The Authors acknowledge the economic support by FAIP (Federazione Associazioni Italiane Paraplegici), &#8220;Neurogel-en-Marche&#8221; Foundation (France), Fondazione &#8220;La Colonna&#8221;.

참고 : 모든 절차는 밀라노 대학의 심의위원회의 승인을 유럽 공동체 지침 일자 1986년 11월 (6백9분의 86 / EEC)을 준수하여 실험 동물에 대한 이탈리아의 가이드 라인을 충족했다. 이식 용 세포의 1. 준비 참고 : 5,이 실험에 대한 문화에서 9 통로 사이에 사용 신경 줄기 세포; 이식 표지되기 전에 증식 및 분화 능력에 대한 문화를 테스트합니다. (12)를 면역 세포로 분화의 정도를 결정합니다. <ol><li> 1 × 106 세포 / 150 μL (이식 마우스 1 마리당 1 × 106 세포)의 농도로 세포를 재현 탁. 세포의 과잉이 주사기 로딩을 위해 필요하기 때문에 마우스 당 최소 1.2 × 10 6 세포를 준비합니다. </li><li> 10 ML 원뿔 유리 병에서 세포를 신경 줄기 세포 매체 (13)를 사용하여 3 회 반복한다. 각에서세척 단계를 원심 분리에 의해 침전물을 셀 (500 XG 5 분간 RT). </li><li> 마지막 스핀 전에 세포를 계산합니다. </li><li> 세포 (5 분 500 XG)를 원심 분리기하고 모든 세포를 제거하지 않도록주의하면서 그러나 상층 액의 25 개 미만 μl를 떠나, 뜨는을 대기음. </li><li> 부드럽게 피펫 팅과 세포 펠렛을 재현 탁하고 희석액 C 1 ㎖를 첨가하여 2 배 세포 현탁액을 제조. </li><li> 튜브에 희석제 C 1 ㎖에 PKH26 에탄올 염료 용액의 4 μl를 추가하여 희석제 C에서 - (6 M 4 × 10)과 분산 잘 혼합 즉시 염색을하기 전에, 배 염료 솔루션을 준비합니다. </li><li> 신속 배 염료 액 1ml에 2 배 세포 현탁액 1ml를 추가하고 즉시 (ML 1.2 × 10 7 세포 / 2 × 10이 될 것이다 최종 세포 밀도 - 6 M PKH26) 피펫으로 시료를 혼합한다. </li><li> 1-5 분 동안 셀 / 염료 서스펜션을 품어. </li><li> (동일한 부피를 첨가하여 2 염색을 중지mL) 중 HBSS에 1 % BSA 용액 1 분 동안 배양한다. </li><li> 원심 분리기 세포 (500 XG 분 10) 조심스럽게 뜨는을 제거합니다. </li><li> HBSS 원심 분리 (5 분, 500 XG) 10ml에 재현 탁 된 세포 펠렛. </li><li> 결합되지 않은 염료의 제거를 보장하기 위해 완전 배지 10 mL로 세포 펠렛을 2 번 더 세척 하였다. </li><li> 복구 세포, 세포 생존 및 형광 강도의 평가를위한 완전 배지 10ml에 세포 펠렛을 재현 탁. 세포는 이식을 위해 필요한 경우, 세척 및 3.3 X 105 세포 / 50 μL의 농도로 멸균 된 생리 용액에서 그들을 재현 탁. </li></ol> 수술 2. 준비 <ol><li> 청소 및 소독 수술 장비. </li><li> 무균 에이전트 닦아 수술 영역을 준비합니다. IH 임팩터 장치를 설정합니다. </li><li> 마취 장비를 준비합니다 VetScav 필터, 연속 흐름 유도 상공 회의소, 산소 진 장치의 무게와 활성 가스 소제rator, 마우스에 대한 저 유량 O 2 미터. 유도 챔버 및 수술시 사용되는 마스크를 청소합니다. </li><li> 2.5 % 산소 (v / v)의 이소 플루 란 (/ 분 1 L)과 동물을 마취하고, 약물을 적용하려면 흐름 유도 후 5 분을 기다립니다. 수염이 꿈틀 경우 확인하거나 발바닥을 곤란에 응답 속도가 느린 뒷다리 철수가있는 경우. 수술하는 동안, 2.0 % 산소 (v / v)의 이소 플루 란 (/ 분 1 L)에 이소 플루 란 농도를 감소. </li></ol> 수술 및 이식을위한 마우스 3. 준비 <ol><li> 표준 조건에서의 실험 (22 ± 2 ° C, 습도 65 %, 그리고 오전 8시부터 오후 8시까지 사이에 인공 조명) 전에 최소 3 일 동안 성인 남성 CD1 마우스 (25 ~ 30 g)을 유지합니다. 참고 : 봉합으로 수술 준비에서 전체 절차는 약 40 분 소요됩니다. <ol><li> 동물을 식별하기 위해 방수 색 잉크에 의해 꼬리를 표시합니다. </li></ol></li><li> ELECTR를 사용하여IC 깎기는 요추 영역에 대한 T2 수준에서, 목에서 마우스의 등 머리를 잘라합니다. </li><li> 요오드 용액 및 에탄올 (멸균 70 %)로 제조 된 영역을 소독. </li><li> (200)의 서브 피부 (SC) 주입 μL 겐타 마이신 (멸균 생리 식염수에 1 ㎎ / ㎖)와 동물을 취급합니다. </li><li> 부 프레 노르 핀을 탈수를 방지하고 주입하는 두 동물의 눈 안과 윤활제를 적용 (피하, 0.03 ㎎ / ㎏)은 통증을 경감 할 수 있도록하고있다. </li></ol> 4. 후궁 절제술 <ol><li> 수술 중 저체온증의 문제를 방지하기 위해 슬라이드 따뜻한에 마우스를 놓습니다. 등쪽면을 위로하여 동물을 배치합니다. </li><li> T7에서 T12에 관심 영역에 걸쳐 메스와 수직 절개를합니다. </li><li> (일반적으로 흉부 등의 프로세스 번째 5 번째와 6 사이의 공간에 있음) 표준 집게를 사용하여 피부 표면의 지방 패드를 잡습니다. </li><li> T6와 같은 용기하에 프로세스 개수다음 T7로 이동합니다. </li><li> 척추의 만곡을 증가 마우스의 복부 측면에서 작은 베어링을 놓습니다. Graefe 씨 집게로를 차단하여 척수를 고정. </li><li> 라미 접촉 메스 팁의 지느러미 표면까지 메스를 사용하여 T7과 T10 척추 수준에서 양측 척추 주위 근육을 잘라. </li><li> T10까지 T7에서 접합을 체크하기 위해 메스를 사용합니다. T8 및 T9 가시 돌기 사이의 공간에 중지합니다. 마이크로 가위 T8-T9과 T9-T10 사이의 조직을 잘라. <ol><li> T9 프로세스를 제거 Rongeur를 사용합니다. 신중 마이크로 가위 근육층 모으기하여 접합을 노출. 뼈가 노출 될 때까지 계속합니다. </li></ol></li><li> 얇은 판에서 근육을 제거하고 척추 사이의 작은 공간을 열기 위해 집게를 사용합니다. 조심스럽게 뼈 아래에있는 마이크로 가위를 삽입 양쪽에 얇은 판을 잘라 집게로이 부분을 제거합니다. </li><li> F와 라미 제거orceps는 코드를 노출합니다. 뒤에 어떤 무료 또는 톱니 뼈 조각이 남지 않도록해야합니다; Rongeur으로 제거합니다. </li><li> 절개 근처에있는 것입니다 골막뿐만 아니라 뼈 조각이나 근육을 제거하기 위해 작은 팁 집게를 사용합니다. </li><li> T9 지느러미 과정의 위쪽 절반을 제거하고 IH 임팩터 장치 프로토콜로 진행합니다. </li></ol> 5. IH 임팩터 장치 프로토콜 (타박상) <ol><li> IH 장치의 임팩터 안정화 플랫폼의 중앙에 마우스를 놓는다. </li><li> 두 공동 위치 무기에 의해 안정화 플랫폼과 연결된 두 치아 집게로 동물 (흉추에 대한 왼쪽 팔, 경추에 대한 오른팔)을 차단합니다. </li><li> 주동이의 추체 (T8)의 측면 가장자리를 파악하는 주동이의 팔을 사용합니다. </li><li> T10 척추체를 파악하는 것이 동일한 방식으로 아암을 조작 꼬리. </li><li> 끝을 장치의 안정화 플랫폼을 놓고 낮은 (직경 0.75mm)을 터치하지 않고 가능한 한 코드에 가깝게. </li><li> 영향을 시작하기 전에 끝을 세 완전한 회전을 올립니다. </li><li> 100mm / sec로 60 kdyn의 힘을 제공하기 위해 설정 충격기와 타박상을 수행합니다. </li></ol> 6. 봉합 및 사후 관리 <ol><li> 4/0 흡수성 봉합사와 절개를 봉합. 제거 박판의 노출 부위에서 척수를 표지; 작은 바늘을 이용하여 절단 말단에서 조직을 봉합. 바로 위 척수 노출의 사이트에서 두 개의 바늘을 넣습니다. </li><li> 기본 근육을 곤란하게하지 않고 두 개 또는 세 개의 반사 클립을 사용하여 피부를 닫습니다. </li><li> 허리에 주입 된 식염수의 피하에 2 ㎖와 마우스 수술 후 수분을. </li><li> 수술 복구하는 동안 저체온증을 방지하기 위해 다시 예열 케이지에서 마우스를 놓습니다. 가열 패드에 배치 새장. </li><li> 을 확인하여 급성기 이후 부상 동안 마우스를 모니터크기 방광, 봉합사 및 동물 중량 하루에 두번. 부드럽게 (묻은, 흐림이나 침전물을 함유하는 수 소변) 요로의 감염을 방지하기 위해 블래 더 (7 일 동안 하루에 두 번) 짠다. </li><li> 항생제 (이일 수술 후 피하 주입을위한 2 ml)에 생리 식염수 주입으로 하루에 한 번 마우스를 치료 (겐타 마이신 0.2 ml를, SC 주입) 5 일 동안이 부상을 게시 할 수 있습니다. </li><li> 부 프레 노르 핀과 수술 후 통증에 대한 쥐 치료 (0.1 ㎎ / ㎏을, 하루에 두 번) 3 일간 부상을 게시 할 수 있습니다. </li></ol> 세포의 7 꼬리 정맥 주입 참고 : 다음 단계에서 꼬리 정맥 내로 세포를 주입하기위한 절차가 설명된다. 세포는 또한 고정대 15-16을 사용하여 이식 척수 내 투여, 또는 치스 테르 나디 라티 나 마그나 (17) 내로 할 수있다. 이는 다른 세포 유형과 같은 중간 엽 기질 세포와 같이이 방법으로 이식 될 수 있음을 고려해야(예를 들어, 골수 간엽 줄기 세포, 지방 유래 줄기 세포, 세포 양수). 또한, 이러한 나노 입자와 같은 다른 치료 옵션이 척수 손상 후 꼬리 정맥을 통해 주입 될 수있다. <ol><li> 사용하기 전에 바늘을 청소하는 70 % 에탄올과 PBS를 사용합니다. 바늘 만 멸균 장갑 주사기를 처리합니다. </li><li> 0.3 ml의 주사기 (29 G 바늘 및 주사기 0.33 CC)로 테스트 튜브 및로드 셀의 75 μl를 세포에 재현 탁. </li><li> 기포가 세포 현탁액 내에 존재 없는지 확인합니다. 세포의 침강을 방지하기 위해 수평 위치에서 주사기 유지. </li><li> 꼬리 정맥을 팽창하기 위해 가열 램프 아래에 마우스를 놓습니다. </li><li> 좁은 파란색 선으로 측면 꼬리 정맥을 시각화하기 위해 마우스 제한 수단으로 조심스럽게 잡아 당겨 마우스를 잡고. </li><li> 알코올 면봉으로 꼬리를 청소합니다. 정맥이 가시화되면, 왼쪽 손의 가운데 손가락과 엄지 손가락 사이의 꼬리 정맥을 잡아. </li><li> 수평선에서 15도 각도로 표면에 바늘을 가져오고 경사가 있는지 확인합니다. </li><li> 0.33 μL / sec의 속도로 세포의 50 μl를 주입한다. 주입 후, 10 초 바늘의 수축을 지연. 천천히 바늘을 후퇴 및 세포 현탁액의 가능한 유출에주의를 기울이십시오. </li><li> 부하 사이의 단계 7.1에서와 같이 주사기를 청소합니다. </li></ol> 8. 행동 테스트 및 뒷다리 기능 <ol><li> 열기 필드에서 마우스를 놓습니다. </li><li> 바소 마우스 규모 (BMS) (18)에 따라 오픈 필드 테스트와 타박상 후 전위의 기능과 뒷다리 복구를 평가합니다. 참고 : 신경 기능 4 주 (18)에 대한 손상 후 3 일에서, 정기적으로 평가되어야한다. </li></ol> 9. 관류 <ol><li> 실험 기간의 끝에서, 펜토 바르 비탈 나트륨의 복강 내 주사 (65 ㎎ / kg)에 의해 동물을 마취. evaluat하기 위해 발가락 핀치를 사용전자 마취 수준은 마우스가 유해 자극에 응답하지 후에 만​​ 진행합니다. </li><li> 수술 비행기에 앙와위에서 동물을 제지합니다. </li><li> 흉곽 아래의 외피와 복부 벽을 통해 잘라. 간에서 다이어프램을 분리합니다. </li><li> 흉강을 노출 다이어프램을 잘라 가위를 사용합니다. </li><li> 칼라 뼈까지 흉곽의 측면을 잘라. </li><li> 칼 모양의 연골을 고정하고 머리 지혈을 배치 지혈제를 사용합니다. </li><li> 집게로 횡단하는 비행기에 마음의 바닥 세 번째를 잡습니다. 좌심실에 바늘을 삽입합니다. </li><li> 마음을 고정하는 지혈제를 사용합니다. 이 바늘을 확보하고 유출을 방지 할 수 있습니다. </li><li> 우심방을 잘라 가위를 사용합니다. </li><li> PBS는 동물을 통해 (18 ml / 분)을 펌프 할 수 있습니다. (약 70 ml의 PBS에 해당하는 3-4 분) 버퍼 주입 기간 동안이 압력을 유지한다. 마음이 깨끗해질 때까지 계속합니다.</li><li> 펌프를 통해 정착액 (증류수에서 4 % 파라 포름 알데히드, 4 % PFA)을 허용하는 꼭지를 전환합니다. 4 % PFA는 약 8 ~ 10 분 (300 ml)에 대한 동물을 통해 펌프 할 수 있습니다. 점차적 / 분으로 30 ㎖가 최대에 도달하는 압력을 증가시킨다. 강화 간 성공적인 관류의 가장 좋은 지표이다. </li></ol> 10. 조직 수집 및 처리, 조직학 및 Iimmunohistochemistry <ol><li> T5에서 L1에 척수를 해부하다. 그리고 (4 ° C에서 O / N) 4 % PFA 6 ml의 조직을 사후 수정. </li><li> 크라이를 보호하고 동결 중에 결정의 형성을 방지하기 위해 39 ° C에서 72 시간 동안 30 % 수크로오스 용액과 동일한 조직을 넣어. </li><li> 빠른 드라이 아이스를 사용하여 코드를 동결 -80 ° C에서 보관합니다. </li><li> 15㎛의 두께의 저온 유지 장치에 의해 부와 유리 슬라이드 상에 수집하고 섹션을 면역 세포 화학 계속. </li><li> 각의에 대한 PBS 200 μL와 섹션을 씻어LIDE (3 회, 각 5 분, RT). </li><li> (200) 10 % NGS의 μL 및 실온에서 1 시간 동안 PBS에서 0.2 % 트리톤 X-100 각 슬라이드를 Permeabilize 하시려면. </li><li> 각 슬라이드에 대한 PBS 200 μL (5 분마다, RT 3 회)와 섹션을 씻어. </li><li> (; PBS에서 0.1 % 트리톤 X-100 5 % NGS) 30 분 (RT)에 대한 슬라이드 차단 솔루션의 200 μL와 비 특정 사이트를 차단합니다. </li><li> 4 ° C에서 O / N 차 항체 200 ㎕를 각 슬라이드를 품어 (5 % NGS에 항체를 희석; PBS에서 0.1 % 트리톤 X-100). </li><li> 각 슬라이드에 대한 PBS 200 μL로 섹션을 씻으 (3 회, 5 분마다; RT). </li><li> 실온에서 2 시간 동안 적절한 보조 항체를 품어. </li><li> 각 슬라이드에 대한 PBS 200 μL로 섹션을 씻으 (3 회, 5 분마다; RT). </li><li> 4 &#39;, 6- diamidin -2- phenilindole (DAPI) (/ ml의 최종 농도 1 μg의, RT에서 10 분) 200 μL와 얼룩 핵. </li><li> FluorSave 시약을 사용하여 마운트하고 공 초점 현미경으로 분석 할 수 있습니다. 참고 :에서제어 결정, 차 항체를 생략하고 같은 서브 클래스의 무관의 IgG 해당하는 농도로 교체해야합니다. 미세 소관 연관 단백질 2 차 항체를 사용 하였다. </li></ol>

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저자는 더 경쟁 재정적 이해 관계를 선언합니다.

본 논문에서는 (중증) 70 kdyne의 힘에 무한 호라이즌 임팩터를 이용하여 외상성 척수 손상 모델의 재현성을 얻기위한 방법을 설명했다. 더 큰 힘 패러다임 (80 kdyne)를 사용하여, 우리는 불행하게도 더 높은 마우스의 사망률보다 심각한 부상을 입을 수 있습니다. 이 문제를 방지하기 위해, 우리는 일반적으로 기능 및 저급 사망률의 점진적인 회복 반복 환부에 연관된 적당한 힘 패러다임 (kdyne 70)를 선...

척수 손상 (SCI)은, 운동, 폭력 1, 자동차 사고와 같은 고 에너지 외상으로 인한 가장 흔한 부상이다 빠진다. 심한 SCI에서 부상 힘은 신경 기능의 갑작스러운 손실을 일으키는 신경 조직을 파괴 또는 손상. 외상 SCI 나이 10, 40 세 사이의 젊은 성인에서 자주 발생합니다. 그것은 크게 환자의 정신적, 육체적 조건에 영향을 미치는 사회 2에 엄청난 경제 효과가 발생합니다. 급성기의 치료 방법은 자주 가능성이 더 손상 3-4 감쇠 코르티코 스테로이드, 수술 안정화 및 압축 해제의 고용량에 한정되어 있지만, SCI 후 전위의 복구에 이러한 방법의 역할은 여전히 논란이있다. 급성 조직 손실, 외상 및 여러 세포 유형 5-6의 변성의 원인이 탈수 초화와 죽음의 보조기구의 활성화뿐만 아니라. 기능의 회복 정도의 수열은 부상 사이트 7에서 절약 백질의 정도에 상관 관계. SCI의 동물 모델은 부상으로 조직의 생물학적 반응을 조사하고 치료 가능성을 테스트하기 위해 모두 사용될 수있다. 또한, 인간 병리 유용한 동물 모델뿐만 아니라 그 상태의 일부 측면을 재현하는 아니라 직접 관찰과 임상 실험에 비해 많은 장점을 제공한다. 척수 손상의 가장 널리 사용되는 모델은 노출 된 척수 수술 8로 전달되는 압축 타박상 또는 부상을 포함한다. 제어 무게 드롭 타박상 부상의 개발은 SCI 연구의 역사에서 중요한 이정표를 나타냅니다. 오하이오 주립대 척수 연구 센터 컴퓨터 (9)에 의해 제어 된 충격 파라미터를 척수의 특정 압축을 유도하기 위해 사용될 수있는 장치의 기술적 과제를 추구하고있다. 이것은 원래 사용 위스콘신 위해 설계되었습니다일 쥐; 나중에 쥐 10으로 적용하도록 수정되었습니다. 이러한 종류의 접근 방식의 이점은 손상의 역학은 더 깊이 연구 할 수 있고 부상 파라미터 재현성 실험 모델을 얻기 위해서 더욱 완벽한 방식으로 정의 될 수 있음을하며, 따라서 효과의보다 정확한 평가를 허용 기능 회복 과정에 대한 시험 처리. 많은 연구 SCI 모델 (11)에서 줄기 세포의 다양한 이식 효과를 평가했다. 우리는 최근에 마우스 기증자 (12 ~ 13)의 죽음 이후 하위 심실 구역 (SVZ) 몇 시간에서 성인 신경 줄기 세포를 격리했다. 이 절차는 SCI 치료를위한 재생 의학의 접근에 유리한 것으로 보인다 신경 줄기 세포라는 사후 신경 전구 물질 (PM-의 NPC)의 인구를 제공합니다. 본 논문에서는 설명 할 것이다 : ⅰ) 중요한 추적 PKH26와 셀 라벨을위한 프로토콜, ⅱ) surg적인 절차는 외상 SCI에 수행하고, 표지 세포의 ⅲ) 정맥 주사 (IV) 관리합니다. 또한,이 연구에서 우리는 이식 된 세포가 척수 병변 사이트로 마이그레이션 및 미세 소관 관련 단백질 (MAP)이 양성 세포에 주로 차별화 것을 보여줍니다. 또한, 분화는 뒷다리 기능의 안정 회복 촉진 수반한다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="743">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:115px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:223px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">PKH26GL-1KT&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">091M0973</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;">Infinite horizon (IH) Impactor device&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Precision Systems and Instrumentation, LLC</td>
			<td style="width:119px;">Model 0400 Serial 0171</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Gentamycin 10mg/ml</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECM0011B</td>
			<td>1mg/ml in sterile saline solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Isoflurane-Vet 250ml</td>
			<td style="width:115px;">Merial</td>
			<td style="width:119px;">B142J12A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Blefarolin POM OFT 10g</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Slide Warmer</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">HB101-sm-402</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Scalpel, size 10</td>
			<td style="width:115px;">Lance Paragon</td>
			<td style="width:119px;">26920</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Small Graefe Forceps</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">11023-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Rongeur</td>
			<td style="width:115px;">Medicon Instruments</td>
			<td style="width:119px;">07 60 07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Micro scissors</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">15000-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Absorbable sutures (4/0)</td>
			<td style="width:115px;">Safil Quick</td>
			<td style="width:119px;">C0046203</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Hemostat</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">13014-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">Reflex 7 wound clip applicator</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;">7mm Reflex wound clips</td>
			<td style="width:115px;">2Biological Instruments</td>
			<td style="width:119px;">12032-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">NGS</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td>ECS0200D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Triton X 100</td>
			<td style="width:115px;">Merck Millipore</td>
			<td style="width:119px;">1086431000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">Anti Microtubule Assocoated Protein&#160; (MAP) 2</td>
			<td style="width:115px;">Millipore</td>
			<td style="width:119px;">AB5622</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Alexa Fluor 488</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">A11008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">FluorSave Reagent&#160;</td>
			<td style="width:115px;">Calbiochem</td>
			<td style="width:119px;">345789</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Neural stem cells medium</td>
			<td style="width:115px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>DMEM-F12 medium (Euroclone) containing 2 mm l-glutamine (Euroclone), 0.6% glucose (Sigma-Aldrich), 9.6 gm/ml putrescine (Sigma-Aldrich), 6.3 ng/ml progesterone (Sigma-Aldrich), 5.2 ng/ml sodium selenite (Sigma-Aldrich), 0.025 mg/ml insulin (Sigma-Aldrich), 0.1 mg/ml transferrin (Sigma-Aldrich), and 2 &#956;g/ml heparin (sodium salt, grade II; Sigma-Aldrich), bFGF (human recombinant, 10 ng/mL; Life Technologies) and EGF (human recombinant, 20 ng/mL; Life Technologies)&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">DMEM-F12</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ASM5002</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">l-glutamine</td>
			<td style="width:115px;">Euroclone</td>
			<td style="width:119px;">ECB3000D</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">glucose</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">G8270-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">putrescine</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P5780-25G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">progesterone</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">P6149-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Sodium-selenite</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">S9133-1MG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">transferrin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">T 5391</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Insulin</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">I1882</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Heparin sodium-salt</td>
			<td style="width:115px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">H0200000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">bFGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG0024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">h-EGF</td>
			<td style="width:115px;">Life Technology</td>
			<td style="width:119px;">PHG6045</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">Syringe 0.33cc 29G</td>
			<td style="width:115px;">Terumo</td>
			<td style="width:119px;">MYJECTOR&#160;</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:287px;">buprenorphine</td>
			<td style="width:115px;">Schering Plough SpA</td>
			<td style="width:119px;">TEMGESIC</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:287px;">eye gel</td>
			<td style="width:115px;">Bausch &#38; Lomb</td>
			<td style="width:119px;">LIPOSIC</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

neural stem cell transplantation in experimental contusive model of spinal cord injury

척수 손상은 신경 기능 장애의 복잡한 특징으로하는 파괴적인 임상 상태입니다. 척수 손상의 동물 모델은 부상 생물학적 반응을 조사하고 치료 가능성을 테스트하기 위해 모두 사용될 수있다. 수술로 노출 된 척수에 전달 타박상 또는 압축 부상 병리의 가장 널리 사용되는 모델입니다. 이 보고서에서 실험 타박상 특정 상해 매개 변수의 정의를 통해 재현 손상 동물 모델을 만들 수있는 무한 호라이즌 (IH) 충격기 장치를 사용하여 수행됩니다. 줄기 세포 이식이 일반적 쇠약 상태를 경화시키기위한 전략 잠재적으로 유용한 것으로 간주된다. 많은 연구는 줄기 세포 이식의 다양한 효과를 평가했다. 여기에서 우리는 CD1 쥐에서 세포의 꼬리 정맥 주입 다음 척수 손상에 대한 적응 방법을 보여줍니다. ⅰ) 셀 라벨 위스콘신 : 즉, 우리는 절차를 제공중요한 추적 제, II) 마우스의 수술 전 치료, contusive 척수 손상의 III) 실행, 사후 부검 신경 전구체의 IV) 정맥 투여. 이 모델은 타박상 재생 의학 접근법 효능 및 줄기 세포 이식의 안전성을 평가하기 위해 이용 될 수있다.

이식 된 세포의 총 수는 1 × 10 6 세포이며 꼬리 정맥에서 세 개의 연속 주사로 분할 하였다. 우리는 인산 완충 용액 50 μL (PBS)에 3.3 × 105 세포를 투여. 첫 번째 주사는 두 번째 6 시간 후, 손상 후 30 분 내에서 수행 병변 후 지난 18 시간했다. PM-NPC의 SCI에 대한 투여 후 18 시간의 시간 제한의 선택은이 시점에서 14의 혈액 뇌 장벽의 투과성을 최적으로 결정 하였다. 줄기 세포 주...

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Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

척수 손상은 심각한 이환율과 사망률이 높은 원인 외상 조건이다. 본 연구에서 우리는 구체적으로 신경 줄기 세포를 이식 하였다 마우스 척수 손상의 타박상 모델을 설명한다.

척수 손상의 실험 Contusive 모델에서 신경 줄기 세포 이식

Spinal cord injury is a devastating clinical condition, characterized by a complex of neurological dysfunctions. Animal models of spinal cord injury can ...

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Research

JoVE Journal

Medicine

12.8K 조회수.  University of Milan.  척수 손상은 심각한 이환율과 사망률이 높은 원인 외상 조건이다. 본 연구에서 우리는 구체적으로 신경 줄기 세포를 이식 하였다 마우스 척수 손상의 타박상 모델을 설명한다. 

비디오: Neural Stem Cell Transplantation in Experimental Contusive Model of Spinal Cord Injury

Intraspinal Cell Transplantation for Targeting Cervical Ventral Horn in Amyotrophic Lateral Sclerosis and Traumatic Spinal Cord Injury

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) cases 1 and is the ultimate cause of death in patients with the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS) 2.
ALS is a devastating neurological disorder that is characterized by relatively rapid degeneration of upper and lower motor neurons. Patients ultimately succumb to the disease on average 2-5 years following diagnosis because of respiratory paralysis due to loss of phrenic motor neuron innnervation of the diaphragm 3. The vast majority of cases are sporadic, while 10% are of the familial form. Approximately twenty percent of familial cases are linked to various point mutations in the Cu/Zn superoxide dismutase 1 (SOD1) gene on chromosome 21 4. Transgenic mice 4,5 and rats 6 carrying mutant human SOD1 genes (G93A, G37R, G86R, G85R) have been generated, and, despite the existence of other animal models of motor neuron loss, are currently the most highly used models of the disease.
Spinal cord injury (SCI) is a heterogeneous set of conditions resulting from physical trauma to the spinal cord, with functional outcome varying according to the type, location and severity of the injury 7. Nevertheless, approximately half of human SCI cases affect cervical regions, resulting in debilitating respiratory dysfunction due to phrenic motor neuron loss and injury to descending bulbospinal respiratory axons 1. A number of animal models of SCI have been developed, with the most commonly used and clinically-relevant being the contusion 8.
Transplantation of various classes of neural precursor cells (NPCs) is a promising therapeutic strategy for treatment of traumatic CNS injuries and neurodegeneration, including ALS and SCI, because of the ability to replace lost or dysfunctional CNS cell types, provide neuroprotection, and deliver gene factors of interest 9.
Animal models of both ALS and SCI can model many clinically-relevant aspects of these diseases, including phrenic motor neuron loss and consequent respiratory compromise 10,11. In order to evaluate the efficacy of NPC-based strategies on respiratory function in these animal models of ALS and SCI, cellular interventions must be specifically directed to regions containing therapeutically relevant targets such as phrenic motor neurons. We provide a detailed protocol for multi-segmental, intraspinal transplantation of NPCs into the cervical spinal cord ventral gray matter of neurodegenerative models such as SOD1G93A mice and rats, as well as spinal cord injured rats and mice 11.

Neural precursor transplantation is a promising strategy for protecting and/or replacing lost/dysfunctional cervical phrenic motor neurons in spinal cord injury (SCI) and the motor neuron disorder, amyotrophic laterals sclerosis (ALS). We provide a protocol for cell delivery to cervical spinal cord ventral horn in rodent models of ALS and SCI.

루게릭병과 외상 척수 상해에서 자궁암 복부 호른를 타겟팅하는 Intraspinal 세포 이식

Respiratory compromise due to phrenic motor neuron loss is a debilitating consequence of a large proportion of human traumatic spinal cord injury (SCI) ...

연구

의학

Acute and Chronic Tactile Sensory Testing after Spinal Cord Injury in Rats

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory testing in rat SCI models is needed. However, until recently, no single testing approach had been validated for SCI so that standardized methods have not been implemented across labs. Additionally, available testing methods could not be implemented acutely or when severe motor impairments existed, preventing studies of the development of SCI-induced allodynia3. Here we present two validated sensory testing methods using von Frey Hair (VFH) monofilaments which quantify changes in tactile sensory thresholds after SCI4-5. One test is the well-established Up-Down test which demonstrates high sensitivity and specificity across different SCI severities when tested chronically5. The other test is a newly-developed dorsal VFH test that can be applied acutely after SCI when allodynia develops, prior to motor recovery4-5. Each VFH monofilament applies a calibrated force when touched to the skin of the hind paw until it bends. In the up-down method, alternating VFHs of higher or lower forces are used on the plantar L5 dermatome to delineate flexor withdrawal thresholds. Successively higher forces are applied until withdrawal occurs then lower force VFHs are used until withdrawal ceases. The tactile threshold reflects the force required to elicit withdrawal in 50% of the stimuli. For the new test, each VFH is applied to the dorsal L5 dermatome of the paw while the rat is supported by the examiner. The VFH stimulation occurs in ascending order of force until at least 2 of 3 applications at a given force produces paw withdrawal. Tactile sensory threshold is the lowest force to elicit withdrawal 66% of the time. Acclimation, testing and scoring procedures are described. Aberrant trials that require a retest and typical trials are defined. Animal use was approved by Ohio State University Animal Care and Use Committee.

We describe two tactile sensory testing methods for acute or chronic periods of spinal cord injury in rats. These validated procedures can detect the development and maintenance of allodynia-like sensations.

쥐의 척수를 다친 후에 급성 및 만성 촉각 감각 테스트

Spinal cord injury (SCI) impairs sensory systems causing allodynia1-8. To identify cellular and molecular causes of allodynia, sensitive and valid sensory ...

A Contusive Model of Unilateral Cervical Spinal Cord Injury Using the Infinite Horizon Impactor

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of spinal cord injury (SCI) in which the thoracic spinal cord is injured. Additionally, because most human cord injuries occur as the result of blunt, non-penetrating trauma (e.g. motor vehicle accident, sporting injury) where the spinal cord is violently struck by displaced bone or soft tissues, the majority of SCI researchers are of the opinion that the most clinically relevant injury models are those in which the spinal cord is rapidly contused.1 Therefore, an important step in the preclinical evaluation of novel treatments on their way to human translation is an assessment of their efficacy in a model of contusion SCI within the cervical spinal cord. Here, we describe the technical aspects and resultant anatomical and behavioral outcomes of an unilateral contusive model of cervical SCI that employs the Infinite Horizon spinal cord injury impactor.
Sprague Dawley rats underwent a left-sided unilateral laminectomy at C5. To optimize the reproducibility of the biomechanical, functional, and histological outcomes of the injury model, we contused the spinal cords using an impact force of 150 kdyn, an impact trajectory of 22.5&deg; (animals rotated at 22.5&deg;), and an impact location off of midline of 1.4 mm. Functional recovery was assessed using the cylinder rearing test, horizontal ladder test, grooming test and modified Montoya's staircase test for up to 6 weeks, after which the spinal cords were evaluated histologically for white and grey matter sparing.
The injury model presented here imparts consistent and reproducible biomechanical forces to the spinal cord, an important feature of any experimental SCI model. This results in discrete histological damage to the lateral half of the spinal cord which is largely contained to the ipsilateral side of injury. The injury is well tolerated by the animals, but does result in functional deficits of the forelimb that are significant and sustained in the weeks following injury. The cervical unilateral injury model presented here may be a resource to researchers who wish to evaluate potentially promising therapies prior to human translation.

A reliable and repeatable way to produce a cervical unilateral spinal cord injury using the Infinite Horizon impactor is described. The method takes advantage of a custom designed frame and clamp to stabilize the spine. The standardized procedure and biomechanical injury parameters result in sufficient and sustained injuries.

무한 호라이즌 임팩터을 사용하여 일방적 경부 척수의 부상의 Contusive 모델

While the majority of human spinal cord injuries occur in the cervical spinal cord, the vast majority of laboratory research employs animal models of ...

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and finding new sources for implantable cells are the focus of recent research4,5. Investigating the effectiveness of cell therapies is not an easy task and new tools are needed to investigate the mechanisms involved in the treatment process6. We designed an experimental protocol of ischemia/reperfusion in order to allow the observation of cellular connections and even subcellular mechanisms during ischemia/reperfusion injury and after stem cell transplantation and to evaluate the efficacy of cell therapy. H9c2 cardiomyoblast cells were placed onto cell culture plates7,8. Ischemia was simulated with 150 minutes in a glucose free medium with oxygen level below 0.5%. Then, normal media and oxygen levels were reintroduced to simulate reperfusion. After oxygen glucose deprivation, the damaged cells were treated with transplantation of labeled human bone marrow derived mesenchymal stem cells by adding them to the culture. Mesenchymal stem cells are preferred in clinical trials because they are easily accessible with minimal invasive surgery, easily expandable and autologous. After 24 hours of co-cultivation, cells were stained with calcein and ethidium-homodimer to differentiate between live and dead cells. This setup allowed us to investigate the intercellular connections using confocal fluorescent microscopy and to quantify the survival rate of postischemic cells by flow cytometry. Confocal microscopy showed the interactions of the two cell populations such as cell fusion and formation of intercellular nanotubes. Flow cytometry analysis revealed 3 clusters of damaged cells which can be plotted on a graph and analyzed statistically. These populations can be investigated separately and conclusions can be drawn on these data on the effectiveness of the simulated therapeutical approach.

Stem Cell Transplantation in an in vitro Simulated Ischemia/Reperfusion Model

We demonstrate how to set up an in vitro ischemia/reperfusion model and how to evaluate the effect of stem cell therapy on postischemic cardiac cells.

에서 간세포 이식 체외에서 시뮬레이션 국소 빈혈 / Reperfusion 모델

Stem cell transplantation protocols are finding their way into clinical practice1,2,3. Getting better results, making the protocols more robust, and ...

A Contusion Model of Severe Spinal Cord Injury in Rats

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is described to obtain a consistent model of severe SCI. Use of a stereotactic frame and computer controlled impactor allows for creation of reproducible injury. Hypothermia and urinary tract infection pose significant challenges in the post-operative period. Careful monitoring of animals with daily weight recording and bladder expression allows for early detection of post-operative complications. The functional results of this contusion model are equivalent to transection models. The contusion model can be utilized to evaluate the efficacy of both neuroprotective and neuroregenerative approaches.

A contusion model of severe spinal cord injury is described. Detailed pre-operative, operative and post-operative steps are described to obtain a consistent model.

쥐에 심각한 척수 손상의 타박상 모델

The translational potential of novel treatments should be investigated in severe spinal cord injury (SCI) contusion models. A detailed methodology is ...

A Novel Vertebral Stabilization Method for Producing  Contusive Spinal Cord Injury

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing reliable cervical SCI is difficult due to lack of satisfactory methods of vertebral stabilization. The conventional method to stabilize the spine is to suspend the rostral and caudal cervical spine via clamps attached to cervical spinous processes. &#160;However, this method of stabilization fails to prevent tissue yielding during the contusion as the cervical spinal processes are too short to be effectively secured by the clamps (Figure 1). &#160;Here we introduce a new method to completely stabilize the cervical vertebra at the same level of the impact injury. &#160;This method effectively minimizes movement of the spinal column at the site of impact, which greatly improves the production of consistent SCIs. &#160;We provide visual description of the equipment (Figure 2-4), methods, and a step-by-step protocol for the stabilization of the cervical 5 vertebra (C5) of adult rats, to perform laminectomy (Figure 5) and produce a contusive SCI thereafter. &#160;Although we only demonstrate a cervical hemi-contusion using the NYU/MASCIS impactor device, this vertebral stabilization technique can be applied to other regions of the spinal cord, or be adapted to other SCI devices. &#160;Improving spinal cord exposure and fixation through vertebral stabilization may be valuable for producing consistent and reliable injuries to the spinal cord. &#160;This vertebral stabilization method can also be used for stereotactic injections of cells and tracers, and for imaging using two-photon microscopy in various neurobiological studies.

Vertebral stabilization is necessary for minimizing variability, and for producing consistent experimental spinal cord injuries.&#160; Using a customized stabilizing apparatus in conjunction with the NYU/MASCIS impactor device, we have demonstrated here the proper equipment and procedure for generating reproducible hemi-contusive cervical (C5) spinal cord injuries in adult rats.

Contusive 척수 손상의 제조 소설 척추 안정화 방법

Clinically-relevant animal cervical spinal cord injury (SCI) models are essential for developing and testing potential therapies; however, producing ...

Controlled Cortical Impact Model for Traumatic Brain Injury

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI). Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, social, and economical effects are staggering. Therefore, further research into the effects of TBI and effective treatments is necessary. The controlled cortical impact (CCI) model induces traumatic brain injuries ranging from mild to severe. This method uses a rigid impactor to deliver mechanical energy to an intact dura exposed following a craniectomy. Impact is made under precise parameters at a set velocity to achieve a pre-determined deformation depth. Although other TBI models, such as weight drop and fluid percussion, exist, CCI is more accurate, easier to control, and most importantly, produces traumatic brain injuries similar to those seen in humans. However, no TBI model is currently able to reproduce pathological changes identical to those seen in human patients. The CCI model allows investigation into the short-term and long-term effects of TBI, such as neuronal death, memory deficits, and cerebral edema, as well as potential therapeutic treatments for TBI.

Traumatic brain injuries (TBIs) remain a serious health problem. Using the controlled cortical impact surgery model, research on the effects of TBI and possible treatment methods may be performed.

외상성 뇌 손상에 대한 제어 피질 충격 모델

Every year over a million Americans suffer a traumatic brain injury (TBI).  Combined with the incidence of TBIs worldwide, the physical, emotional, ...

A Radio-telemetric System to Monitor Cardiovascular Function in Rats with Spinal Cord Transection and Embryonic Neural Stem Cell Grafts

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter connected to a radio transmitter into the femoral artery of rats that underwent a T4 spinal cord transection with or without grafting of embryonic brainstem-derived neural stem cells expressing green fluorescent protein. Compared to other methods such as cannula insertion or tail-cuff, telemetry is advantageous to continuously monitor blood pressure and heart rate in freely moving animals. It is also capable of long term multiple data acquisitions. In spinal cord injured rats, basal cardiovascular data under unrestrained condition and autonomic dysreflexia in response to colorectal distension were successfully recorded. In addition, cardiovascular parameters before and after SCI can be compared in the same rat if a transmitter is implanted before a spinal cord transection. One limitation of the described telemetry procedure is that implantation in the femoral artery may influence the blood supply to the ipsilateral hindlimb.

We present a protocol for using a radio-telemetric system to record cardiovascular parameters in T4 spinal cord transected rats eight weeks after embryonic brainstem neural stem cell grafting into the lesion site. Telemetry is an advanced technique to accurately evaluate cardiovascular function in conscious freely moving spinal cord injured rats.

무선 원격 측정 시스템은 척수 절개 및 배아 신경 세포 이식 줄기와 흰쥐의 심장 혈관 기능을 모니터링 할 수

High thoracic or cervical spinal cord injury (SCI) can lead to cardiovascular dysfunction. To monitor cardiovascular parameters, we implanted a catheter ...

Synergetic Use of Neural Precursor Cells and Self-assembling Peptides in Experimental Cervical Spinal Cord Injury

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. Clinically, more than 50% of SCI affect the cervical spine1. As a consequence of the primary injury, a cascade of secondary mechanisms including inflammation, apoptosis, and demyelination occur finally leading to tissue scarring and development of intramedullary cavities2,3. Both represent physical and chemical barriers to cell transplantation, integration, and regeneration. Therefore, shaping the inhibitory environment and bridging cavities to create a supportive milieu for cell transplantation and regeneration is a promising therapeutic target4. Here, a contusion/compression model of cervical SCI using an aneurysm clip is described. This model is more clinically relevant than other experimental models, since complete transection or ruptures of the cord are rare. Also in comparison to the weight drop model, which in particular damage the dorsum columns, circumferential compression of the spinal cord appears advantageous. Clip closing force and duration can be adjusted to achieve different injury severity. A ring spring facilitates precise calibration and constancy of clip force. Under physiological conditions, synthetic self-assembling peptides (SAP) self-assemble into nanofibers and thus, are appealing for application in SCI5. They can be injected directly into the lesion minimizing damage to the cord. SAPs are biocompatible structures erecting scaffolds to bridge intramedullary cavities and thus, equip the damaged cord for regenerative treatments. K2(QL)6K2 (QL6) is a novel SAP introduced by Dong et al.6 In comparison to other peptides, QL6 self-assembles into &#946;-sheets at neutral pH6.14 days after SCI, after the acute stage, SAPs are injected into the center of the lesion and neural precursor cells (NPC) are injected into adjacent dorsal columns. In order to support cell survival, transplantation is combined with continuous subdural administration of growth factors by osmotic micro pumps for 7 days.

Treating cervical spinal cord injury with both self-assembling peptides (SAP) and neural precursor cells (NPC), together with growth factors, is a promising approach to promote regeneration and recovery. A contusion/compression aneurysm clip rat model of cervical SCI and combined treatment involving SAP injection and NPC transplantation is established.

실험 경추 척수 손상의 신경 전구체 세포 및 자기 조립 펩티드의 시너지 사용

Spinal cord injuries (SCI) cause serious neurological impairment and psychological, economic, and social consequences for patients and their families. ...

Calibrated Forceps Model of Spinal Cord Compression Injury

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The calibrated forceps model of compression injury is a convenient, low cost, and very reproducible animal model for SCI. We used a pair of modified forceps in accordance with the method published by Plemel et al. (2008) to laterally compress the spinal cord to a distance of 0.35 mm. In this video, we will demonstrate a dorsal laminectomy to expose the spinal cord, followed by compression of the spinal cord with the modified forceps. In the video, we will also address issues related to the care of paraplegic laboratory animals. This injury model produces mice that exhibit impairment in sensation, as well as impaired hindlimb locomotor function. Furthermore, this method of injury produces consistent aberrations in the pathology of the SCI, as determined by immunohistochemical methods. After watching this video, viewers should be able to determine the necessary supplies and methods for producing SCI of various severities in the mouse for studies on SCI and/or treatments designed to mitigate impairment after injury.

Spinal cord injury models should be highly reproducible. We demonstrate that the calibrated forceps compression model of spinal cord injury is an easy to use surgical method for generating reproducible injuries to the murine spinal cord.

척수 압축 부상의 보정 집게 모델

Compression injuries of the murine spinal cord are valuable animal models for the study of spinal cord injury (SCI) and spinal regenerative therapy. The ...