Name: recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice
Uploaded: 2018-07-01T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
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Siamo grati a Karin Winterhalter e Kerstin Semmler per assistenza tecnica. Questo lavoro è stato supportato dal cluster di eccellenza BrainLinks - BrainTools (EXC 1086) della Fondazione di ricerca tedesca.

Tutti i metodi che coinvolgono animali viventi sono stati approvati dal Friburgo Regierungspräsidium secondo il tedesco Animal Welfare Act.
1. preparati
<ol><li>Progettare e costruire lo strumento di inserimento appropriato transitoriamente portando la sonda di silicio e il connettore elettrodo durante il processo dell'impianto. Vedere la Figura 1 per un utensile costruito di esempio personalizzato.</li>
	<li>Rilasciare con attenzione il connettore sonda e l'elettrodo di silicio dalla confezione usando il forcipe con punta in ceramica.</li>
	<li>Sollevare la scheda connettore e fissare saldamente con una pinza coccodrillo collegata a uno stand.</li>
	<li>Utilizzando uno stereoscopio, allineare la sonda con lo strumento di inserimento con una pinza con punta in ceramica. Applicare uno strato di cera di paraffina fusa con un cauterizzatore per incollare la sonda per l'utensile di inserimento ~ 2 mm. Fare attenzione a non per toccare gli stinchi sonda durante questa procedura.</li>
	<li>Fissare il connettore elettrodo all'albero dello strumento di inserimento utilizzando nastro adesivo standard. Si noti che a seconda del produttore, fili di terra debba essere saldati sulla scheda connettore elettrodo prima dell'impianto. Rimuovere l'isolamento da due brevi pezzi di filo di rame isolato di vernice utilizzando saldare a stagno applicato con un saldatore (400 ° C). Saldare i fili di terra agli slot appropriato nel Consiglio del connettore di elettrodo.</li>
	<li>Rimuovere l'isolamento di due ulteriori pezzi di filo di rame. Avvolgere ogni filo di rame nudo tre volte intorno una vite in acciaio inox (diametro di 1 mm, 2 mm di lunghezza). Applicare flusso adatto a saldatura acciaio e saldare il filo di rame a fondo il tappo a vite. Assicurarsi che il fondo metà del filetto di vite rimane libero di saldare a stagno.</li>
	<li>Utilizzare un multimetro standard per controllare un contatto elettrico tra filo e vite.</li>
	<li>Disinfettare gli stinchi della sonda silicio e le viti di terra mediante immersione in etanolo al 70% (10 s).</li>
	<li>Preparare un coperchio di protezione per l'impianto di sonda tagliando la testa di una pipetta Pasteur di plastica a metà.</li>
</ol>2. l'impianto chirurgia
<ol><li>Sterilizzare gli strumenti chirurgici (forbici, pinze a punta fine, clamp chirurgiche) con uno sterilizzatore caldo perlina. Pulire tutte le superfici con etanolo al 70%.</li>
	<li>Indurre l'anestesia con isoflurano 3% in ossigeno erogato a ~ 1 L/min.<ol>
<li>Per la manutenzione, utilizzare 1-1.5% isoflurane. Si noti che la concentrazione di isoflurane per ottenere tolleranza chirurgica necessaria può variare da animale ad animale.</li>
		<li>Tolleranza di chirurgica stabile si ottiene quando l'animale non risponde a punta-pizzicamento. Monitorare il tasso di respirazione del mouse e se necessario, regolare la concentrazione di isoflurane.</li>
		<li>Applicare unguento per gli occhi dell'animale per evitare l'essiccazione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Montare il mouse in una cornice stereotassica inserendo delicatamente bar orecchio nel condotto uditivo. Una volta che la testa del mouse è stabilizzata tramite le barre di orecchio, è possibile posizionare un pezzo di bocca sopra il muso per il recapito continuo isoflurano. Posizionare il mouse sul tovagliolo o pad sopra un rilievo del heating e iniettare per via sottocutanea buprenorfina (0,05 - 0,1 mg/kg di peso corporeo) per garantire l'analgesia postoperatoria.</li>
	<li>Radersi la testa con un rasoio standard e disinfettare la pelle con etanolo al 70%. Utilizzando le forbici chirurgiche, fare un'incisione nella pelle lungo la linea mediana del cranio e aprire la pelle utilizzando pinze chirurgiche.</li>
	<li>Allineare la testa dell'animale con l'ausilio di uno strumento di allineamento stereotassica a livello bregma e lambda. Ci dovrebbe essere meno di 50 µm di offset di altezza tra bregma e lambda. Inoltre, la testa lungo l'asse mediolateral misurando la profondità dal bregma al cranio in superficie al livello definito Distanze destra e sinistra (ad es., 1 mm a sinistra e destra di bregma). Se necessario, regolare l'inclinazione della testa.</li>
	<li>Pulire la testina con 3% di perossido di idrogeno e asciugare con salviette di cotone sterile.</li>
	<li>Determinare la posizione del craniotomy rispetto al bregma utilizzando un appropriato Atlante stereotassiche12.</li>
	<li>Utilizzando una testa del trivello di 0.9 mm, praticare due fori per le viti nell'osso sopra il cervelletto per posizionare le viti di terra e di riferimento. Inoltre, 1-3 fori per viti di ancoraggio sono desiderabili per stabilizzare l'impianto. La posizione delle viti di ancoraggio dipenderà la posizione del craniotomy. Per l'impianto nell'ippocampo, posizionare le viti di ancoraggio sopra corteccia frontale omolaterale e parietale controlaterale. Inserire le viti nell'osso con un cacciavite adatto. Fare attenzione a non per penetrare nel cervello.</li>
	<li>Eseguire il craniotomy fluidificando lentamente il cranio con il trapano in un'area rettangolare intorno al lato dell'impianto. Inumidire frequentemente l'osso con tampone fosfato sterile (PB). Il cranio assottigliato rimanente possa essere delicatamente trafitto e rimosso con l'aiuto di un ago sottile di iniezione (27G) e un paio di pinzette.</li>
	<li>Perforare con attenzione il mater di dura con un sottile ago per iniezione (27G). Formare un piccolo gancio piegando la punta dell'ago con un paio di pinzette e tirare il dura per la rimozione. Applicare PB per evitare che la superficie del cervello dall'asciugarsi.</li>
	<li>Montare l'utensile di inserimento elettrodo su un supporto stereotassica, zero la sonda il bregma e muovere la sonda alle coordinate stereotassiche sopra il craniotomy. Lentamente penetrare la superficie del cervello. Assicurarsi di che non piegare gli alberi di sonda. Evitare l'impianto attraverso i vasi sanguigni.</li>
	<li>Abbassare lentamente la sonda fino a ~ 200 µm sopra la profondità desiderata. Coprire il craniotomy e tibia della sonda silicio con vaselina sterile per la protezione. Applicare il cemento dentale per fissare la base della sonda e la vite di ancoraggio nel cranio.</li>
	<li>Proprio dopo l'applicazione del cemento, muovere lentamente la sonda fino alla profondità di destinazione. Dopo l'applicazione del cemento riduce il movimento laterale della sonda e garantisce danno di tessuto minimo nella zona di destinazione, avanzando l'ultima ~ 200 µm. Si noti che il tempo di polimerizzazione del cemento utilizzato può influenzare questo passaggio del protocollo. Con rapido indurimento cemento, omettere questo passaggio e di impianto direttamente la sonda fino alla profondità di destinazione al fine di evitare danni alla sonda di silicio.</li>
	<li>Dopo che il cemento ha guarito, rilasciare la sonda dallo strumento di inserimento fondendo la cera con un cauterizzatore.</li>
	<li>Rilasciare il connettore piastra dal dispositivo di inserimento e posizionarlo in un punto adatto sul cranio utilizzando una pinza coccodrillo connesso all'handle di inserimento. In caso l'impianto sonda nell'ippocampo, posizionare la scheda di connettore sull'osso parietale controlaterale. Fissare il connettore a bordo al cranio mediante cemento dentale.</li>
	<li>Saldare i fili di terra e di riferimento della scheda connettore per i cavi fissati alle due viti sopra il cervelletto.</li>
	<li>Tagliare il coperchio di protezione all'altezza corretta e metterlo sopra la sonda di silicio. Fissare il coperchio del connettore piastra e cranio utilizzando cemento dentale, evitando la pelle intorno le esposte del cranio. Solitamente non è necessario suturare la pelle intorno al sito di impianto.</li>
</ol>3. il recupero dopo l'intervento chirurgico
<ol><li>Applicare il trattamento analgesico appropriato per almeno 2 giorni (ad es. le iniezioni sottocutanee di buprenorfina ogni 6 h durante il giorno e nell'acqua da bere durante la notte combinato con carprofen (4-5 mg/kg di peso corporeo) per via sottocutanea ogni 24 h). Singolo-alloggiamento è consigliato per evitare danni all'impianto.</li>
	<li>Consentire almeno una settimana per il recupero. Consultare le linee guida locali benessere degli animali.</li>
</ol>4. acquisizione dati
<ol><li>LFPs record da topi utilizzando un sistema di acquisizione dati adatto collegato tramite un commutatore di muoversi liberamente. Per acquisire LFPs, utilizzano una frequenza di campionamento di 1-5 kHz. Frequenze di campionamento più elevati (20-30 kHz) sono necessari se gli scarichi unitario devono essere registrati con la LFP.</li>
	<li>Memorizzare i file di registrazione raw dei singoli canali per l'analisi offline.</li>
</ol>5. istologia
<ol><li>Dopo il completamento della registrazione, profondamente anestetizzare l'animale (per esempio 2 g/kg corpo peso uretano iniettato intraperitonealmente). Confermare lo stato anestetico dalla mancanza di risposta a pizzicare le dita.</li>
	<li>Irrorare il mouse via con gelida tampone fosfato salino (~ 1 min) seguita da paraformaldeide al 4% (~ 10 min) utilizzando standard intracardiaca aspersione metodi13. Prima di aspersione, lesioning elettrolitico dei siti di registrazione potrebbe da eseguire (ad es. mediante l'applicazione di 10-20 V di tensione costante per fino a 1 s). In alternativa, tinture fluorescenti applicato alle punte gambo prima che l'impianto può essere utilizzato per tenere traccia di identificazione. Prova i vari metodi per l'identificazione delle posizioni di elettrodo per ottenere risultati ottimali con diversi tipi di sonde di silicio è raccomandato.</li>
	<li>Tagliare sezioni del cervello (~ 100 µm) e macchiare le fette con 4'-6-diamidino-2-phenylindole (DAPI, 1 µ g/mL) seguita da tre lavaggi in PB (ogni 10 min a temperatura ambiente).</li>
	<li>Posto le sezioni su un vetrino da microscopio, applicare una goccia di mezzo di inclusione e coprire la sezione con un vetrino coprioggetto. Lasciate che l'incasso media asciugare durante la notte a temperatura ambiente.</li>
	<li>Utilizzando un epifluorescenza o microscopio confocale a scansione laser, identificare la posizione dei siti di registrazione.</li>
	<li>Per tentare il recupero della sonda silicio per un ulteriore uso, tenere la sonda con un morsetto a coccodrillo e rilasciare la sonda dal cranio fondendo attentamente il cemento dentale con un saldatore (400 ° C). Fare attenzione a non per toccare gli stinchi sonda durante questa procedura!</li>
	<li>Lavare la sonda con acqua distillata (~ 80 ° C, 15 min) seguita da una soluzione enzimatica (1% Tergazyme in acqua distillata, 30 min a temperatura ambiente) e passo un altro lavaggio in acqua distillata (15 min). Nota che il tasso di successo di recupero sonda è basso.</li>
</ol>6. CSD analisi
<ol><li>Utilizzando un ambiente di analisi adeguati (ad es. Python), convertire dati LFP di un gambo di singolo per CSD approssimando la seconda derivata spaziale lungo la tibia come <img alt="Equation" src="/files/ftp_upload/57714/57714eq1.jpg"> dove LFPn, t è il segnale LFP sull'elettrodo nth al tempo t e Δz è la spaziatura inter-elettrodo. Si noti che a causa della n-1 e n+ 1 operazioni, il CSD degli elettrodi primi e l'ultimi del gambo non può essere stimata, che deve essere preso in considerazione durante il posizionamento della sonda. Implementare la formula di approssimazione utilizzando un breve segmento di codice che calcola il segnale CSD per ciascun elettrodo durante lo scorrimento nel tempo (Vedi File di codice supplementare).</li>
	<li>Utilizzare il segnale CSD ottenuto per ulteriori analisi (ad esempio, studiando specifiche bande di frequenza delle oscillazioni del cervello applicando filtri passa-banda).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Buzs&#225;ki, G., Draguhn, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+oscillations+in+cortical+networks.">Neuronal oscillations in cortical networks.</a> Science. 304 (5679), 1926-1929 (2004).</li><li>Keefe, J., Recce, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phase+relationship+between+hippocampal+place+units+and+the+EEG+theta+rhythm.">Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm.</a> Hippocampus. 3 (3), 317-330 (1993).</li><li>Benchenane, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coherent+theta+oscillations+and+reorganization+of+spike+timing+in+the+hippocampal-prefrontal+network+upon+learning.">Coherent theta oscillations and reorganization of spike timing in the hippocampal-prefrontal network upon learning.</a> Neuron. 66 (6), 921-936 (2010).</li><li>Jadhav, S. P., Kemere, C., German, P. W., Frank, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Awake+hippocampal+sharp-wave+ripples+support+spatial+memory.">Awake hippocampal sharp-wave ripples support spatial memory.</a> Science. 336 (6087), 1454-1458 (2012).</li><li>Yamamoto, J., Suh, J., Takeuchi, D., Tonegawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Successful+execution+of+working+memory+linked+to+synchronized+high-frequency+gamma+oscillations.">Successful execution of working memory linked to synchronized high-frequency gamma oscillations.</a> Cell. 157 (4), 845-857 (2014).</li><li>Karalis, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=4-Hz+oscillations+synchronize+prefrontal-amygdala+circuits+during+fear+behavior.">4-Hz oscillations synchronize prefrontal-amygdala circuits during fear behavior.</a> Nature Neuroscience. 19 (4), 605-612 (2016).</li><li>Khodagholy, D., Gelinas, J. N., Buzs&#225;ki, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Learning-enhanced+coupling+between+ripple+oscillations+in+association+cortices+and+hippocampus.">Learning-enhanced coupling between ripple oscillations in association cortices and hippocampus.</a> Science. 358 (6361), 369-372 (2017).</li><li>Buzs&#225;ki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+origin+of+extracellular+fields+and+currents--EEG,+ECoG,+LFP+and+spikes.">The origin of extracellular fields and currents--EEG, ECoG, LFP and spikes.</a> Nature Reviews Neuroscience. 13 (6), 407-420 (2012).</li><li>Mitzdorf, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Current+source-density+method+and+application+in+cat+cerebral+cortex:+investigation+of+evoked+potentials+and+EEG+phenomena.">Current source-density method and application in cat cerebral cortex: investigation of evoked potentials and EEG phenomena.</a> Physiological Reviews. 65 (1), 37-100 (1985).</li><li>Laszt&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Layer-specific+GABAergic+control+of+distinct+gamma+oscillations+in+the+CA1+hippocampus.">Layer-specific GABAergic control of distinct gamma oscillations in the CA1 hippocampus.</a> Neuron. 81 (5), 1126-1139 (2014).</li><li>Str&#252;ber, M., Sauer, J. -. F., Jonas, P., Bartos, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distance-dependent+inhibition+facilitates+focality+of+gamma+oscillations+in+the+dentate+gyrus.">Distance-dependent inhibition facilitates focality of gamma oscillations in the dentate gyrus.</a> Nature Communications. 8 (1), 758 (2017).</li><li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The mouse brain in stereotaxic coordinates. , (2007).</li><li>Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Whole+animal+perfusion+fixation+for+rodents.">Whole animal perfusion fixation for rodents.</a> Journal of Visualized Experiments. (65), e3564 (2012).</li><li>Kajikawa, Y., Schroeder, C. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=How+local+is+the+local+field+potential?.">How local is the local field potential?.</a> Neuron. 72 (5), 847-858 (2011).</li><li>Berens, P., Keliris, G. A., Ecker, A. S., Logothetis, N. K., Tolias, A. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature+selectivity+of+the+gamma-band+of+the+local+field+potential+in+primate+primary+visual+cortex.">Feature selectivity of the gamma-band of the local field potential in primate primary visual cortex.</a> Frontiers in Neuroscience. 2 (2), 199-207 (2008).</li><li>Last&#243;czi, B., Klausberger, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Distinct+gamma+oscillations+in+the+distal+dendritic+field+of+the+dentate+gyrus+and+the+CA1+area+of+mouse+hippocampus.">Distinct gamma oscillations in the distal dendritic field of the dentate gyrus and the CA1 area of mouse hippocampus.</a> Brain Structure and Function. 222 (7), 3355-3365 (2017).</li><li>Nguyen Chi, V., M&#252;ller, C., Wolfenstetter, T., Yanovsky, Y., Draguhn, A., Tort, A. B. L., Branka&#269;k, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hippocampal+respiration-driven+rhythm+distinct+from+theta+oscillations+in+awake+mice.">Hippocampal respiration-driven rhythm distinct from theta oscillations in awake mice.</a> Journal of Neuroscience. 36 (1), 162-177 (2016).</li><li>Chung, J., Sharif, F., Jung, D., Kim, S., Royer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-drive+and+headgear+for+chronic+implant+and+recovery+of+optoelectronic+probes.">Micro-drive and headgear for chronic implant and recovery of optoelectronic probes.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2773 (2017).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Crescenti evidenze indicano che le oscillazioni del cervello in circuiti neuronali ippocampali si presentano in domini spaziali discreti10,11,16. Analisi CSD riduce drasticamente l'influenza della conduzione di volume, un presupposto fondamentale per lo studio degli eventi di oscillazione locale. Con questo video, forniamo una guida per impiantare punte in silicio nell'ippocampo del mouse per l'analisi dei dati CSD. Vi mostriamo...

Oscillazioni in LFP sono criticamente coinvolti nell'elaborazione di circuiti neuronali dell'informazione. Essi coprono un ampio spettro di frequenze, che vanno da onde lente (~ 1 Hz) a ripple veloce oscillazioni (~ 200 Hz)1. Bande di frequenza distinte sono associati con funzioni cognitive tra cui memoria, elaborazione emotiva e navigazione2,3,4,5,6,7. Flusso di corrente attraverso le membrane neuronali costituisce la più grande parte del segnale LFP8. Cationi di entrare nella cellula (per esempio attraverso l'attivazione di sinapsi eccitatorie glutammatergiche) rappresentano un dissipatore attivo corrente (come carica lascia medium extracellulare). Al contrario, flusso netto di carica positiva al medium extracellulare, ad esempio dall'attivazione delle sinapsi inibitorie di neuroni GABAergici, raffigura una fonte di corrente attiva in quella posizione. In un neurone dipoli, sink corrente sono accoppiati con fonti passive e viceversa a causa di correnti elettriche che interessano la membrana carica ai luoghi distanti di compensazione.
Il campo elettrico prodotto da remoti processi neurali può anche provocare deviazioni notevole tensione su un elettrodo di registrazione e così potrebbe essere erroneamente considerato come un evento locale. Questa conduzione di volume pone una seria sfida per l'interpretazione dei segnali LFP. CSD analisi fornisce informazioni locali corrente Lavelli e fonti sottostante LFP segnali e quindi costituito un mezzo per ridurre l'impatto del volume di conduzione8. In laminato strutture come l'ippocampo, unidimensionale CSD segnali possono essere ottenuti dalla seconda derivata spaziale di LFP registrata dalla perpendicolare equidistante elettrodi disposti ai piani laminare9. L'avvento di silicio lineare commercialmente disponibili sonde ha permesso ai ricercatori di utilizzare il metodo CSD per lo studio dell'attività di oscillazione locale nell'ippocampo. Ad esempio, è stato dimostrato che le oscillazioni gamma distinte emergono in maniera strato-specifica nella zona CA110. Inoltre, l'analisi CSD ha identificato indipendente hot spot di attività gamma nello strato delle cellule principali del giro dentato11. D'importanza, questi risultati erano solo apparenti in CSD locale ma non in segnali LFP. Analisi CSD fornisce così un potente strumento per guadagnare la comprensione nelle operazioni microcircuito dell'ippocampo.
In questo protocollo, forniamo una guida completa per ottenere segnali di CSD unidimensionali con punte in silicio. Questi metodi consentirà agli utenti di studiare gli eventi di oscillazione localizzato nell'ippocampo dei topi si comporta.

<table><tbody><tr><td>Crocodile clamp with stand</td><td>Reichelt Elektronik</td><td>HALTER ZD-10D</td><td></td></tr><tr><td>Silicon probe</td><td>Cambridge Neurotech</td><td>P-series 32</td><td></td></tr><tr><td>Stereoscope</td><td>Olympus</td><td>SZ51</td><td></td></tr><tr><td>Varnish-insulated copper wire</td><td>B&amp;uuml;rklin Elektronik</td><td>89 F 232</td><td></td></tr><tr><td>Ground screws</td><td>Screws &amp;amp; More GmbH (screwsandmore.de)</td><td>DIN 84 A2 M1x2</td><td></td></tr><tr><td>Flux</td><td>Stannol</td><td>114018</td><td></td></tr><tr><td>Ceramic-tipped forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11210-60</td><td></td></tr><tr><td>Paraffine Wax</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>327204</td><td></td></tr><tr><td>Cauterizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>Soldering iron</td><td>Kurtz Ersa</td><td>OIC1300</td><td></td></tr><tr><td>Multimeter</td><td>Uni-T</td><td>UT61C</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol</td><td>Carl Roth</td><td>9065.1</td><td></td></tr><tr><td>Pasteur pipettes</td><td>Carl Roth</td><td>EA65.1</td><td></td></tr><tr><td>Heat sterilizer</td><td>Fine Science Tools</td><td>18000-45</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic frame</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic electrode holder</td><td>David Kopf</td><td>Model 1900</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Abbvie</td><td>B506</td><td></td></tr><tr><td>Oxygen concentrator</td><td>Respironix</td><td>1020007</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorphine</td><td>Indivior UK Limited</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Electrical shaver</td><td>Tondeo</td><td>Eco-XS</td><td></td></tr><tr><td>Heating pad</td><td>Thermolux</td><td>463265/-67</td><td></td></tr><tr><td>Surgical clamps</td><td>Fine Science Tools</td><td>18050-28</td><td></td></tr><tr><td>Hydrogen peroxide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H1009</td><td></td></tr><tr><td>Sterile cotton wipes</td><td>Carl Roth</td><td>EH12.1</td><td></td></tr><tr><td>Drill</td><td>Proxxon</td><td>Micromot 230/E</td><td></td></tr><tr><td>21G injection needle</td><td>B. Braun</td><td>4657527</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate buffer/phosphate buffered saline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaxic atlas</td><td>Elsevier</td><td>9.78012E+12</td><td></td></tr><tr><td>Surgical scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>14094-11</td><td></td></tr><tr><td>Surgical forceps</td><td>Fine Science Tools</td><td>11272-40</td><td></td></tr><tr><td>27G injection needles</td><td>B. Braun</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>Vaseline</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Dental cement</td><td>Sun Medical</td><td>SuperBond T&amp;amp;M</td><td></td></tr><tr><td>Carprofen</td><td>Zoetis</td><td>Rimadyl 50mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Recording amplifier</td><td>Intan Technologies</td><td>C3323</td><td></td></tr><tr><td>USB acquisition board</td><td>Intan Technologies</td><td>C3004</td><td></td></tr><tr><td>Recording cables</td><td>Intan Technologies</td><td>C3216</td><td></td></tr><tr><td>Electrical commutator</td><td>Doric lenses</td><td>HRJ-OE_FC_12_HARW</td><td></td></tr><tr><td>Acquisition software</td><td>OpenEphys (www.open-ephys.org)</td><td>GUI</td><td>allows platform-independent data acquisition</td></tr><tr><td>Computer for data acquisition</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Analysis environment</td><td>Python (www.python.org)</td><td></td><td>allows platform-independent data analysis</td></tr><tr><td>Urethane</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vibratome</td><td>Leica</td><td>VT1000</td><td></td></tr><tr><td>Microscope slides</td><td>Carl Roth</td><td>H868.1</td><td></td></tr><tr><td>Cover slips</td><td>Carl Roth</td><td>H878.2</td><td></td></tr><tr><td>Embedding medium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>81381-50G</td><td></td></tr><tr><td>Distilled water</td><td>Millipore</td><td>Milli Q</td><td>Table-top machine for the production of distilled water</td></tr><tr><td>Tergazyme</td><td>Alconox</td><td>Tergazyme</td><td></td></tr></tbody></table>

recording spatially restricted oscillations in the hippocampus of behaving mice

Il potenziale di campo locale (LFP) emerge dai movimenti di ioni attraverso le membrane neurali. Poiché la tensione registrata dagli elettrodi LFP riflette il campo elettrico sommato di un grande volume di tessuto cerebrale, l'estrazione di informazioni sulle attività locali è impegnativo. Studiare un neurone microcircuiti, tuttavia, richiede una distinzione certa tra eventi veramente locali e volume-condotto segnali provenienti da zone lontane del cervello. Analisi di densità (CSD) di origine corrente offre una soluzione per questo problema fornendo informazioni sulle origini in prossimità degli elettrodi e i sink corrente. Nelle aree del cervello con laminare cytoarchitecture quale l'ippocampo, CSD unidimensionale può essere ottenuto calcolando la derivata seconda spaziale della LFP. Qui, descriviamo un metodo per registrare multilaminare LFPs usando le sonde lineari silicio impiantati nell'ippocampo dorsale. CSD tracce vengono calcolate lungo singoli steli della sonda. Questo protocollo descrive così una procedura per risolvere oscillazioni spazialmente limitata rete neuronale nell'ippocampo dei topi liberi di muoversi.

La figura 1 illustra l'utensile utilizzato per l'impianto di silicio. Registrazioni dal silicio cronicamente impiantato sonde come target l'area CA1 e lo strato delle cellule del granello di circonvoluzione dentata sono mostrati nella Figura 2. Abbiamo registrato LFPs dalla tibia sonda durante la libera circolazione nella homecage. Per minimizzare l'effetto della conduzione di volume, i segnali ottenuti sono stati convertiti alla...

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Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Questo protocollo descrive la registrazione dei potenziali di campo locale con Multi-Tibia punte in silicio lineare. Conversione dei segnali mediante analisi di densità di corrente sorgente consente la ricostruzione dell'attività elettrica locale nell'ippocampo del mouse. Con questa tecnica, le oscillazioni nello spazio limitato del cervello possono essere studiate in topi liberi di muoversi.

Registrazione spazialmente limitate oscillazioni nell'ippocampo dei topi di comportarsi

The local field potential (LFP) emerges from ion movements across neural membranes. Since the voltage recorded by LFP electrodes reflects the summed ...

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JoVE Journal

Neuroscience

8.8K Views.  University of Freiburg. Questo protocollo descrive la registrazione dei potenziali di campo locale con Multi-Tibia punte in silicio lineare. Conversione dei segnali mediante analisi di densità di corrente sorgente consente la ricostruzione dell'attività elettrica locale nell'ippocampo del mouse. Con questa tecnica, le oscillazioni nello spazio limitato del cervello possono essere studiate in topi liberi di muoversi.

Video: Recording Spatially Restricted Oscillations in the Hippocampus of Behaving Mice

Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of neurons and circuits requires methods with the spatial selectivity and temporal resolution appropriate for mechanistic analysis of neural ensembles in the behaving animal, i.e. recording of representatively large samples of isolated single neurons. Ensemble monitoring of neuronal activity has progressed remarkably in the past decade in both small and large-brained animals, including human subjects1-11. Multiple-site recording with silicon-based devices are particularly effective because of their scalability, small volume and geometric design.
Here, we describe methods for recording multiple single neurons and local field potential in behaving rodents, using commercially available micro-machined silicon probes with custom-made accessory components. There are two basic options for interfacing silicon probes to preamplifiers: printed circuit boards and flexible cables. Probe supplying companies (<a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a>; <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a>; <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/</a>) usually provide the bonding service and deliver probes bonded to printed circuit boards or flexible cables. Here, we describe the implantation of a 4-shank, 32-site probe attached to flexible polyimide cable, and mounted on a movable microdrive. Each step of the probe preparation, microdrive construction and surgery is illustrated so that the end user can easily replicate the process.

We describe methods for large-scale recording of multiple single units and local field potential in behaving rodents with silicon probes. Drive fabrication, probe attachment to the drive and probe implantation processes are illustrated in sufficient details for easy replication.

Su larga scala di registrazione dei neuroni da sonde mobili in silicio Comportarsi Roditori

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

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Neuroscienze

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent improvements in methodologies and applications for the study of theta oscillations. A simple characterization of the isolated hippocampal preparation is presented whereby the relationship between internal hippocampal theta oscillators is examined together with the activity of pyramidal cells, and GABAergic interneurons, of the cornu ammonis-1 (CA1) and subiculum (SUB) areas. Overall, we show that the isolated hippocampus is capable of generating intrinsic theta oscillations in vitro and that rhythmicity generated within the hippocampus can be precisely manipulated by optogenetic stimulation of parvalbumin-positive (PV) interneurons. The in vitro isolated hippocampal preparation offers a unique opportunity to use simultaneous field and intracellular patch-clamp recordings from visually-identified neurons to better understand the mechanisms underlying theta rhythm generation.

Tuning in the Hippocampal Theta Band In Vitro: Methodologies for Recording from the Isolated Rodent Septohippocampal Circuit

Here, we present a protocol for recording rhythmic neuronal network theta and gamma oscillations from an isolated whole hippocampal preparation. We describe the experimental steps from extraction of the hippocampus to details of field, unitary and whole-cell patch clamp recordings as well as optogenetic pacing of the theta rhythm.

Tuning nella Banda Theta Ippocampale<em&gt; In vitro</em&gt;: Metodologie per la registrazione dal circuito isolante di roditore Septohippocampal

This protocol outlines the procedures for preparing and recording from the isolated whole hippocampus, of WT and transgenic mice, along with recent ...

Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools to selectively manipulate brain rhythms. Here we describe an approach combining projection-specific optogenetics with extracellular electrophysiology for high-fidelity control of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The specificity of the optogenetic entrainment is achieved by targeting channelrhodopsin-2 (ChR2) to the GABAergic population of medial septal cells, crucially involved in the generation of hippocampal theta oscillations, and a local synchronized activation of a subset of inhibitory septal afferents in the hippocampus. The efficacy of the optogenetic rhythm control is verified by a simultaneous monitoring of the local field potential (LFP) across lamina of the CA1 area and/or of neuronal discharge. Using this readily implementable preparation we show efficacy of various optogenetic stimulation protocols for induction of theta oscillations and for the manipulation of their frequency and regularity. Finally, a combination of the theta rhythm control with projection-specific inhibition addresses the readout of particular aspects of the hippocampal synchronization by efferent regions.

We describe the use of optogenetics and electrophysiological recordings for selective manipulations of hippocampal theta oscillations (5-10 Hz) in behaving mice. The efficacy of the rhythm entrainment is monitored using local field potential. A combination of opto- and pharmacogenetic inhibition addresses the efferent readout of hippocampal synchronization.

Optogenetica trascinamenti di teta Hippocampal oscillazioni nel comportarsi topi

Extensive data on relationships of neural network oscillations to behavior and organization of neuronal discharge across brain regions call for new tools ...

Acute Mouse Brain Slicing to Investigate Spontaneous Hippocampal Network Activity

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell resolution using electrophysiology, microscopy, and pharmacology. However, a major consideration in the design of in vitro experiments is the extent to which different slice preparations recapitulate naturalistic patterns of neural activity as observed in vivo. In the intact brain, the hippocampal network generates highly synchronized population activity reflective of the behavioral state of the animal, as exemplified by the sharp-wave ripple complexes (SWRs) that occur during waking consummatory states or non-REM sleep. SWRs and other forms of network activity can emerge spontaneously in isolated hippocampal slices under appropriate conditions. In order to apply the powerful brain slice toolkit to the investigation of hippocampal network activity, it is necessary to utilize an approach that optimizes tissue health and the preservation of functional connectivity within the hippocampal network. Mice are transcardially perfused with cold sucrose-based artificial cerebrospinal fluid. Horizontal slices containing the hippocampus are cut at a thickness of 450 &#956;m to preserve synaptic connectivity. Slices recover in an interface-style chamber and are transferred to a submerged chamber for recordings. The recording chamber is designed for dual surface superfusion of artificial cerebrospinal fluid at a high flow rate to improve oxygenation of the slice. This protocol yields healthy tissue suitable for the investigation of complex and spontaneous network activity in vitro.

This protocol describes the preparation of horizontal hippocampal-entorhinal cortex (HEC) slices from mice exhibiting spontaneous sharp-wave ripple activity. Slices are incubated in a simplified interface holding chamber and recordings are performed under submerged conditions with fast-flowing artificial cerebrospinal fluid to promote tissue oxygenation and the spontaneous emergence of network-level activity.

Affezione cerebrale acuta del topo per indagare sull'attività spontanea della rete ippocampale

Acute rodent brain slicing offers a tractable experimental approach to gain insight into the organization and function of neural circuits with single-cell ...

Craniotomy Procedure for Visualizing Neuronal Activities in Hippocampus of Behaving Mice

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit functions in systems neuroscience. However, high absorbance and scattering of light in mammalian tissue limit intravital imaging mostly to superficial brain regions, leaving deep-brain areas, such as the hippocampus, out of reach for optical microscopy. In this video, we show the preparation and implantation of the custom-made imaging window to enable chronic in vivo imaging of the dorsal hippocampal CA1 region in head-fixed behaving mice. The custom-made window is supplemented with an infusion cannula that allows targeted delivery of viral vectors and drugs to the imaging area. By combining this preparation with wide-field imaging, we performed a long-term recording of neuronal activity using a fluorescent calcium indicator from large subsets of neurons in behaving mice over several weeks. We also demonstrated the applicability of this preparation for voltage imaging with single-spike resolution. High-performance genetically encoded indicators of neuronal activity and scientific CMOS cameras allowed the recurrent visualization of subcellular morphological details of single neurons at high temporal resolution. We also discuss the advantages and potential limitations of the described method and its compatibility with other imaging techniques.

This article demonstrates the preparation of a custom-made imaging window supplemented with infusion cannula and its implantation onto the CA1 region of the hippocampus in mice.

Procedura craniotomia per la visualizzazione delle attività neuronali nell'ippocampo dei topi che si comportano

Imaging neuronal activities at single-cell resolution in awake behaving animals is a very powerful approach for the investigation of neural circuit ...

Registrazione LFP nel cervello di topo per la ricerca cognitiva e l'analisi dei farmaci

Dual Extracellular Recordings in the Mouse Hippocampus and Prefrontal Cortex

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal populations. It serves as a crucial tool in cognitive research, particularly in brain regions like the hippocampus and prefrontal cortex. Dual LFP recordings between these areas are of particular interest as they allow the exploration of interregional signal communication. However, methods for performing these recordings are rarely described, and most commercial recording devices are either expensive or lack adaptability to accommodate specific experimental designs. This study presents a comprehensive protocol for performing dual-electrode LFP recordings in the mouse hippocampus and the prefrontal cortex to investigate the effects of antipsychotic drugs and potassium channel modulators on LFP properties in these areas. The technique enables the measurement of LFP properties, including power spectra within each brain region and coherence between the two. Additionally, a low-cost, custom-designed recording device has been developed for these experiments. In summary, this protocol provides a means to record signals with high signal-to-noise ratios in different brain regions, facilitating the investigation of interregional information communication within the brain.

Autore in primo piano: Studio dell'impatto dei farmaci sui segnali cerebrali utilizzando il protocollo di registrazione a doppio LFP nei topi

This protocol outlines the use of a custom-designed recording device and electrodes to record local field potentials and investigate information flow in the mouse hippocampus and prefrontal cortex.

Doppie registrazioni extracellulari nell'ippocampo del topo e nella corteccia prefrontale

The technique of recording local field potentials (LFPs) is an electrophysiological method used to measure the electrical activity of localized neuronal ...

<meta charset="utf8"></head><body>Registrazione dell'attività neuronale durante la navigazione del pennacchio di odori con l'imaging miniscopio

Miniscope Recording Calcium Signals at Hippocampus of Mice Navigating an Odor Plume

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to monitor behavior and record Ca2+ transients in dorsal CA1 stratum pyramidale neurons in the hippocampus (dCA1) in mice navigating an odor plume in a 50 cm x 50 cm x 25 cm odor arena. An epifluorescence miniscope focused through a gradient-index (GRIN) lens imaged Ca2+ transients in dCA1 neurons expressing the calcium sensor GCaMP6f in Thy1-GCaMP6f mice. The paper describes the behavioral protocol to train the mice to perform this odor plume navigation task in an automated odor arena. The methods include a step-by-step procedure for the surgery for GRIN lens implantation and baseplate placement for imaging GCaMP6f in CA1. The article provides information on real-time tracking of the mouse position to automate the start of the trials and delivery of a water reward. In addition, the protocol includes information on using an interface board to synchronize metadata describing the automation of the odor navigation task and frame times for the miniscope and a digital camera tracking mouse position. Moreover, the methods delineate the pipeline used to process GCaMP6f fluorescence movies by motion correction using the NorMCorre algorithm followed by identification of regions of interest with EXTRACT. Finally, the paper describes an artificial neural network approach to decode spatial paths from CA1 neural ensemble activity to predict mouse navigation of the odor plume.

<meta charset="utf8"></head><body>Autore in primo piano: Comprensione dell'elaborazione delle informazioni olfattive e spaziali da parte del cervello con l'analisi comportamentale in tempo reale</p

This protocol investigates the brain-behavior relationship in hippocampal CA1 in mice navigating an odor plume. We provide a step-by-step protocol, including surgery to access imaging of the hippocampus, behavioral training, miniscope GCaMP6f recording and processing of the brain, and behavioral data to decode the mouse position from ROI neural activity.

Miniscopio che registra i segnali di calcio nell'ippocampo dei topi che navigano in un pennacchio di odori

Mice navigate an odor plume with a complex spatiotemporal structure in the dark to find the source of odorants. This article describes a protocol to ...

Registrazione spazialmente limitate oscillazioni nell'ippocampo dei topi di comportarsi

Riepilogo

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Capitoli in questo video

Su larga scala di registrazione dei neuroni da sonde mobili in silicio Comportarsi Roditori

Tuning nella Banda Theta Ippocampale

Optogenetica trascinamenti di teta Hippocampal oscillazioni nel comportarsi topi

Affezione cerebrale acuta del topo per indagare sull'attività spontanea della rete ippocampale

Procedura craniotomia per la visualizzazione delle attività neuronali nell'ippocampo dei topi che si comportano

Doppie registrazioni extracellulari nell'ippocampo del topo e nella corteccia prefrontale

Doppie registrazioni extracellulari nell'ippocampo del topo e nella corteccia prefrontale

Doppie registrazioni extracellulari nell'ippocampo del topo e nella corteccia prefrontale

Miniscopio che registra i segnali di calcio nell'ippocampo dei topi che navigano in un pennacchio di odori

Miniscopio che registra i segnali di calcio nell'ippocampo dei topi che navigano in un pennacchio di odori