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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

The protocol for fabrication and operation of field dewetting devices (Field-DW) is described, as well as the preliminary studies of the effects of electric fields on droplet contents.

Résumé

Digital microfluidics (DMF), a technique for manipulation of droplets, is a promising alternative for the development of “lab-on-a-chip” platforms. Often, droplet motion relies on the wetting of a surface, directly associated with the application of an electric field; surface interactions, however, make motion dependent on droplet contents, limiting the breadth of applications of the technique.

Some alternatives have been presented to minimize this dependence. However, they rely on the addition of extra chemical species to the droplet or its surroundings, which could potentially interact with droplet moieties. Addressing this challenge, our group recently developed Field-DW devices to allow the transport of cells and proteins in DMF, without extra additives.

Here, the protocol for device fabrication and operation is provided, including the electronic interface for motion control. We also continue the studies with the devices, showing that multicellular, relatively large, model organisms can also be transported, arguably unaffected by the electric fields required for device operation.

Introduction

La miniaturisation des dispositifs qui fonctionnent avec des liquides est d'une importance primordiale pour le développement de plates-formes "lab-on-a-chip». En ce sens, les deux dernières décennies ont vu un progrès significatif dans le domaine de la microfluidique, avec une variété d'applications. 1-5 Contrastant avec le transport de fluide dans les canaux fermés (canal microfluidique), DMF manipule gouttelettes sur des réseaux d'électrodes. L'un des mérites les plus attrayants de cette technique est l'absence de pièces mobiles pour le transport de fluides, et le mouvement est immédiatement arrêté en désactivant signaux électriques.

Cependant, le mouvement des gouttelettes dépend contenu de gouttelettes, certainement une caractéristique indésirable pour une plate-forme universelle "lab-on-a-chip». Gouttelettes contenant des protéines et d'autres analytes collent aux surfaces de l'appareil, devenir immobile. Sans doute, cela a été la principale limitation pour élargir le champ des applications DMF; 6-8alternatives pour minimiser l'encrassement de la surface indésirable impliquent l'ajout d'espèces chimiques supplémentaires à la goutte ou ses environs, ce qui pourrait avoir une incidence sur le contenu de gouttelettes.

Auparavant, notre groupe a développé un dispositif pour permettre le transport des cellules et des protéines dans le DMF, sans additifs supplémentaires (appareils de terrain-DW). 9 Ceci a été réalisé en combinant une surface basé sur la suie de bougie, 10 avec une géométrie du dispositif qui favorise gouttelettes de roulement et conduit à une force ascendante sur la gouttelette, ce qui réduit davantage l'interaction des gouttelettes de la surface. Dans cette approche, le mouvement des gouttelettes est pas associé à un mouillage de la surface 11.

Le but de la méthode détaillée décrit ci-dessous est de réaliser un dispositif de DMF capable de transporter des gouttelettes contenant des protéines, des cellules et des organismes entiers, sans additifs supplémentaires. Les appareils de terrain-DW ouvrent la voie à des plates-formes entièrement contrôlées de travail en grande partie indépendamment de gouttelettes chimistery.

Ici, nous avons également présentes simulations montrent que, malgré la haute tension nécessaire au fonctionnement du dispositif, la chute de tension aux bornes de la gouttelette est d'une petite fraction de la tension appliquée, ce qui indique des effets négligeables sur l'intérieur de la gouttelette bioanalytes. En fait, des essais préliminaires avec Caenorhabditis elegans (C. elegans), un nématode utilisé pour une variété d'études de la biologie, qui montrent vers nage normale que des tensions sont appliquées.

Protocole

NOTE: Dans les procédures décrites ci-dessous, les consignes de sécurité de laboratoire doivent toujours être respectées. Il est particulièrement important de la sécurité lorsqu'ils traitent avec haute tension (> 500 V) et manipulation de produits chimiques.

1. revêtement d'un substrat conducteur avec la suie de bougie

  1. Cut cuivre métal en rectangles (75 x 43 mm, 0,5 mm d'épaisseur). Nettoyez chaque substrat de cuivre par immersion dans de gravure de cuivre pour environ 30 secondes, laver avec de l'eau du robinet pendant environ 20 secondes, et sécher sur papier.
    NOTE: Si vous utilisez la méthode 1 ci-dessous, changer les dimensions de 75 x 25 mm à insérer dans la machine.
  2. Balayer une bougie de paraffine allumé sous le substrat de cuivre pendant 30-45 secondes, pour obtenir un revêtement de suie à peu près uniforme (environ 40 um d'épaisseur). Gardez le substrat à ~ 1 cm à l'intérieur de la flamme. Ne touchez pas la surface de la suie fragile.

2. Protéger la couche de suie avec revêtement

NOTE: La couche de suie est très fragile, Et doit être recouvert d'une protection. Deux alternatives simples (méthodes 1 et 2 ci-dessous) sont proposées ici, mais les protocoles plus robustes sont actuellement en cours de développement.

  1. Méthode 1
    1. Charger l'échantillon dans l'évaporateur de métal ou d'un système de pulvérisation cathodique. En suivant les procédures de fonctionnement du système, évacuer la chambre, et commencer dépôt contrôlé de l'or sur la couche de suie (150-200 nm). Laissez l'appareil refroidir à la température ambiante.
    2. Dip-couche métallisée du substrat dans une solution de 1-dodécanethiol (1% v / v dans l'éthanol à 95%, ACS / qualité USP), pendant 10 minutes dans une hotte chimique. Ensuite, en tenant l'appareil à un angle proche de 60 °, laver délicatement la surface avec plusieurs gouttes d'éthanol seulement. Que les dispositifs sec, du jour au lendemain.
  2. Méthode 2
    1. Dans une hotte chimique, immédiatement après le revêtement du substrat avec de la suie et alors que le substrat est encore chaude de la flamme de la bougie, déposer des gouttelettes de liquide fluoré sur un côté de lasubstrat, et incliner le substrat à un angle proche de 90 °. Déposez plusieurs gouttelettes, et laissez-les rouler sur la surface de la suie entier.
      NOTE: Lorsque la gouttelette tombe sur un point, la suie sera emporté de cette région. Que les gouttelettes de liquide fluoré propagation le plus possible.
    2. Cuire le substrat sur une plaque chauffante (160 ° C pendant 15 min) à l'intérieur d'une hotte chimique.
    3. Laissez le substrat reposer toute la nuit à la température ambiante avant de l'utiliser. Stocker indéfiniment.

3. Fabrication de électrodes supérieures (Adapté de Abdelgawad et al. 12)

  1. Dessiner les électrodes à l'aide de logiciels de conception graphique. Chaque électrode est de 2 mm de long, 0,3 mm de largeur, et l'écart entre les électrodes est de 0,3 mm. L'écart entre contacts (à enclencher dans le connecteur, voir ci-dessous) est de 2,3 mm (figure 1).
  2. Coupez un stratifié de cuivre souple (35 um d'épaisseur) dans le format Monarch (3,87 x 7,5 pouces). Utiliser d'autres tailles if compatible avec l'imprimante. Chargez le stratifié dans le bac d'alimentation manuelle d'une imprimante couleur.
  3. Assurez-vous d'utiliser "noir riche", ou "inscription noire", lors de l'impression sur la feuille de cuivre (voir Abdelgawad et al. 12 pour plus de détails) afin de permettre une couche plus dense de l'encre noire sur le substrat de cuivre, de protéger le motif imprimé lors de la gravure . Laissez le substrat sèche complètement imprimé, du jour au lendemain.
  4. A l'intérieur d'une hotte chimique, réchauffer (40 ° C) avec un bécher de 50 ml de solution d'attaque du cuivre. Trempez le stratifié imprimé dans le bécher, et secouez-la délicatement dans la solution pendant environ 10 min. Gravure temps dépend de la solution de gravure de cuivre. Toutes les quelques minutes, vérifier la corrosion et voir si le motif est intact.
  5. Laver soigneusement le stratifié avec de l'eau, et enlever le revêtement avec de l'acétone et de l'éthanol dans la hotte chimique. Laver une fois de plus, et doucement sécher le stratifié avec une serviette en papier.
  6. Fixez avec précaution le stratifié avec des électrodes à un gladiapositive ss (75 x 25 mm, ~ 1 mm d'épaisseur), en utilisant du ruban adhésif double face. Éviter les poches d'air.
  7. Fixer un film de perfluoroalkoxy PFA pour les électrodes à l'aide de ruban adhésif. Cela sert à éviter tout contact accidentel des électrodes avec la goutte, ce qui endommage les électrodes supérieures en raison de court-circuit.

4. L'interface électronique (circuit de la figure 2)

  1. Souder les relais et les condensateurs C à une carte de circuit universel.
  2. Assemblez le reste des 10 pilotes relais sur une planche à pain sans soudure pour circuits électroniques.
  3. Fil d'entrée de chaque conducteur de relais à un canal dans le panneau de contrôle.
  4. Casser délicatement les électrodes supérieures dans un connecteur (Figure 3). Fil de sortie de chaque commande de relais à une électrode supérieure, comme représenté sur la figure. Notez qu'il ya un contact du connecteur à la terre entre une paire de fils de relais, pour réduire le bruit électrique.
    REMARQUE: Le connecteur se trouve sur une plate-forme réglable pour contrôler til distance (0,1-0,5 mm) entre le substrat (suie-plaqué) haut et en bas.
  5. Utilisez un programme pour contrôler le calendrier pour haute tension (HT) application (environ 0,8 sec) pour 4 électrodes en même temps, en déplaçant une électrode dans la direction du mouvement (par exemple, pour 0.8 sec, actionner 1234, puis 2345, 3456, etc. ., 0,8 sec pour chaque groupe, puis vers l'arrière, se déplace de façon gouttelettes dans la direction opposée aussi bien).

5. Visualisation des gouttelettes et la manipulation

  1. Pour enregistrer le mouvement des gouttelettes, en utilisant le système de visualisation, qui est composé d'un 24X - Ensemble de grossissement 96X associé à une caméra CCD. Connectez le magnétoscope à la caméra en utilisant S-vidéo.
  2. Introduire à la pipette une goutte 4 pl contenant C. elegans dans un milieu sur le fond du substrat revêtu de la suie.
  3. Apportez les électrodes supérieures à ~ 0,3 mm au-dessus de la gouttelette. La goutte doit être proche de la moyenne, juste en dessous de la cinquième électrode, pour faciliter l'opération.
  4. Tournez sur l'interface électronique et haute tension (500 V RMS), et régler la distance d'électrode supérieure de la gouttelette jusqu'à ce qu'il commence à se déplacer. Ne laissez pas les électrodes supérieures touchent la gouttelette.
  5. Recueillir des données en enregistrant le nombre de transferts de gouttelettes de succès sur le dispositif en réponse à des impulsions électriques. Un essai réussi est caractérisé par au moins 700 transferts de gouttelettes, soit un transfert après chaque impulsion électrique.
  6. Recueillir des données en continu, jusqu'à ce que la goutte ne bouge pas en réponse à 5 à 10 impulsions.
    NOTE: Lorsque la surface commence à se dégrader, le mouvement pourrait être rétablie en mettant les électrodes supérieures proche de la gouttelette.

Résultats

Auparavant, nous avons utilisé les appareils de terrain-DW pour permettre le mouvement des protéines dans le DMF. En particulier, les gouttelettes avec de l'albumine de sérum bovin (BSA) peuvent être déplacés à une concentration 2000 fois plus élevée que celle rapportée précédemment par d'autres auteurs (sans additifs). Cela était dû à l'interaction réduite entre gouttelettes et surface; La figure 4 montre une gouttelette contenant étiquetées par fluorescence BSA (voir Frei...

Discussion

L'étape la plus critique de ce protocole est la protection de la couche de suie, directement associée à la réussite dans les gouttelettes en mouvement. Métallisation de la couche de suie (méthode 1 ci-dessus) permet à près de 100% de réussite de la fabrication. Toutefois, la durée de fonctionnement maximale est d'environ 10 min; éventuellement, les fractions sont gouttelettes mouillent la suie à travers des trous dans la couche de métal. Le revêtement de la couche de suie avec le liquide fluoré es...

Déclarations de divulgation

The authors declare that they have no competing financial interests.

Remerciements

Nous remercions la Fondation Lindback pour un soutien financier, et le Dr Alexander Sidorenko et Elza Chu pour des discussions fructueuses et une assistance technique, et le professeur Robert Smith pour son aide avec le C dosages elegans.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Paraffin candleAny paraffin candle
Sputtering systemDenton Vacuum, Moorestown, NJSputter coater Desk V HP equipped with an Au target. 
1-dodecanethiolSigma-Aldrich471364
TeflonDupontAF-1600
Fluorinert FC-40Sigma-AldrichF9755Fluorinated liquid: Prepare Teflon-AF resin in Fluorinert FC-40, 1:100 (w/w), to create the hydrophobic coating.
Graphic design software -Adobe IllustratorAdobe SystemsOther softwares might be used as well.
Copper laminateDupontLF9110
Laser PrinterXeroxPhaser 6360 or similarCheck for the compatibility with "rich black" or "registration black" (see text).
Copper EtchantTranseneCE-100
Perfluoroalkoxy (PFA) filmMcMaster-Carr84955K22
BreadboardAllied Electronics70012450 or similarLarge enough to allow the assemble of 10 drivers.
Universal circuit boardAllied Electronics70219535 or similar
ConnectorAllied Electronics5145154-8 or similar
Control board and control program (LabView software)National InstrumentsNI-6229 or similar
High-voltage amplifierTrekPZD700
Capacitors C and C1, 100 nF, 60 VAllied 8817183
Transistor T, NPNAllied 9350289
Diode D, 1N4007Allied 2660007
Relay Allied 8862527
Visualization systemEdmund OpticsVZM 200i or similarSystem magnification 24X – 96X. It is combined with a Hitachi KP-D20B 1/2 in CCD Color Camera.
RecorderSonyGV-D1000 NTSC or similarIt is connected to the camera by an S-video cable.
SimulationsCOMSOL MultiphysicsV. 4.4

Références

  1. Fair, R. B. Digital microfluidics: is a true lab-on-a-chip possible. Microfluid Nanofluid. 3 (3), 245-281 (2007).
  2. Gupta, S., Alargova, R. G., Kilpatrick, P. K., Velev, O. D. On-Chip Dielectrophoretic Coassembly of Live Cells and Particles into Responsive Biomaterials. Langmuir. 26 (5), 3441-3452 (2009).
  3. Shih, S. C., et al. Dried blood spot analysis by digital microfluidics coupled to nanoelectrospray ionization mass spectrometry. Anal Chem. 84 (8), 3731-3738 (2012).
  4. Gorbatsova, J., Borissova, M., Kaljurand, M. Electrowetting-on-dielectric actuation of droplets with capillary electrophoretic zones for off-line mass spectrometric analysis. J Chromatogr. 1234, 9-15 (2012).
  5. Qin, J., Wheeler, A. R. Maze exploration and learning in C. elegans. Lab Chip. 7 (2), 186-192 (2007).
  6. Koc, Y., de Mello, A. J., McHale, G., Newton, M. I., Roach, P., Shirtcliffe, N. J. Nano-scale superhydrophobicity: suppression of protein adsorption and promotion of flow-induced detachment. Lab Chip. 8 (4), 582-586 (2008).
  7. Perry, G., Thomy, V., Das, M. R., Coffinier, Y., Boukherroub, R. Inhibiting protein biofouling using graphene oxide in droplet-based microfluidic microsystems. Lab Chip. 12 (9), 1601-1604 (2012).
  8. Kumari, N., Garimella, S. V. Electrowetting-Induced Dewetting Transitions on Superhydrophobic Surfaces. Langmuir. 27 (17), 10342-10346 (2011).
  9. Freire, S. L. S., Tanner, B. Additive-Free Digital Microfluidics. Langmuir. 29 (28), 9024-9030 (2013).
  10. Deng, X., Mammen, L., Butt, H. -. J., Vollmer, D. Candle Soot as a Template for a Transparent Robust Superamphiphobic Coating. Science. 335, 67-70 (2011).
  11. Kang, K. H. How Electrostatic Fields Change Contact Angle in Electrowetting. Langmuir. 18 (26), 10318-10322 (2002).
  12. Abdelgawad, M., Watson, M. W. L., Young, E. W. K., Mudrik, J. M., Ungrin, M. D., Wheeler, A. R. Soft lithography: masters on demand. Lab Chip. 8 (8), 1379-1385 (2008).
  13. Barbulovic-Nad, I., Yang, H., Park, P. S., Wheeler, A. R. Digital microfluidics for cell-based assays. Lab Chip. 8 (4), 519-526 (2008).
  14. Brenner, S. The genetics of Caenorhabditis elegans. Genetics. 77 (1), 71-94 (1974).

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