical de la lesión cerebral traumática

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

Un sistema de radio-telemetría para monitorizar la función cardiovascular en ratas con la médula espinal y transección Embryonic Stem Neural injertos de células

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

El uso sinérgico de las células precursoras neuronales y Péptidos de autoensamblaje en Experimental cervical Lesión de la Médula Espinal

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

Calibrado Pinzas Modelo de Lesión Medular Compresión

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...