Name: polygraphic recording procedure for measuring sleep in mice
Uploaded: 2016-01-25T19:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 45 s
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We thank Dr. Larry D. Frye for editorial help with this manuscript. This work was supported by Japan Society for the Promotion of Science Grants-in-Aid for Scientific Research 24300129 (to M.L.), 25890005 (to Y.O.) and 26640025 (to Y.T.), the National Agriculture and Food Research Organization (to Y.U.), the World Premier International Research Center Initiative (WPI) from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science, and Technology (to Y.O., Y.T., Y.U. and M.L.) and the Nestl&#233; Nutrition Council, Japan (to M.L.).

Declaración de Ética: Procedimientos que involucran sujetos animales han sido aprobados por el Comité Experimental Animal Institucional de la Universidad de Tsukuba. 1. Preparación de electrodos y cables de EEG / EMG Grabaciones <ol><li> Preparar EEG / EMG electrodo de registro de acuerdo con el siguiente procedimiento. Nota: El electrodo es desechable y puede ser utilizado sólo para 1 animal. Planee cuidadosamente la configuración del cableado para todos los conectores. Coloque marcas en los conectores para la orientación correcta. <ol><li> Soldar cada pin de una cabecera de 4 pines a un cable de acero inoxidable de 2 cm. En resumen, sostenga un extremo del cable a la clavija, coloque un cautín caliente sobre la articulación de alambre pines y derretir un poco de soldadura para asegurar que sólo lo suficiente de soldadura se ejecuta sin problemas en la articulación. Tenga cuidado de no aplicar demasiado calor para el pasador; de lo contrario, el plástico alrededor de las clavijas se derretirá. </li><li> Suelde el extremo libre de cada uno de 2 cables conectados a la cabecera de pines a la cabezade un tornillo de acero inoxidable 1,0 mm de diámetro. En resumen, mantenga el extremo libre del alambre con el hilo por debajo de la cabeza del tornillo, coloque un cautín caliente sobre la articulación de alambre-tornillo, y derretir un poco de soldadura para asegurar que sólo lo suficiente de soldadura se ejecuta sin problemas en la articulación. Los 2 cables con tornillos sirven como electrodos de registro EEG, mientras que los 2 cables sin tornillos sirven como electrodos de registro EMG. </li><li> Use las tijeras para despojarse de 1 mm del aislamiento en el extremo de los electrodos EMG para aumentar la calidad de la señal EMG. </li><li> Cubra completamente todas las patillas soldadas con adhesivo epoxi mediante el uso de un palo o un diente de selección fina de madera para reducir el ruido eléctrico durante las grabaciones de EEG / EMG. </li></ol></li><li> Preparar un cable para conectar el electrodo con el anillo de deslizamiento tal como se describe a continuación. Este cable puede ser reutilizado. <ol><li> Soldar cada pin de un conector FFC / FPC 4 pines con un alambre de un cable plano de 30 cm. En resumen, mantenga el extremo pelado del cable a la clavija, coloque un cautín calienteen la articulación de alambre pines y derretir un poco de soldadura para asegurar que sólo lo suficiente de soldadura se ejecuta sin problemas en la articulación. Nota: Elija la longitud del cable plano que es apropiado para la altura de la jaula animal de experimentación utilizado para las grabaciones de EEG / EMG. </li><li> Soldadura pines hembra a un extremo de los cables en el otro extremo del cable plano. En resumen, mantenga un enchufe engarzado al extremo libre pelado del cable, coloque un cautín caliente sobre la articulación de alambre-socket, y derretir un poco de soldadura para asegurar que sólo lo suficiente de soldadura se ejecuta sin problemas en la articulación. </li><li> Inserte cada engarzado toma en una posición 4 engarzado vivienda. </li><li> Completamente cubrir el engarzado zócalos con adhesivo epoxi mediante el uso de un palo o un diente de selección fina de madera. </li></ol></li></ol> 2. La implantación de electrodos en la cabeza del ratón (Duración: Aprox. 20 min) <ol><li> Esterilizar todos los instrumentos quirúrgicos en un esterilizador de cuentas en caliente antes de la cirugía. Anestesiar un ratón macho (10 - 20 semanas de edad, 20 - 30 g)con una inyección intraperitoneal de pentobarbital (50 mg / kg). Después de comprobar que el ratón está profundamente anestesiado apretando un dedo del pie, afeitar el pelo en la cabeza y el cuello con una maquinilla. </li><li> Mueve el ratón para el marco estereotáxico, y fijar la cabeza entre los 2 bares del oído. Aplique vaselina en los ojos para evitar la sequedad. Limpiar la piel afeitada con alcohol y cortar a lo largo de la línea media con un escalpelo para exponer el cráneo. Clip de la piel para mantener el área quirúrgica abierta. </li><li> Mediante el uso de un cortador de carburo (tamaño de perforación: 0,8 mm de diámetro), taladro 2 agujeros en el cráneo, uno sobre el área cortical frontal (1 mm anterior al bregma, 1,5 mm lateral a la línea media) y la otra sobre la zona parietal ( 1 mm anterior a lambda, 1,5 mm lateral a la línea media) del hemisferio derecho, de acuerdo a las coordenadas estereotáxicas de Paxinos y Franklin. 23 </li><li> Mediante el uso de un destornillador de joyero, tornillos de grabación de EEG de acero inoxidable lugar en los agujeros y hacen 2 - 2.5 vueltas para cada screw para el posicionamiento epidural sobre la corteza. Nota: No inserte los tornillos demasiado profundas para evitar daños en el tejido cerebral. Compruebe que los tornillos estén bien fijos en el cráneo. Esto es importante contar con señales de EEG estables durante un largo período de varias grabaciones (por lo general, más de 1 mes). Tornillos contoneantes producen artefactos del EEG y pueden salir antes de que finalice el programa experimental. </li><li> Fije el conjunto de electrodos (véase la Sección 1.1, los pines se volvieron hacia arriba) con pegamento instantáneo en el cráneo y cubren con cemento dental. Hacer bilateralmente pequeños agujeros con unas pinzas en los trapecios (cuello) músculos e inserte los cables de acero inoxidable que sirven como EMG electrodos en los orificios. Suturar la piel con un hilo de seda (0,1 mm de diámetro) para evitar la exposición del músculo. </li><li> Retire el ratón del marco estereotáxico. Administrar ampicilina (100 mg / kg) y meloxicam (1 mg / kg) por vía intraperitoneal al ratón para evitar la infección bacteriana y para reducir el dolor post-quirúrgico, respectivamente. Keep el ratón sobre una almohadilla de calor y su seguimiento hasta que se haya recuperado el conocimiento suficiente para mantener decúbito esternal. Casa el ratón de forma individual durante la recuperación para evitar la extracción de electrodos por otros animales, y administrar meloxicam (1 mg / kg) por vía intraperitoneal en el primer día después de la cirugía. </li></ol> 3. Registro y adquisición de EEG / EMG datos <ol><li> Después de un período de recuperación de 1-semana, casa de cada ratón individualmente en una jaula experimental colocado en una cámara de registro a prueba de sonido. Mantener una temperatura ambiente de 23 ± 1 ° C y automáticamente el control de ciclos de 12 horas de luz / 12 horas de oscuridad (luces encendidas a las 08:00, la intensidad de iluminación ~ 100 lux). </li><li> Conecte el conjunto de electrodos EEG / EMG en la cabeza del ratón a un cable de grabación. Asegúrese de que el cable de grabación está conectado a un anillo deslizante (que está diseñado de tal manera que los movimientos del ratón no están restringidos por la torsión del cable) y un amplificador de señal EEG / EMG. Filtrar EEG / señales EMG (EEG, 0,5-64 Hz; EMG, 16-64 Hz), digitalizar a una velocidad de muestreo de 128 Hz por un convertidor de analógico a digital (A / D) y, finalmente, grabar en un equipo que ejecuta el software de grabación de EEG / EMG (4ª entrada &#39;Materiales&#39; Mesa, desde la parte inferior). </li><li> Habituar el ratón durante 2 - 3 días en la cámara de grabación. Si el registro de EEG / EMG incluye administraciones intraperitoneales de drogas, manejar suavemente el ratón en cada día de habituación en el momento de la administración del fármaco. </li><li> Posteriormente, iniciar el software EEG / EMG de grabación (&#39;Materiales&#39; Tabla, 4ª entrada de abajo). <ol><li> Seleccione la pestaña &quot;Archivo de datos de la información&quot; y haga clic en la casilla junto al nombre del archivo. Introduzca un nombre de archivo y haga clic en &quot;Guardar&quot;. </li><li> Seleccione la pestaña &quot;condición de grabación&quot; y seleccionar todos los canales EEG / EMG que se pueden grabar. </li><li> Seleccione la frecuencia de muestreo (128 Hz) en la pestaña de &quot;condición de grabación &#39;. </li><li> Compruebe si se muestran correctamente los canales seleccionados in thpestaña e &#39;Canal de información &quot;. </li><li> Seleccione la pestaña &quot;Ajuste del temporizador&quot; y haga clic en &quot;Monitor&quot; para mostrar EEG y EMG. </li><li> Verifique si las señales de EEG / EMG se muestran correctamente. </li><li> Seleccione la pestaña &quot;Ajuste del temporizador&quot; y establecer el tiempo de reloj para el comienzo y el final de la grabación en el área &#39;Timer principal&#39;. </li><li> Haga clic en &quot;Monitor&quot; en la pestaña de &quot;Ajuste del temporizador&quot; para iniciar la grabación. </li></ol></li><li> Registros EEG / EMG señales bajo la línea de base (es decir., La conducta de sueño / vigilia de un ratón libremente comportarse) y diferentes condiciones de tratamiento (por ejemplo., La administración de cafeína o tratamiento simulado) durante varios días. La eutanasia del ratón con una inyección intraperitoneal de pentobarbital (200 mg / kg) después de que el último día experimental. </li></ol> 4. La puntuación de la Conducta Estado Basado en EEG / EMG datos <ol><li> Inicie el software para el análisis de EEG / EMG (&#39;Materiales&#39; Mesa, 4ª entrada de abajo). Abra los datos en bruto del EEG / EMG (archivo .kcd) producidos bajo el paso 3. Haga clic en la pestaña &#39;Sleep&#39; y seleccionar el tiempo de Época. Seleccione 10 seg. </li><li> Haga clic en la pestaña &#39;Sleep&#39; y seleccione &#39;Multi-screening&#39; para anotar automáticamente todas las épocas de 10 seg en 3 etapas (es decir., NREM y sueño REM, y la vigilia) sobre la base de las amplitudes de EEG y EMG y el análisis espectral de potencia del EEG. 3 </li><li> Haga clic en &quot;condición FFT para EEG &#39;. </li><li> Establecer los parámetros para el análisis espectral de potencia [256 puntos de referencia (correspondiente a 2 segundos del EEG), función de ventana Hanning, y el promedio de 5 espectros por época]. 3 Haga clic en &#39;Aceptar&#39;. </li><li> Haga clic en &quot;Iniciar Screening &#39;para comenzar la detección automática. Abra los datos anotados (archivo .raf). </li><li> Revise los resultados de la detección automática y, si es necesario, corregir manualmente en base a los criterios estándar (ver los resultados representativos, Figura 1B y Tabla 1 </strong&gt;). 2, 3 En pocas palabras, haga clic y mantenga pulsado el botón izquierdo del ratón en una época incorrectamente anotada y arrastrar el cursor a través de la cadena de épocas incorrectamente anotados. Suelte el botón izquierdo del ratón y seleccione el estado de comportamiento correcto en la ventana emergente. Nota: En ocasiones, las épocas en la transición entre dos estados vigilantes son difíciles de conseguir de forma inequívoca a un estado. En tales casos, la época debe anotó al estado ostensible y los mismos criterios debe aplicarse a épocas similares durante todo el experimento para asegurar la reproducibilidad de los datos. </li></ol>

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The authors Yujiro Tauguchi and Sayaka Kohtoh are employees of Kissei Comtech Co., Ltd that develops SleepSign software for acquisition and automatic scoring of EEG/EMG data used in this article.

Este protocolo describe una puesta a punto para las grabaciones de EEG / EMG que permite la evaluación de sueño y la vigilia en virtud de bajo ruido, condiciones rentables y de alto rendimiento. Debido al pequeño tamaño del conjunto de cabezal de electrodos EEG / EMG, este sistema se puede combinar con otros implantes para experimentos intra-cerebrales, incluyendo la optogenética (implantación de fibra óptica) o, en conjunto con la implantación de la cánula simultánea, microinfusión de fármacos en el ratón ...

Los avances técnicos a menudo han precipitado saltos cuánticos en la comprensión de los procesos neurobiológicos. Por ejemplo, el descubrimiento de Hans Berger en 1929 que los potenciales eléctricos grabadas desde el cuero cabelludo humano tomaron la forma de ondas sinusoidales, la frecuencia de la que se relaciona directamente con el nivel de vigilia del sujeto, llevó a los rápidos avances en la comprensión de sueño-vigilia la regulación, tanto en animales y seres humanos por igual. 1 Hasta el día de la electroencephlogram (EEG), en conjunto con el electromiograma (EMG), es decir., la actividad eléctrica producida por los músculos esqueléticos, representa los datos &quot;columna vertebral&quot; de casi todas las clínicas y experimentales evaluación que busca correlacionar el comportamiento y fisiología con la actividad de las neuronas corticales en comportarse animales, incluyendo seres humanos. En la mayoría de los laboratorios de investigación del sueño de base, estos registros de EEG se llevan a cabo mediante el uso de un sistema basado en cable (Figura 1) en la que d adquiridaATA se somete fuera de línea para el análisis del patrón y el espectro de [por ejemplo., la aplicación de una transformada rápida de Fourier (FFT) algoritmo] para determinar el estado de vigilancia del sujeto que se está grabando. 2, 3 Sleep consta de movimiento ocular rápido (REM) y no REM (NREM). Sueño REM se caracteriza por una rápida baja tensión EEG, movimiento de los ojos al azar, y la atonía muscular, un estado en el que los músculos están paralizados con eficacia. Sueño REM también se conoce como sueño paradójico, porque la actividad cerebral se asemeja al de la vigilia, mientras que el cuerpo es en gran medida desconectado del cerebro y parece estar en un sueño profundo. Por el contrario, las neuronas motoras son estimulados durante el sueño NREM, pero no hay movimiento del ojo. Sueño NREM humano se puede dividir en 4 etapas, con lo que la etapa 4 se llama sueño profundo o sueño de ondas lentas y se identifica por las grandes, las ondas cerebrales lentas con la actividad delta entre 0,5 a 4 Hz en el EEG. Por otro lado, una subdivisión entre las fases de sueño NREM en animales más pequeños, como las ratas unand ratones, no se ha establecido, sobre todo porque no tienen largos períodos consolidados de sueño como se ve en los seres humanos. A través de los años, y sobre la base de la interpretación EEG, tanto de circuitos y basadas en humoral, se han propuesto varios modelos de regulación del sueño-vigilia. La neural y bases celulares de la necesidad de dormir o, alternativamente, &quot;unidad de sueño,&quot; sigue sin resolverse, pero se ha conceptualizado como una presión homeostática que se acumula durante el período de vigilia y se disipa por el sueño. Una teoría es que los factores endógenos somnogenic acumulan durante la vigilia y que su acumulación gradual es la base del sueño presión homeostática. Mientras que la primera hipótesis formal de que el sueño es regulada por factores humorales se ha acreditado al trabajo de Rosenbaum publicado en 1892 4, era Ishimori 5, 6 y Pieron 7 que de forma independiente, y hace más de 100 años, demostró la existencia de productos químicos con el sueño la promoción. Ambos investigadores propusieron, y de hecho han demostrado, que las sustancias Hypnogenic o &#39;hypnotoxins&#39; estaban presentes en el líquido cefalorraquídeo (LCR) de los perros con falta de sueño. 8 Durante el siglo pasado varias sustancias Hypnogenic putativos adicionales implicados en el proceso homeostático del sueño han sido identificados (para una revisión, ver ref. 9), incluyendo la prostaglandina (PG) D 2, 10 citocinas, 11 adenosina, la anandamida 12, 13 y el péptido de urotensina II. 14 El trabajo experimental por Ecónomo 15, 16, Moruzzi y Magoun 17, y otros en los hallazgos producidos siglo principios y mediados del 20 th que inspiró teorías basadas en circuitos de sueño y vigilia y, hasta cierto punto, eclipsó la teoría humoral entonces predominante de dormir. Hasta la fecha, se han propuesto varios &quot;modelos de circuitos&quot;, cada uno informado por los datos de diversa calidad y cantidad (para una revisión, ver Ref. 18). Uno de los modelos, Por ejemplo, propone que el sueño de onda lenta se genera a través de la inhibición de la adenosina mediada por la liberación de acetilcolina de las neuronas colinérgicas en el prosencéfalo basal, un área consisiting principalmente del núcleo de la extremidad horizontal de la banda diagonal de Broca y el inominata sustancia. 19 Otro modelo popular de la regulación del sueño / vigilia describe un mecanismo interruptor flip-flop sobre la base de las interacciones mutuamente inhibitorias entre las neuronas que inducen el sueño en el área preóptica ventrolateral y neuronas estela que inducen en el tallo del hipotálamo y el cerebro. 18, 20, 21 Por otra parte, para la conmutación en y fuera del sueño REM, un similares interacción recíprocamente inhibitoria ha sido propuesto para áreas en el tronco cerebral, que es la ventral gris periacueductal, tegmento pontino lateral, y el núcleo sublaterodorsal. 22 En conjunto, estos modelos han demostrado ser valiosa heurística y los marcos interpretativos que ofrece importantes para los estudios de investigación del sueño; sin embargo, un ost más completa comprensión de los mecanismos moleculares y circuitos que regulan el ciclo de sueño-vigilia requerirá un conocimiento más completo de sus componentes. El sistema de registro poligráfico se detalla a continuación debe ayudar en este objetivo.

<table><tbody><tr><td>4-pin header</td><td>Hirose</td><td>A3B-4PA-2DSA(71)</td><td></td></tr><tr><td>Ampicillin</td><td>Meiji Seika</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analog-to-digital converter</td><td>Contec</td><td>AD16-16U(PCIEV)</td><td></td></tr><tr><td>Caffeine</td><td>Sigma</td><td>C0750</td><td></td></tr><tr><td>Carbide cutter</td><td>Minitor</td><td>B1055</td><td></td></tr><tr><td>Crimp housing</td><td>Hirose</td><td>DF11-4DS-2C</td><td></td></tr><tr><td>Crimp socket</td><td>Hirose</td><td>DF11-30SC</td><td></td></tr><tr><td>Dental cement (Toughron Rebase)</td><td>Miki Chemical Product</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Epoxy adhesive</td><td>Konishi</td><td>#16351</td><td></td></tr><tr><td>FFC/FPC connector</td><td>Honda Tsushin Kogyo</td><td>FFC-10BMEP1(B)</td><td></td></tr><tr><td>Flat cable</td><td>Hitachi Cable</td><td>20528-ST LF</td><td></td></tr><tr><td>Instant glue (Aron Alpha A)</td><td>Toagosei</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital</td><td>Kyoritsu Seiyaku</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Signal amplifier</td><td>Biotex</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Sleep recording chamber</td><td>APL</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>SleepSign software</td><td>Kissei Comtec</td><td>N/A</td><td>for EEG/EMG recording/analysis</td></tr><tr><td>Slip ring</td><td>Biotex</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stainless steel screw</td><td>Yamazaki</td><td>N/A</td><td>&amp;phi;1.0 &amp;times; 2.0</td></tr><tr><td>Stainless steel wire</td><td>Cooner Wire</td><td>AS633</td><td></td></tr></tbody></table>

polygraphic recording procedure for measuring sleep in mice

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the homeodynamics and circuitry of sleep-wake regulation. In many laboratories, a cable-based sleep recording system is used to monitor the EEG and EMG in freely behaving mice in combination with computer software for automatic scoring of the vigilance states on the basis of power spectrum analysis of EEG data. A description of this system is detailed herein. Steel screws are implanted over the frontal cortical area and the parietal area of 1 hemisphere for monitoring EEG signals. In addition, EMG activity is monitored by the bilateral placement of wires in both neck muscles. Non-rapid eye movement (Non-REM; NREM) sleep is characterized by large, slow brain waves with delta activity below 4 Hz in the EEG, whereas a shift from low-frequency delta activity to a rapid low-voltage EEG in the theta range between 6 and 10 Hz can be observed at the transition from NREM to REM sleep. By contrast, wakefulness is identified by low- to moderate-voltage brain waves in the EEG trace and significant EMG activity.

Figura 1B ilustra ejemplos del EEG del ratón en los diferentes estados de vigilancia. Como se muestra en la Tabla 1, épocas se clasifican como sueño NREM si el EEG muestra grandes, ondas cerebrales lentas con un ritmo delta por debajo de 4 Hz y la EMG tiene solamente una señal débil o no. Épocas se clasifican como sueño REM si el EEG muestra rápidas ondas cerebrales de baja tensión en el rango theta entre 6 y 10 Hz y el EMG mues...

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Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Poligráfico Procedimiento de Grabación en medición del sueño en ratones

Recording of the epidural electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in small animals, like mice and rats, has been pivotal to study the ...

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Research

Education

JoVE Core

JoVE Journal

Anatomy and Physiology

Neuroscience

Unit 1

Functions of the Central and Peripheral Nervous System

SCIENTISTS IN ACTION

23.5K vistas.  University of Tsukuba. The recording of electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) in freely behaving mice is a critical step to correlate behavior and physiology with sleep and wakefulness. The experimental protocol described herein provides a cable-based system for acquiring EEG and EMG recordings in mice.

Video: Polygraphic Recording Procedure for Measuring Sleep in Mice

Manipulation of Epileptiform Electrocorticograms (ECoGs) and Sleep in Rats and Mice by Acupuncture

Ancient Chinese literature has documented that acupuncture possesses efficient therapeutic effects on epilepsy and insomnia. There is, however, little research to reveal the possible mechanisms behind these effects. To investigate the effect of acupuncture on epilepsy and sleep, several issues need to be addressed. The first is to identify the acupoints, which correspond between humans, rats, and mice. Furthermore, the depth of insertion of the acupuncture needle, the degree of needle twist in manual needle acupuncture, and the stimulation parameters for electroacupuncture (EA) need to be determined. To evaluate the effects of acupuncture on epilepsy and sleep, a feasible model of epilepsy in rodents is required. We administer pilocarpine into the left central nucleus of the amygdala (CeA) to simulate focal temporal lobe epilepsy (TLE) in rats. Intraperitoneal (IP) injection of pilocarpine induces generalized epilepsy and status epilepticus (SE) in rats. Five IP injections of pentylenetetrazol (PTZ) with a one-day interval between each injection successfully induces spontaneous generalized epilepsy in mice. Recordings of electrocorticograms (ECoGs), electromyograms (EMGs), brain temperature, and locomotor activity are used for sleep analysis in rats, while ECoGs, EMGs, and locomotor activity are employed for sleep analysis in mice. ECoG electrodes are implanted into the frontal, parietal, and contralateral occipital cortices, and a thermistor is implanted above the cerebral cortex by stereotactic surgery. EMG electrodes are implanted into the neck muscles, and an infrared detector determines locomotor activity. The criteria for categorizing vigilance stages, including wakefulness, rapid eye movement (REM) sleep, and non-REM (NREM) sleep are based on information from ECoGs, EMGs, brain temperature, and locomotor activity. Detailed classification criteria are stated in the text.

Manipulation of Epileptiform Electrocorticograms ECoGs and Sleep in Rats and Mice by Acupuncture

This paper demonstrates the performance of acupuncture, epilepsy models, and the analysis of sleep in rodents. The acupuncture procedure and the identification of acupoints are described. Pilocarpine or pentylenetetrazol (PTZ) is used to induce epilepsy. Electrocorticogram (ECoG), electromyogram (EMG), brain temperature, and locomotor activity recordings are employed for sleep analysis.

La manipulación de epileptiforme Electrocorticograms (ECoGs) y del sueño en ratas y ratones por acupuntura

Ancient Chinese literature has documented that acupuncture possesses efficient therapeutic effects on epilepsy and insomnia. There is, however, little ...

Investigación

Comportamiento

Noninvasive, High-throughput Determination of Sleep Duration in Rodents

Traditionally, sleep is monitored by an electroencephalogram (EEG). EEG studies in rodents require surgical implantation of the electrodes followed by a long recovery period. To perform an EEG recording, the animal is connected to a receiver, creating an unnatural tether to the head-mount. EEG monitoring is time consuming, carries risk to the animal, and is not a completely natural setting for the measurement of sleep. Alternative methods to detect sleep, particularly in a high-throughput fashion, would greatly advance the field of sleep research. Here, we describe a validated method for detecting sleep via activity-based home-cage monitoring. Previous studies have shown that sleep assessed via this method has a high degree of agreement with sleep defined by traditional EEG-based measures. Whereas this method is validated for total sleep time, it is important to note that sleep bout duration should be assessed by an EEG which has better temporal resolution. The EEG can also differentiate rapid eye movement (REM) and non-REM sleep, giving more detail about the exact nature of sleep. Nevertheless, activity-based sleep determination can be used to analyze multiple days of undisturbed sleep and to assess sleep as a response to an acute event (like stress). Here, we show the power of this system to detect the response of mice to daily intraperitoneal injections.

We describe a high-throughput method of measuring sleep by means of activity-based home-cage monitoring. This method offers advantages over traditional EEG-based methods. It is well validated for the determination of total sleep duration and can be a powerful tool to monitor sleep in rodent models of human disease.

Determinación no invasiva, de alto rendimiento de la duración del sueño en roedores

Traditionally, sleep is monitored by an electroencephalogram (EEG). EEG studies in rodents require surgical implantation of the electrodes followed by a ...

A High-performance Liquid Chromatography Measurement of Kynurenine and Kynurenic Acid: Relating Biochemistry to Cognition and Sleep in Rats

The kynurenine pathway (KP) of tryptophan degradation has been implicated in psychiatric disorders. Specifically, the astrocyte-derived metabolite kynurenic acid (KYNA), an antagonist at both N-methyl-d-aspartate (NMDA) and &#945;7 nicotinic acetylcholine (&#945;7nACh) receptors, has been implicated in cognitive processes in health and disease. As KYNA levels are elevated in the brains of patients with schizophrenia, a malfunction at the glutamatergic and cholinergic receptors is believed to be causally related to cognitive dysfunction, a core domain of the psychopathology of the illness. KYNA may play a pathophysiologically significant role in individuals with schizophrenia. It is possible to elevate endogenous KYNA in the rodent brain by treating animals with the direct bioprecursor kynurenine, and preclinical studies in rats have demonstrated that acute elevations in KYNA may impact their learning and memory processes. The current protocol describes this experimental approach in detail and combines a) a biochemical analysis of blood kynurenine levels and brain KYNA formation (using high-performance liquid chromatography), b) behavioral testing to probe the hippocampal-dependent contextual memory (passive avoidance paradigm), and c) an assessment of sleep-wake behavior [telemetric recordings combining electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) signals] in rats. Taken together, a relationship between elevated KYNA, sleep, and cognition is studied, and this protocol describes in detail an experimental approach to understanding function outcomes of kynurenine elevation and KYNA formation in vivo in rats. Results obtained through variations of this protocol will test the hypothesis that the KP and KYNA serve pivotal roles in modulating sleep and cognition in health and disease states.

Alterations in the kynurenine pathway (KP) neuroactive metabolites are implicated in psychiatric illnesses. Investigating the functional outcomes of an altered kynurenine pathway metabolism in vivo in rodents may help elucidate novel therapeutic approaches. The current protocol combines biochemical and behavioral approaches to investigate the impact of an acute kynurenine challenge in rats.

Una medida de la cromatografía líquida de alto rendimiento de quinurenina y ácido quinurénico: relacionados con la bioquímica cognición y sueño en ratas

The kynurenine pathway (KP) of tryptophan degradation has been implicated in psychiatric disorders. Specifically, the astrocyte-derived metabolite ...

Quantifying Infra-slow Dynamics of Spectral Power and Heart Rate in Sleeping Mice

Three vigilance states dominate mammalian life: wakefulness, non-rapid eye movement (non-REM) sleep, and REM sleep. As more neural correlates of behavior are identified in freely moving animals, this three-fold subdivision becomes too simplistic. During wakefulness, ensembles of global and local cortical activities, together with peripheral parameters such as pupillary diameter and sympathovagal balance, define various degrees of arousal. It remains unclear the extent to which sleep also forms a continuum of brain states-within which the degree of resilience to sensory stimuli and arousability, and perhaps other sleep functions, vary gradually-and how peripheral physiological states co-vary. Research advancing the methods to monitor multiple parameters during sleep, as well as attributing to constellations of these functional attributes, is central to refining our understanding of sleep as a multifunctional process during which many beneficial effects must be executed. Identifying novel parameters characterizing sleep states will open opportunities for novel diagnostic avenues in sleep disorders.
We present a procedure to describe dynamic variations of mouse non-REM sleep states via the combined monitoring and analysis of electroencephalogram (EEG)/electrocorticogram (ECoG), electromyogram (EMG), and electrocardiogram (ECG) signals using standard polysomnographic recording techniques. Using this approach, we found that mouse non-REM sleep is organized into cycles of coordinated neural and cardiac oscillations that generate successive 25-s intervals of high and low fragility to external stimuli. Therefore, central and autonomic nervous systems are coordinated to form behaviorally distinct sleep states during consolidated non-REM sleep. We present surgical manipulations for polysomnographic (i.e., EEG/EMG combined with ECG) monitoring to track these cycles in the freely sleeping mouse, the analysis to quantify their dynamics, and the acoustic stimulation protocols to assess their role in the likelihood of waking up. Our approach has already been extended to human sleep and promises to unravel common organizing principles of non-REM sleep states in mammals.

Here, we present experimental and analytical procedures to describe the temporal dynamics of the neural and cardiac variables of non-REM sleep in mice, which modulate sleep responsiveness to acoustic stimuli.

Cuantificación de la dinámica infrarroja de la potencia espectral y la frecuencia cardíaca en ratones dormidos

Three vigilance states dominate mammalian life: wakefulness, non-rapid eye movement (non-REM) sleep, and REM sleep. As more neural correlates of behavior ...

Neurociencias

Optogenetic Manipulation of Neural Circuits During Monitoring Sleep/wakefulness States in Mice

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 (ChR2), is expressed by a virus vector in a particular type of neuronal cells in various Cre-driver mice. Activation of these opsins is triggered by application of light pulses which are delivered by laser or LED through optic cables, and the effect of activation is observed with very high time resolution. Experimenters are able to acutely stimulate neurons while monitoring behavior or another physiological outcome in mice. Optogenetics can enable useful strategies to evaluate function of neuronal circuits in the regulation of sleep/wakefulness states in mice. Here we describe a technique for examining the effect of optogenetic manipulation of neurons with a specific chemical identity during electroencephalogram (EEG) and electromyogram (EMG) monitoring to evaluate the sleep stage of mice. As an example, we describe manipulation of GABAergic neurons in the bed nucleus of the stria terminalis (BNST). Acute optogenetic excitation of these neurons triggers a rapid transition to wakefulness when applied during NREM sleep. Optogenetic manipulation along with EEG/EMG recording can be applied to decipher the neuronal circuits that regulate sleep/wakefulness states.

Here, we describe methods of optogenetic manipulation of particular types of neurons during monitoring of sleep/wakefulness states in mice, presenting our recent work on the bed nucleus of the stria terminalis as an example.

Manipulación optogenética de circuitos neuronales durante la supervisión de los estados de sueño/vigilia en ratones

In recent years, optogenetics has been widely used in many fields of neuroscientific research. In many cases, an opsin, such as channel rhodopsin 2 ...

Computer-based Multitaper Spectrogram Program for Electroencephalographic Data

Current web resources provide limited, user friendly tools to compute spectrograms for visualizing and quantifying electroencephalographic (EEG) data. This paper describes a Windows-based, open source code for creating EEG multitaper spectrograms. The compiled program is accessible to Windows users without software licensing. For Macintosh users, the program is limited to those with a MATLAB software license. The program is illustrated via EEG spectrograms that vary as a function of states of sleep and wakefulness, and opiate-induced alterations in those states. The EEGs of C57BL/6J mice were wirelessly recorded for 4 h after intraperitoneal injection of saline (vehicle control) and antinociceptive doses of morphine, buprenorphine, and fentanyl. Spectrograms showed that buprenorphine and morphine caused similar changes in EEG power at 1&#8722;3 Hz and 8&#8722;9 Hz. Spectrograms after administration of fentanyl revealed maximal average power bands at 3 Hz and 7 Hz. The spectrograms unmasked differential opiate effects on EEG frequency and power. These computer-based methods are generalizable across drug classes and can be readily modified to quantify and display a wide range of rhythmic biological signals.

This protocol provides an open source, compiled MATLAB program that generates multitaper spectrograms for electroencephalographic data.

Programa de Espectrograma Multitaper basado en Computadora para Datos Electroencefalográficos

Current web resources provide limited, user friendly tools to compute spectrograms for visualizing and quantifying electroencephalographic (EEG) data. ...

Analyzing Long-Term Electrocardiography Recordings to Detect Arrhythmias in Mice

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ineffective in many patients. To improve patient care, novel and innovative therapeutic concepts causally targeting arrhythmia mechanisms are needed. To study the complex pathophysiology of arrhythmias, suitable animal models are necessary, and mice have been proven to be ideal model species to evaluate the genetic impact on arrhythmias, to investigate fundamental molecular and cellular mechanisms, and to identify potential therapeutic targets.
Implantable telemetry devices are among the most powerful tools available to study electrophysiology in mice, allowing continuous ECG recording over a period of several months in freely moving, awake mice. However, due to the huge number of data points (&gt;1 million QRS complexes per day), analysis of telemetry data remains challenging. This article describes a step-by-step approach to analyze ECGs and to detect arrhythmias in long-term telemetry recordings using the software, Ponemah, with its analysis modules, ECG Pro and Data Insights, developed by Data Sciences International (DSI). To analyze basic ECG parameters, such as heart rate, P wave duration, PR interval, QRS interval, or QT duration, an automated attribute analysis was performed using Ponemah to identify P, Q, and T waves within individually adjusted windows around detected R waves. 
Results were then manually reviewed, allowing adjustment of individual annotations. The output from the attribute-based analysis and the pattern recognition analysis was then used by the Data Insights module to detect arrhythmias. This module allows an automatic screening for individually defined arrhythmias within the recording, followed by a manual review of suspected arrhythmia episodes. The article briefly discusses challenges in recording and detecting ECG signals, suggests strategies to improve data quality, and provides representative recordings of arrhythmias detected in mice using the approach described above.

Here we present a step-by-step protocol for a semiautomated approach to analyze murine long-term electrocardiography (ECG) data for basic ECG parameters and common arrhythmias. Data are obtained by implantable telemetry transmitters in living and awake mice and analyzed using Ponemah and its analysis modules.

Análisis de registros de electrocardiografía a largo plazo para detectar arritmias en ratones

Arrhythmias are common, affecting millions of patients worldwide. Current treatment strategies are associated with significant side effects and remain ...

Medicina

Registro de LFP en cerebro de ratón para investigación cognitiva y análisis de fármacos

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Autor destacado: Estudio de los impactos de los fármacos en las señales cerebrales utilizando el protocolo de registro LFP dual en ratones

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

Poligráfico Procedimiento de Grabación en medición del sueño en ratones

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La manipulación de epileptiforme Electrocorticograms (ECoGs) y del sueño en ratas y ratones por acupuntura

Determinación no invasiva, de alto rendimiento de la duración del sueño en roedores

Una medida de la cromatografía líquida de alto rendimiento de quinurenina y ácido quinurénico: relacionados con la bioquímica cognición y sueño en ratas

Cuantificación de la dinámica infrarroja de la potencia espectral y la frecuencia cardíaca en ratones dormidos

Manipulación optogenética de circuitos neuronales durante la supervisión de los estados de sueño/vigilia en ratones

Programa de Espectrograma Multitaper basado en Computadora para Datos Electroencefalográficos

Análisis de registros de electrocardiografía a largo plazo para detectar arritmias en ratones

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón