Agradecemos a Karin Winterhalter y Kerstin Semmler asistencia técnica. Este trabajo fue apoyado por el cluster de excelencia BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) de la Fundación alemana de investigación.

Todos los métodos que implican animales vivos han sido aprobados por el Freiburg competente con arreglo a la ley de Bienestar Animal.
1. preparaciones
<ol><li>Diseñar y construir una herramienta de inserción apropiado llevar transitoriamente la punta de prueba de silicio y el conector del electrodo durante el proceso de implantación. Vea la figura 1 para una ejemplo personalizado construido herramienta.</li>
	<li>Suelte con cuidado el conector de electrodo y sonda de silicona de su embalaje con unas pinzas con punta de cerámica.</li>
	<li>Levante la placa de conector y fije con una pinza de cocodrilo atada a un soporte.</li>
	<li>Uso de un estereoscopio, alinee la punta de prueba con la herramienta de inserción con pinzas con punta de cerámica. Aplicar una capa de ~ 2 mm de cera de parafina derretida con un cauterizador para pegar la sonda a la herramienta de inserción. Tenga cuidado de no para tocar los vástagos de sondeo durante este procedimiento.</li>
	<li>Fije el conector de electrodo en el eje de la herramienta de inserción con cinta adhesiva estándar. Tenga en cuenta que dependiendo del fabricante, los cables de tierra puede ser que necesite ser soldadas a la placa de conector electrodo antes de la implantación. Retire el aislamiento de dos piezas cortas barniz aislante del alambre de cobre con estaño-soldadura con un soldador (400 ° C). La soldadura de los cables de tierra a las ranuras correspondientes en la Junta del conector de electrodo.</li>
	<li>Retire el aislamiento de dos piezas adicionales de cable de cobre. Envuelva cada alambre desnudo de cobre tres veces alrededor de un tornillo de acero inoxidable (1 mm de diámetro, 2 mm de longitud). Aplique fundente adecuado para soldar acero y soldar el alambre de cobre en la parte inferior de la tapa de rosca. Asegúrese de que la parte inferior de la mitad de los restos de la rosca de tornillo libre de estaño-soldadura.</li>
	<li>Utilice un multímetro estándar para comprobar el contacto eléctrico entre el cable y tornillo.</li>
	<li>Desinfectar los vástagos de la sonda de silicona y los tornillos de tierra mediante inmersión en etanol al 70% (10 s).</li>
	<li>Preparar una cubierta protectora para el implante de sonda cortando la cabeza de una pipeta Pasteur de plástico por la mitad.</li>
</ol>2. implantación cirugía
<ol><li>Esterilizar los instrumentos quirúrgicos (pinzas de punta fina, tijeras, pinzas quirúrgicas) con un esterilizador de grano caliente. Limpie todas las superficies con etanol al 70%.</li>
	<li>Inducir la anestesia con isoflurano de 3% en oxígeno suministrado en ~ 1 L/min.<ol>
<li>Para el mantenimiento, uso de 1-1.5% isoflurano. Tenga en cuenta que la concentración de isoflurano necesaria para lograr la tolerancia quirúrgica puede variar desde animal a animal.</li>
		<li>Tolerancia quirúrgica estable se logra cuando el animal no responde a pellizcos del dedo del pie. El ritmo de respiración del ratón y ajustar la concentración de isoflurano si es necesario.</li>
		<li>Aplique ungüento para los ojos del animal para evitar que se sequen.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montar el ratón en un marco estereotáxicas insertando barras oído suavemente en el canal auditivo. Una vez que se estabiliza la cabeza del ratón por las barras de la oreja, coloque un pedazo de boca sobre el hocico para la entrega continua del isoflurano. Coloque el ratón en toalla o cojín sobre una almohadilla de calefacción e inyecte la buprenorfina por vía subcutánea (0.05 - 0.1 mg/kg de peso corporal) para la analgesia postoperatoria.</li>
	<li>Afeitarse la cabeza con una afeitadora estándar y desinfectar la piel con etanol al 70%. Usando tijeras quirúrgicas, hacer una incisión en la piel a lo largo de la línea media del cráneo y abrir la piel con pinzas quirúrgicas.</li>
	<li>Alinear la cabeza del animal con la ayuda de una herramienta de alineación estereotáctica a nivel bregma y lambda. Debe haber menos de 50 μm de compensación de altura entre bregma y lambda. Además, la cabeza en el eje mediolateral mediante la medición de la profundidad del vértice del cráneo de la superficie en el nivel definido distancias izquierdas y derechas (por ejemplo, 1 mm a la izquierda y derecha de bregma). Ajustar la inclinación de la cabeza si es necesario.</li>
	<li>Limpie el cabezal con peróxido de hidrógeno 3% y secar con toallitas de algodón estéril.</li>
	<li>Determinar la ubicación de la craneotomía en relación a bregma usando un apropiado estereotáxicas atlas12.</li>
	<li>Usando una cabeza de broca de 0,9 mm, perfore dos agujeros en el hueso sobre el cerebelo para colocar tornillos referencia y tierra. Además, 1-3 agujeros para tornillos de anclajes son deseables para estabilizar el implante. La ubicación de los tornillos de anclaje dependerá de la ubicación de la craneotomía. Para su implantación en el hipocampo, coloque tornillos de anclaje sobre la corteza frontal parietal y ipsilateral contralateral. Inserte los tornillos en el hueso con un destornillador adecuado. Tenga cuidado de no para penetrar en el cerebro.</li>
	<li>Realizar la craneotomía enrareciendo poco a poco el cráneo con el taladro en un área rectangular alrededor del lado de la implantación. Humedecer con frecuencia el hueso con tampón de fosfato esterilizada (PB). El cráneo diluido restante puede perforado suavemente y retirar con la ayuda de una fina aguja de inyección (27G) y un par de pinzas.</li>
	<li>Cuidadosamente perforar la duramadre con una aguja fina (27G). Forma un pequeño gancho doblando la punta de la aguja con un par de pinzas y tire la dura para el retiro. Aplicar PB para impedir que se seque la superficie del cerebro.</li>
	<li>Montar la herramienta de inserción del electrodo en un portamuestras estereotáxicas, cero la sonda en bregma y mueva la sonda a las coordenadas estereotáxicas sobre la craneotomía. Penetrar lentamente en la superficie del cerebro. Asegúrese de que no doblan los ejes de la sonda. Evitar implantar a través de los vasos sanguíneos.</li>
	<li>Baje lentamente la sonda hasta ~ 200 μm superior la profundidad deseada. La craneotomía y la caña de la sonda de silicona con vaselina esterilizada para la protección de la cubierta. Aplique el cemento dental para corregir la base de la sonda al tornillo de anclaje en el cráneo.</li>
	<li>A la derecha después de la aplicación de cemento, mueva lentamente la sonda hasta la profundidad del objetivo. Avanza la última ~ 200 μm después de aplicación del cemento reduce el movimiento lateral de la sonda y asegura daño mínimo del tejido en el área de destino. Tenga en cuenta que el tiempo de curado del cemento utilizado puede influir en este paso del protocolo. Con cemento de curado rápido, omite este paso y directamente implantes la sonda a la profundidad del objetivo para evitar daños en la sonda de silicona.</li>
	<li>Después de que el cemento haya curado, soltar la sonda de la herramienta de inserción por la fusión de la cera con un cauterizador.</li>
	<li>Libere la Junta del conector del dispositivo de inserción y colocarlo en un lugar adecuado en el cráneo con una pinza de cocodrilo atada a la manija de inserción. En caso de implantación de la sonda en el hipocampo, coloque la Junta del conector en el hueso parietal contralateral. Fije la tarjeta del conector al cráneo con cemento dental.</li>
	<li>Suelde los cables Tierra y referencia de la Junta del conector en los cables a los tornillos sobre el cerebelo.</li>
	<li>Cortar la tapa a la altura correcta y colóquelo sobre la sonda de silicona. Fijar la cubierta a la placa de conector y cráneo con cemento dental, evitando la piel que rodea el cráneo expuesto. Suturar la piel alrededor del sitio de implantación generalmente no es necesario.</li>
</ol>3. recuperación después de la cirugía
<ol><li>Aplicar un tratamiento analgésico adecuado durante al menos 2 días (por ejemplo, las inyecciones subcutáneas de buprenorfina cada 6 h durante el día y en el agua potable durante la noche combinado con carprofeno (4-5 mg/kg de peso corporal) por vía subcutánea cada 24 h). Vivienda solo se recomienda para evitar daños en el implante.</li>
	<li>Permite al menos una semana para la recuperación. Consultar con guías locales de bienestar animal.</li>
</ol>4. adquisición de datos
<ol><li>Registro LFPs mueva libremente ratones utilizando un sistema de adquisición de datos adecuados conectado a través de un conmutador. Para adquirir LFPs, utilizar una frecuencia de muestreo de 1-5 kHz. Tasas de muestreo más altas (20-30 kHz) están necesarias si descargas unitarias son a grabar junto con la LFP.</li>
	<li>Almacenar archivos de grabación raw de los canales individuales para análisis fuera de línea.</li>
</ol>5. histología
<ol><li>Después de la terminación de la grabación, profundamente anestesiar el animal (por ejemplo, 2 g/kg cuerpo peso uretano inyectada por vía intraperitoneal). Confirmar el estado anestésico por la falta de respuesta a pellizcos.</li>
	<li>Inundar el transcardially ratón con helada salina con tampón fosfato (~ 1 min) seguida de paraformaldehído al 4% (~ 10 min) uso de métodos de perfusión intracardial estándar13. Antes de la perfusión, lesiones electrolíticas de los sitios de grabación puede ser realizada (por ejemplo, mediante la aplicación de 10-20 V de voltaje constante para hasta 1 s). Alternativamente, tintes fluorescentes aplican a las puntas de caña antes de implantación se puede utilizar para seguimiento de identificación. Se recomienda la prueba de los distintos métodos para la identificación de posiciones de los electrodos para obtener resultados óptimos con diferentes tipos de sondas de silicio.</li>
	<li>Cortar secciones de la cerebral (~ 100 μm) y mancha las rebanadas con 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 μg/mL) seguido de tres pasos de lavado en PB (cada 10 min a temperatura ambiente).</li>
	<li>Coloque las secciones en un portaobjetos de microscopio, aplique una gota de medio de inclusión y cubrir la sección con un cubreobjetos. Dejar que la incrustación medio seque durante la noche a temperatura ambiente.</li>
	<li>Con un epifluorescencia o microscopio de escaneo láser confocal, identificar la ubicación de los sitios de grabación.</li>
	<li>Para intentar la recuperación de la sonda de silicona para su uso posterior, sostenga la sonda con una pinza de cocodrilo y lanzar la sonda desde el scull derritiendo con cuidado el cemento dental con un soldador (400 ° C). ¡Tenga cuidado de no para tocar los vástagos de sondeo durante este procedimiento!</li>
	<li>Lavar la sonda con agua destilada caliente (~ 80 ° C, 15 min) seguida de solución enzimática (1% Tergazyme en agua destilada, 30 min a temperatura ambiente) y otro lavado en agua destilada (15 min). Tenga en cuenta que la tasa de éxito de la recuperación de la sonda es baja.</li>
</ol>6. CSD análisis
<ol><li>Un ambiente de análisis adecuado (por ejemplo, Python), convierte datos de la LFP de una caña individual al CSD por aproximación de la segunda derivada espacial a lo largo de la caña como <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> donde LFPn, t es la señal de la LFP en el electrodo deth nen el tiempo t y Δz es la distancia entre electroda. Tenga en cuenta que debido a las operaciones de n+ 1 y n-1, el CSD de los electrodos y de la caña no puede ser estimado, que tiene que ser tomado en consideración durante la colocación de la sonda. Aplicar la fórmula de aproximación usando un corto segmento de código que calcula la señal CSD para cada electrodo mientras iterando con el tiempo (ver archivo de código suplementario).</li>
	<li>Utilice la señal obtenida del CSD para su posterior análisis (por ejemplo, estudiando las bandas de frecuencia específicas de oscilaciones del cerebro aplicando filtros band-pass).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+oscillations+in+cortical+networks.">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li><li>Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li><li>Benchenane, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coherent+theta+oscillations+and+reorganization+of+spike+timing+in+the+hippocampal-prefrontal+network+upon+learning.">Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning.</a> Neuron. 66 (6), 921-936 (2010).</li><li>Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+hippocampal+sharp-wave+ripples+support+spatial+memory.">Awake hippocampal sharp-wave ripples support spatial memory.</a> Science. 336 (6087), 1454-1458 (2012).</li><li>Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+execution+of+working+memory+linked+to+synchronized+high-frequency+gamma+oscillations.">Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations.</a> Cell. 157 (4), 845-857 (2014).</li><li>Karalis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-Hz+oscillations+synchronize+prefrontal-amygdala+circuits+during+fear+behavior.">4-Hz oscillations synchronize prefrontal-amygdala circuits during fear behavior.</a> Nature Neuroscience. 19 (4), 605-612 (2016).</li><li>Khodagholy, D., Gelinas, J. N., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus.">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li><li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex:+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena.">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).</li><li>Laszt&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-specific+GABAergic+control+of+distinct+gamma+oscillations+in+the+CA1+hippocampus.">Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus.</a> Neuron. 81 (5), 1126-1139 (2014).</li><li>Str&#252;ber, M., Sauer, J. -. F., Jonas, P., Bartos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distance-dependent+inhibition+facilitates+focality+of+gamma+oscillations+in+the+dentate+gyrus.">Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus.</a> Nature Communications. 8 (1), 758 (2017).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The mouse brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+local+is+the+local+field+potential?.">How local is the local field potential?.</a> Neuron. 72 (5), 847-858 (2011).</li><li>Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature+selectivity+of+the+gamma-band+of+the+local+field+potential+in+primate+primary+visual+cortex.">Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex.</a> Frontiers in Neuroscience. 2 (2), 199-207 (2008).</li><li>Last&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+gamma+oscillations+in+the+distal+dendritic+field+of+the+dentate+gyrus+and+the+CA1+area+of+mouse+hippocampus.">Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus.</a> Brain Structure and Function. 222 (7), 3355-3365 (2017).</li><li>Nguyen Chi, V., M&#252;ller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Branka&#269;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice.">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li><li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes.">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).</li></ol>

Los autores no tienen nada que revelar.

Evidencias crecientes indican que las oscilaciones del cerebro en circuitos neuronales hippocampal ocurren en dominios espaciales discretos10,11,16. Análisis CSD reduce drásticamente la influencia de la conducción de volumen, un requisito previo fundamental para el estudio de eventos de oscilación local. Con este video, le ofrecemos a una guía para la implantación de sondas de silicio en el hipocampo del ratón para el an?...

Oscilaciones en la LFP están implicadas críticamente en circuitos neuronales de procesamiento de información. Cubren un amplio espectro de frecuencias, que van desde las ondas lentas (~ 1 Hz) ondulación rápida oscilaciones (~ 200 Hz)1. Bandas de frecuencia distintas se asocian con las funciones cognitivas como la memoria, el procesamiento emocional y navegación2,3,4,5,6,7. Flujo de corriente a través de membranas neuronales constituye la mayor parte de la LFP señal8. Cationes en la célula (e.g. vía activación de sinapsis excitatoria glutamatérgica) representan un fregadero actual activo (mientras carga sale el medio extracelular). En contraste, el flujo neto de carga positiva en el medio extracelular, por ejemplo por la activación de las sinapsis inhibitorias GABAérgicas, representa una fuente activa de corriente en ese lugar. En dipolos neuronales, fregaderos actuales están emparejados con fuentes pasivas y viceversa debido a la compensación de las corrientes que afectan a la carga de la membrana en sitios distantes.
El campo eléctrico producido por procesos de los nervios alejados puede también dar lugar a desviaciones considerables de voltaje en un electrodo de la grabación y así puede considerarse falsamente como un evento local. Esta conducción volumen plantea un serio desafío a la interpretación de las señales de la LFP. CSD el análisis proporciona información sobre fregaderos actuales locales y fuentes subyacentes LFP señales y por lo tanto comprende un medio para reducir el impacto de la conducción de volumen8. En laminado estructuras como el hipocampo, las señales unidimensionales de CSD pueden obtenerse por la segunda derivada espacial de la LFP grabada de perpendiculares equidistantes electrodos dispuestos en los planos laminares9. La llegada de sondas de silicona lineal disponible en el mercado ha permitido a los investigadores utilizar el método CSD para el estudio de la actividad local de la oscilación en el hipocampo. Por ejemplo, se ha demostrado que las oscilaciones gamma distintas emergen en forma de capa-específicas en el área CA1 del10. Además, análisis CSD ha identificado focos independientes de la actividad de la gamma en la capa de la célula principal de la convolución del cerebro dentada11. Importantemente, estos resultados sólo fueron evidentes en CSD local pero no en las señales de la LFP. Análisis CSD proporciona así una herramienta poderosa para ganar la penetración en las operaciones de microcircuito del hipocampo.
En este protocolo, le ofrecemos una guía completa para obtener las señales unidimensionales de CSD con sondas de silicio. Estos métodos le permiten a los usuarios investigar eventos de oscilación localizada en el hipocampo de ratones comportarse.

<table><tbody><tr><td>Crocodile clamp with stand</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D</td><td></td></tr><tr><td>Silicon probe</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-series 32</td><td></td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Varnish-insulated copper wire</td><td>B&amp;uuml;rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Ground screws</td><td>Screws &amp;amp; More GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flux</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic-tipped forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine Wax</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Soldering iron</td><td>Kurtz Ersa</td><td>OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Heat sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic electrode holder</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen concentrator</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical shaver</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Surgical clamps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Sterile cotton wipes</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G injection needle</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffer/phosphate buffered saline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic atlas</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Surgical forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>27G injection needles</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T&amp;amp;M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Recording amplifier</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>USB acquisition board</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Recording cables</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Electrical commutator</td><td>Doric lenses</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Acquisition software</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>allows platform-independent data acquisition</td></tr><tr><td>Computer for data acquisition</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analysis environment</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>allows platform-independent data analysis</td></tr><tr><td>Urethane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Embedding medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Table-top machine for the production of distilled water</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice

El potencial de campo local (LFP) surge de los movimientos de iones a través de las membranas neuronales. Puesto que el voltaje registrado por los electrodos de la LFP refleja el campo eléctrico sumado de un gran volumen de tejido cerebral, extraer información sobre la actividad local es un reto. Estudio de Microcircuitos neuronales, sin embargo, requiere una distinción fiable entre eventos verdaderamente locales y llevadas a cabo por volumen señales procedentes de áreas distantes del cerebro. Análisis de densidad (CSD) de fuente actual ofrece una solución para este problema, proporcionando información sobre actuales sumideros y fuentes en las cercanías de los electrodos. En áreas del cerebro con cytoarchitecture laminar como el hipocampo, CSD unidimensional puede obtenerse mediante la estimación de la segunda derivada espacial de la LFP. Aquí, describimos un método para grabar multilaminares LFPs utilizando sondas de silicona lineal en el hipocampo dorsal. Rastros CSD se calculan a lo largo de los vástagos de la sonda. Así, este protocolo describe un procedimiento para resolver las oscilaciones espacialmente restringida red neuronal en el hipocampo de libremente mover ratones.

La figura 1 ilustra la herramienta utilizada para la implantación de sondas de silicio. Grabaciones del silicio crónicamente implantado sondas dirigidas a la zona CA1 y la capa de la célula del gránulo de la convolución del cerebro dentate se muestran en la figura 2. Grabamos LFPs de la caña de punta de prueba en movimiento libre en el homecage. Para minimizar el efecto de la conducción de volumen, las señales obtenidas f...

Watch this Scientific Journal Video about Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice at JoVE.com

Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Este protocolo describe la grabación de potenciales de campo local con caña múltiples sondas de silicona lineal. La conversión de las señales mediante análisis de densidad de fuente actual permite la reconstrucción de la actividad eléctrica local en el hipocampo del ratón. Con esta técnica, se pueden estudiar las oscilaciones del cerebro espacialmente restringida libremente mover ratones.

Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

recording-spatially-restricted-oscillations-hippocampus-behaving

Research

JoVE Journal

Neuroscience

8.8K vistas.  University of Freiburg. Este protocolo describe la grabación de potenciales de campo local con caña múltiples sondas de silicona lineal. La conversión de las señales mediante análisis de densidad de fuente actual permite la reconstrucción de la actividad eléctrica local en el hipocampo del ratón. Con esta técnica, se pueden estudiar las oscilaciones del cerebro espacialmente restringida libremente mover ratones.

Video: Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning en la banda Theta Hippocampal<em&gt; In Vitro</em&gt;: Metodologías para la grabación del circuito septohippocampal de roedores aislados

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Investigación

Neurociencias

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetic de arrastre de las oscilaciones Theta Hippocampal en comportarse ratones

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

Corte cerebral de ratón agudo para investigar la actividad espontánea de la red de hipocampo

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedimiento De Craneotomía Para La Visualización De Las Actividades Neuronales En El Hipocampo De Comportarse Ratones

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

Registro de LFP en cerebro de ratón para investigación cognitiva y análisis de fármacos

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Autor destacado: Estudio de los impactos de los fármacos en las señales cerebrales utilizando el protocolo de registro LFP dual en ratones

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

<meta charset="utf8"></head><body>Registro de la actividad neuronal durante la navegación de la pluma de olor con imágenes de miniscopio

Miniscope Recording Calcium Signals at Hippocampus of Mice Navigating an Odor Plume

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to monitor behavior and record Ca2+ transients in dorsal CA1 stratum pyramidale neurons in the hippocampus (dCA1) in mice navigating an odor plume in a 50 cm x 50 cm x 25 cm odor arena. An epifluorescence miniscope focused through a gradient-index (GRIN) lens imaged Ca2+ transients in dCA1 neurons expressing the calcium sensor GCaMP6f in Thy1-GCaMP6f mice. The paper describes the behavioral protocol to train the mice to perform this odor plume navigation task in an automated odor arena. The methods include a step-by-step procedure for the surgery for GRIN lens implantation and baseplate placement for imaging GCaMP6f in CA1. The article provides information on real-time tracking of the mouse position to automate the start of the trials and delivery of a water reward. In addition, the protocol includes information on using an interface board to synchronize metadata describing the automation of the odor navigation task and frame times for the miniscope and a digital camera tracking mouse position. Moreover, the methods delineate the pipeline used to process GCaMP6f fluorescence movies by motion correction using the NorMCorre algorithm followed by identification of regions of interest with EXTRACT. Finally, the paper describes an artificial neural network approach to decode spatial paths from CA1 neural ensemble activity to predict mouse navigation of the odor plume.

<meta charset="utf8"></head><body>Autor destacado: Comprensión del procesamiento de la información olfativa y espacial por el cerebro con análisis del comportamiento en tiempo real

This protocol investigates the brain-behavior relationship in hippocampal CA1 in mice navigating an odor plume. We provide a step-by-step protocol, including surgery to access imaging of the hippocampus, behavioral training, miniscope GCaMP6f recording and processing of the brain, and behavioral data to decode the mouse position from ROI neural activity.

Miniscopio que registra señales de calcio en el hipocampo de ratones que navegan por una columna de olor

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to ...

Grabación espacial restringido a oscilaciones en el hipocampo de ratones de comportarse

Resumen

Explorar más videos

Capítulos en este video

Tuning en la banda Theta Hippocampal

Optogenetic de arrastre de las oscilaciones Theta Hippocampal en comportarse ratones

Corte cerebral de ratón agudo para investigar la actividad espontánea de la red de hipocampo

Procedimiento De Craneotomía Para La Visualización De Las Actividades Neuronales En El Hipocampo De Comportarse Ratones

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Registros extracelulares duales en el hipocampo y la corteza prefrontal del ratón

Miniscopio que registra señales de calcio en el hipocampo de ratones que navegan por una columna de olor

Miniscopio que registra señales de calcio en el hipocampo de ratones que navegan por una columna de olor

Miniscopio que registra señales de calcio en el hipocampo de ratones que navegan por una columna de olor