La investigación se centra en el diseño de fármacos asistido por ordenador para desarrollar nuevos fármacos innovadores o reutilizar fármacos ya existentes para enfermedades relacionadas con África. Bien, en nuestro campo actualmente, tenemos muchas aplicaciones de aprendizaje automático que la gente está desarrollando, y esto es algo que también deseamos incorporar dentro de nuestro grupo para diseñar los medicamentos beta. Actualmente hacemos uso de lo que se conoce como computación de alto rendimiento, y esto es básicamente lo que acelera nuestra investigación al hacer uso de la tecnología tanto de CPU como de GPU para obtener resultados más rápido cuando experimentamos usos.
Por el momento, la computación sigue siendo un campo muy nuevo en la investigación y los estudiantes a menudo no se enfrentan a lo que hay que hacer, por lo que les lleva un poco más de tiempo ponerse al día con la disciplina. Recientemente tenemos un montón de productos naturales, que logramos aislar, que son prominentes para África y que actualmente se están utilizando para el tratamiento del SARS-CoV-2, hacia el que estamos mirando. Para comenzar, vaya al icono de la ventana en la pantalla del monitor y haga clic en él.
Selecciona todas las aplicaciones y desplázate hacia abajo para localizar la carpeta Schrödinger. Abra la carpeta y haga clic en el icono de Maestro. Seleccione abrir para iniciar el software.
Para recuperar la estructura de la proteína, haga clic en la pestaña de archivo y seleccione Obtener PDB en el menú emergente. Introduzca el código PDB de su elección en el cuadro de texto y haga clic en el botón Descargar. El archivo PDB seleccionado aparecerá en la ventana del proyecto.
Alternativamente, descargue la proteína del banco de datos de proteínas ingresando el ID de PDB en el cuadro de búsqueda y haciendo clic en Descargar. En Maestro, vaya a la pestaña Archivo y seleccione Importar estructuras. En la interfaz de importación, busque el archivo PDB descargado y haga clic en Importar.
Ahora, seleccione la estructura de la proteína y haga clic derecho sobre ella. Seleccione la proteína preparada, haga clic con el botón derecho del mouse, elija la opción Dividir y divida en ligandos, agua y otros. Abra la base de datos de PubChem y escriba el nombre del compuesto en la barra de búsqueda para descargar el compuesto químico.
Revise las estructuras disponibles, haga clic en Descargar y seleccione 3D-Conformer para guardar las coordenadas de la estructura como un archivo de datos estructurados o SDF. Haga clic en la pestaña Archivo de Schrödinger y seleccione Importar estructuras. Navegue hasta la ubicación donde se guarda el SDF y cargue el compuesto.
Haga clic en Tarea en Schrödinger, escriba LigPrep en la barra de búsqueda y selecciónela. Haga clic en Usar estructuras desde para elegir archivos del espacio de trabajo o de la tabla del proyecto. Seleccione las opciones preferidas en la ventana LigPrep y haga clic en Ejecutar para enviar el trabajo para la preparación del ligando.
Visualice los ligandos preparados en la ventana del software. Abra el software para la optimización de la geometría de las estructuras. Vaya a la pestaña Archivo y seleccione Abrir para elegir el SDF descargado de PubChem.
Vaya a la pestaña Calcular y seleccione Configuración de cálculo gaussiano. En la pestaña Tipo de trabajo, elija Optimización o Optimización más frecuencia. Ahora navegue hasta la pestaña Método y seleccione el método de Química Cuántica.
Elija Cone Sham Global Hybrid Exchange Correlation Density Functional, Basis Set, Charge y Spin of Choice en los menús desplegables. Vaya a la pestaña Título e introduzca un nombre para el compuesto que se está investigando. Vaya a la pestaña Vincular cero y especifique el límite de memoria y los procesadores compartidos.
Desmarque las casillas Ruta completa. Haga clic en el botón Editar en la parte inferior para guardar el archivo de entrada gaussiano en la ubicación preferida con un nombre de archivo de elección como Archivo de trabajo gaussiano o GJF. Vaya a Tareas y seleccione Generación de cuadrícula de receptores para detectar el sitio activo de la proteína unida al ligando del cristal central.
Haga clic en Seleccionar para identificar el ligando y, a continuación, seleccione el ligando cocristalizado. Haga clic en Ejecutar para enviar la cuadrícula para su generación. Para el acoplamiento molecular, vaya a Tareas, seleccione Acoplamiento de ligandos y, a continuación, elija Acoplamiento de ligandos Acoplamiento de deslizamiento.
A continuación, cargue el archivo de cuadrícula y seleccione los ligandos del espacio de trabajo mediante la opción Usar ligando de. Marque la casilla Receptor de pantalla en la parte superior, agregue un nombre de trabajo adecuado y envíe el trabajo haciendo clic en Ejecutar. En la pestaña Configuración, elija el método de precisión de acoplamiento preferido.
Configure restricciones como enlaces de hidrógeno. Después de revisar toda la configuración, haga clic en Ejecutar para iniciar el proceso de acoplamiento. Revise los resultados del acoplamiento y compare las puntuaciones de acoplamiento antes y después de optimizar los ligandos.
Seleccione un par de la proteína acoplada y el complejo de ligando en el navegador del espacio de trabajo. Vaya a Tareas, vaya a Diseñador de ligandos y haga clic en Analizar espacio de trabajo en la ventana Diseñador de ligandos. Para generar y evaluar nuevos ligandos, seleccione Escaneo Isostere de la lista de flujo de trabajo, lo que implica el método de crecimiento que extiende el ligando mediante la adición de fragmentos a las estructuras moleculares existentes.
Analice los resultados de acoplamiento de los compuestos enumerados e identifique un compuesto con un valor más negativo que el compuesto cocristalizado menos 9.242. A continuación, haga clic en el botón Tarea y elija Desmond System Builder. En el panel System Builder, seleccione la pestaña Solvatación.
Elija el modelo de disolvente predefinido que se adapte al complejo de ligando de proteínas. A continuación, seleccione la forma de la caja y el método de cálculo del tamaño de la caja. A continuación, seleccione la pestaña Iones y haga clic en recalcular para neutralizar el sistema agregando contraiones y estableciendo la concentración de resolución deseada.
Después de la preparación del sistema, vea el proyecto en el espacio de trabajo. Seleccione el complejo de ligando de proteínas en el navegador del espacio de trabajo. Vaya a Tarea y elija Molecular Dynamics Desmond.
Cargue el complejo de proteínas ligando desde el espacio de trabajo en el panel Dinámica molecular. Seleccione la línea de tiempo de simulación deseada en la pestaña Simulación. Elija NPT como clase de conjunto.
Asigne al trabajo el nombre adecuado en el panel Dinámica molecular. Escriba el trabajo y haga clic en Cerrar para salir de la ventana de Dinámica Molecular. Envíe el trabajo escrito para la preparación de dinámica molecular a través de un terminal local.
Una vez finalizado, abra el trabajo completado y continúe el tiempo de simulación desde la línea de tiempo establecida inicialmente hasta el tiempo de simulación deseado. Por ejemplo, 100 nanosegundos o 200 nanosegundos. Abra el archivo de trayectoria y reproduzca la trayectoria.
Visualice dónde está equilibrado el complejo de ligando de proteínas y observe el número de fotogramas. Envíe el trabajo a través de Terminal. Vea el contenido del archivo de salida para analizar los resultados generados y descargue el archivo CSV.
Abra el archivo CSV y tome nota de la energía de enlace. Finalmente, use la ecuación mostrada y calcule la energía de enlace libre del complejo promediando los valores de energía de enlace determinados para cada instantánea dentro de la simulación MD. Un diagrama de dispersión muestra la actividad observada frente a la actividad predicha para la clase uno del modelo QSAR.
El gráfico representa el ajuste entre la clase uno como el conjunto de entrenamiento y los inhibidores de la transcriptasa inversa no nucleótidos como el conjunto de prueba para dar un valor de actividad predictiva. El conjunto de entrenamiento se alineó bien con la línea de regresión, mientras que el conjunto de prueba tuvo desviaciones menores. Las fuerzas de interacción entre la proteína en diferentes ligandos revelaron enlaces de hidrógeno con la lisina 101 en todos los ligandos.
Las simulaciones dinámicas moleculares de la proteína libre se estabilizaron después de unos 60 nanosegundos a un RMSD de alrededor de 3,5 Angstroms, lo que confirma la fiabilidad del protocolo. Etravirina enumerada, que se estabilizó en 3,5. Los Angstroms exhibieron una unión más fuerte y estable en el sitio activo del VIH con una transcriptasa inversa en comparación con la etravirina, que se estabilizó a 4,5 Angstroms.
La cronología de contacto de la etravirina enumerada también indicó interacciones más fuertes y estables a lo largo del tiempo.
