Imagerie simultanée PET / IRM cérébrale Pendant souris hypoxie ischémie

Résumé

La méthode présentée ici utilise simultanément la tomographie par émission de positrons et l'imagerie par résonance magnétique. Dans le modèle hypoxie-ischémie cérébrale, des changements dynamiques dans le métabolisme du glucose et de diffusion se produisent pendant et après une blessure. Les dommages évolutive et reproductible dans ce modèle nécessite l'acquisition simultanée si les données d'imagerie multi-modaux significatifs doivent être acquis.

Résumé

Changements dynamiques de diffusion de l'eau des tissus et le métabolisme du glucose se produisent pendant et après l'hypoxie cérébrale en hypoxie ischémie représentatif d'une perturbation de la bioénergétique dans les cellules affectées. Pondérée imagerie par résonance magnétique de diffusion (IRM) identifie les régions qui sont endommagés, potentiellement irréversible, par l'hypoxie-ischémie. Les modifications de l'utilisation du glucose dans le tissu affecté peut être détectables par tomographie par émission de positons (TEP) de 2-désoxy-2- ⁽¹⁸ F) fluoro-ᴅ-glucose ^([18 F] FDG) absorption. En raison de la nature rapide et variable de blessure dans ce modèle animal, l'acquisition de ces deux modes de données doit être réalisée simultanément afin de corréler les données de façon significative TEP et l'IRM. En outre, la variabilité inter-animal dans la blessure hypoxique-ischémique en raison de différences vasculaires limite la capacité d'analyser les données multi-modales et observer les changements à une approche de groupe-sage, si les données ne sont pas acquis simultanément dans les différentes matières. Le procédé pappréciaient ici permet d'acquérir à la fois pondérée en diffusion et IRM ^[18 F] données sur l'absorption de FDG dans le même animal avant, pendant, et après la provocation hypoxique pour interroger changements physiologiques immédiats.

Introduction

Dans le monde entier, l'AVC est la deuxième principale cause de décès et une cause majeure d'invalidité ^1. La cascade d'événements biochimiques et physiologiques qui se produisent pendant et aiguë après un événement AVC survient rapidement et avec des implications pour la viabilité des tissus et, finalement, résultat ^2. Cerebral hypoxie ischémie (HI), ce qui conduit à encéphalopathie hypoxique-ischémique (HIE), est estimé à affecter jusqu'à 0,3% et 4% de la pleine terme et prématurés naissances, respectivement ^3,4. Le taux de mortalité chez les nourrissons atteints HIE est d'environ 15% à 20%. Dans 25% des victimes de HIE, les complications permanentes surviennent à la suite de la blessure, y compris un retard mental, des déficits moteurs, la paralysie cérébrale, l'épilepsie et ^3,4. Interventions thérapeutiques antérieures ont pas prouvé digne d'adoption en tant que norme de soins, et le consensus doit encore être atteint que les méthodes les plus avancées, basées sur l'hypothermie, réduisent efficacement la morbidité ^3,5. Autres questions of affirmation inclure la méthode d'administration de l'hypothermie et le patient sélection ^6. Ainsi, les stratégies pour la neuroprotection et neurorestoration sont encore une zone fertile pour la recherche ^7.

Des modèles de rats de HI cérébrale sont disponibles depuis les années 1960, et par la suite ont été adaptés à des souris ^8,9. En raison de la nature du modèle et l'emplacement de la ligature, il existe une variabilité inhérente à la solution due à la différence dans la circulation collatérale entre les animaux ^10. En conséquence, ces modèles ont tendance à être plus variables par rapport aux modèles similaires tels que l'occlusion de l'artère cérébrale moyenne (MCAo). Mesure en temps réel des changements physiologiques a été démontrée avec Doppler débitmétrie laser ainsi que la diffusion IRM pondérée ^11. La variabilité intra-artérielle observée dans les animaux d'écoulement cérébral pendant et immédiatement après une hypoxie, ainsi que des résultats aiguës telles que l'infarctus et le volume neurologiquedéficit, suggèrent que l'acquisition simultanée et la corrélation des données multimodales seraient bénéfiques.

Les progrès récents en simultanée la tomographie par émission de positons (TEP) et l'imagerie par résonance magnétique (IRM) ont permis à de nouvelles possibilités en matière d'imagerie préclinique ^12-14. Les avantages potentiels de ces hybrides, des systèmes combinés pour des applications précliniques ont été décrits dans la littérature ^15,16. Alors que de nombreuses questions précliniques peuvent être traitées par l'imagerie d'un séquentiellement animal individuel ou par imagerie groupes d'animaux séparés, certaines situations - par exemple, lorsque chaque instance d'un événement tel que la course se manifeste de manière unique, avec physiopathologie évolue rapidement - rendre souhaitable et même nécessaire à utiliser la mesure simultanée. La neuro-imagerie fonctionnelle fournit un tel exemple, où simultané 2-désoxy-2- ⁽¹⁸ F) fluoro-ᴅ-glucose ^([18 F] FDG) PET et blood-niveau de l'oxygène dépend (BOLD) IRM a été récemment démontré dans la stimulation des moustaches du rat ¹⁴ études.

Ici, nous démontrons simultanée imagerie PET / IRM lors de l'apparition d'un accident vasculaire cérébral hypoxique-ischémique dans lequel la physiologie du cerveau ne sont pas à l'état stable, mais est en train de changer rapidement et irréversiblement lors de provocation hypoxique. Les changements dans la diffusion de l'eau,, mesurée par IRM et quantifiée par le coefficient apparent de diffusion (ADC) dérivée de l'imagerie pondérée en diffusion (DWI), a été bien caractérisé d'accident vasculaire cérébral dans les données cliniques et précliniques ^17,18. Dans les modèles animaux tels que MCAo, diffusion de l'eau dans les tissus du cerveau touchée diminue rapidement en raison de la cascade conduisant à bioénergétique œdème cytotoxique ^18. Ces changements aigus de l'ADC sont également observées dans des modèles rongeurs d'hypoxie ischémie cérébrale ^{11,19. [18} F] FDG imagerie a été utilisé chez les patients victimes d'AVC à évaluer les changements dans gl localeucose ²⁰ métabolisme, et un petit nombre d'études in vivo sur des animaux ont également utilisé ^[18 F] FDG ^21, y compris dans le modèle d'ischémie cérébrale, l'hypoxie ^22. En général, ces études montrent une diminution utilisation du glucose dans les régions ischémiques, bien qu'une étude utilisant un modèle de reperfusion n'a pas trouvé de corrélation de ces changements métaboliques du myocarde avec le développement de ²³ plus tard. Ceci est en contraste avec les changements de diffusion qui ont été associés avec le noyau endommagé de manière irréversible ^21. Ainsi, il est important d'être en mesure d'obtenir de l'information complémentaire dérivé de ^[18 F] FDG PET et DWI de manière simultanée lors de l'évolution de la course, car cela est susceptible de donner des informations pertinentes sur l'évolution de la blessure et l'impact de la interventions thérapeutiques. La méthode que nous décrivons ici est prête facilement à utiliser avec une variété de traceurs TEP et IRM séquences. Par exemple, ^[15 O] H _{2 O} PETimagerie avec CFA et images de perfusion pondérée (PWI) à partir de l'IRM peut être utilisée pour explorer davantage le développement de la pénombre ischémique et valider les techniques actuelles dans le domaine de l'imagerie de l'AVC.

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Protocole

Toutes les manipulations et les procédures animaux décrits ici, et selon la recherche sur les animaux: Relevant expériences in vivo (arriver) des lignes directrices, ont été effectuées conformément aux protocoles approuvés par l'Association pour l'évaluation de l'accréditation du laboratoire Animal Care (AAALAC) International accrédité institutionnel de protection des animaux et l'utilisation Comité à l'Université de Californie, Davis. La chirurgie appropriée ne devrait pas entraîner des signes de douleur ou de l'inconfort chez l'animal, mais des mesures appropriées doivent être prises si ces signes sont observés, y compris l'administration d'analgésiques ou, dans certains cas, l'euthanasie. Le côté droit des animaux a été choisie arbitrairement pour la procédure unilatérale décrit.

1. unilatérale de l'artère carotide commune (CCA) ligature

1. Préparer champ stérile avec des outils chirurgicaux et les matériaux stérilisés positionnés convenablement. Assurer coussin chauffant est chauffé à 37 ° C avec sonde de température placée solidement sur le pavé. & #160; Veillez à utiliser un champ stérile pour couvrir le site chirurgical.
2. Anesthésier animale (isoflurane, 1-3% dans l'air à 0,5-1 L / min), et de placer l'animal dans une position couchée avec la queue opposée. Vérifiez anesthésie en pinçant l'orteil - ce qui devrait susciter aucune réaction si l'animal est correctement anesthésié. Appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux.
3. Appliquer la crème d'épilation au bas du cou à la zone supérieure de la poitrine en utilisant 1-2 des cotons-tiges. Attendez 1-3 min, puis enlever les poils et crème à l'aide de gaze ou d'alcool tampons humides. Swab zone d'incision avec de la bétadine de manière circulaire de l'intérieur vers l'extérieur, puis se transformer en gants chirurgicaux stériles.
4. Avec des ciseaux chirurgicaux, faire une incision d'environ 1 cm le long de la ligne médiane de la partie inférieure du cou. Soigneusement séparer la peau externe de entourant fascia l'aide de ciseaux chirurgicaux.
5. L'utilisation de deux McPherson pince iris micro de suture, séparer le droit artère carotide commune de fascia, en prenant soin d'éviter les veines et les troubles de dommageablesbing le nerf vague.
6. Utilisation de la pince sur la droite, extérioriser le droit CCA dans une position stable. Appliquer plusieurs gouttes de solution saline pour éviter le dessèchement. Passer une longueur appropriée (2-3 cm) de soie 6-0 suture sous le droit CCA, et ligaturer en utilisant un noeud double carré. Eventuellement, ligaturer à nouveau en utilisant une seconde longueur de fil de suture en soie 6-0.
7. Repositionner droit CCA et nettoyer l'excès de liquide de l'ouverture à l'aide d'une éponge stérile basculé écouvillon. Fermer l'incision avec une suture de soie 6-0. Appliquer la lidocaïne topique à 7 mg / kg.
8. Permettre à l'animal de se remettre de l'anesthésie ambulatoire jusqu'à (environ 30 min) et d'effectuer le suivi post-opératoire jusqu'à ce que l'animal est prêt pour l'imagerie.

2. Préparation pour l'imagerie: système et le matériel Vérifie

1. Mettre en place le matériel et les logiciels pour les systèmes d'IRM et PET et de vérifier leur fonctionnalité comme suit. Assurer que toutes les connexions physiques sont sécurisés et les paramètres du logiciel sont choisis de manière appropriée.
   1. Assurer que le système PET est à la température de fonctionnement prescrite de 5 ° C en utilisant le système de refroidissement d'air.
   2. Système de montage PET intérieur de l'alésage IRM, en alignant le domaine TEP et l'IRM de vision (FOV) centres utilisant des décalages axiaux connus. Montez la bobine IRM intérieur de l'alésage du système PET et centrer la bobine avec le système PET et centres d'aimants IRM.
   3. Tournez sur l'électronique de puissance et de PET tension de polarisation (Remarque: étapes varient selon l'appareil). Effectuez un rapide (5 min) numérisation à l'aide d'un cylindre de ⁶⁸ Ge et vérifier le sinogramme résultant d'assurer tous les détecteurs sont opérationnels.
   4. Acquérir éventuellement les données à utiliser pour une matrice de transformation PET / IRM à des fins de co-inscription: Remplir un fantôme en trois dimensions (par exemple, trois sphères remplies) avec 200 uCi de ¹⁸ solution aqueuse F et acquérir pour 15 min avec le PET. Acquérir des données IRM anatomique: dans la fenêtre de contrôle de numérisation, sélectionnez le multi-coupes séquence multi-écho (MPME) (voir le tableau 1 ). Répétez l'opération pour les trois grandes orientations: axiale, sagittale et coronale.
2. Vérifiez les paramètres de pompe à perfusion et le fonctionnement. Régler la pompe à 4,44 pi par minute, ce qui en 45 min de perfusion constante délivre un volume total de 200 pi, la limite recommandée typique pour injection iv en 20 g animal.
3. Vérifiez le fonctionnement de chauffage et de confirmer que la sortie de la température est suffisante pour maintenir l'animal au chaud (37 ° C). Vérifiez que la température et la surveillance respiratoire est opérationnel en préparation pour le placement des animaux sur le lit de l'animal.
4. Vérifier le fonctionnement des O _{2 et} N ₂ débitmètres (0,5 L / min: O ₂ à 57,2 mg / min et N ₂ à 0,575 g / min) en alimentant à la fois avec la source d'air comprimé hors et O _{2 et} N ₂ sources de suite. Pour éviter le risque d'endommager les débitmètres, ne les mettez pas sans pression d'entrée suffisante.
5. Veiller à ce que l'isoflurane vaporizer est suffisamment rempli. Avant imagerie, commencer flux d'isoflurane à 1-2% et de 0,5 à 1 L / min.
6. Préparer lit animal en veillant à ce que l'anesthésie, pad respiratoires, et les systèmes de chauffage sont positionnés en toute sécurité et fonctionnel. Pour une précision de co-enregistrement supplémentaire PET / IRM, marqueurs de référence (par exemple, des tubes capillaires remplis de radiotraceurs à une concentration similaire à celle injectée pour l'imagerie) peuvent être fixés sur le lit de l'animal dans le champ de vision.

3. Imaging flux de travail

Après toutes les vérifications de l'équipement nécessaires sont terminés, passez à l'imagerie comme suit:

1. Anesthésier l'animal avec de l'isoflurane et insérer un cathéter dans la veine caudale (28 aiguille G, PE-10 tubes moins de 5 cm) rempli de solution saline héparinée (0,5 ml d'héparine, 1000 USP / ml, dans 10 ml de solution saline). Le réchauffement de l'animal et / ou de la queue peut améliorer la précision cathéter d'insertion. Eventuellement placer une goutte de colle à base de cyanoacrylate sur le site d'insertionpour sécuriser la ligne IV.
2. Transfert de l'animal à la chambre d'aliments préparés. Assurez-vous que la tête de l'animal est sécurisé, avec les incisives supérieures fixées par la barre et de l'oreille barres de dents en place si utilisé.
3. Appliquer une pommade ophtalmique pour les yeux pour éviter le dessèchement. Insérez thermomètre à sonde rectale. Veiller à ce que la température et les lectures de respiration sont fonctionnels.
4. Tracer la dose de traceur radioactif (environ 600 uCi dans 200 ul) à injecter dans héparinisé tubulure PE-10 de longueur appropriée - environ 3 m de tube PE-10 et un volume de 200 ul. Branchez une extrémité de ce tube à la seringue de la pompe à perfusion, et l'autre à la ligne de cathéter veine de la queue, en prenant soin de ne pas créer des perforations dans le tube.
5. Faire glisser le lit des animaux vers l'avant dans l'alésage de l'aimant, en veillant à ne pas perturber le positionnement de la bobine d'IRM et des lignes ou des câbles, en particulier le tube d'anesthésie. Assurez-vous que le centre du cerveau est aligné avec les centres des MBobine RI, système de PET, et l'aimant IRM.
6. Effectuez l'accord et l'appariement de la bobine IRM en tournant les boutons d'ajustement sur ​​la bobine, minimisant impédance (vérifier les spécifications de la bobine) et la fréquence (300 MHz ^pendant 1 h à 7 Tesla) inadéquations en observant l'affichage de la puissance préamplificateur haute.
7. (IRM) Après avoir accordé et l'appariement, acquérir une image de boy-scout: sélectionner une séquence de TriPilot RARE et exécuter la séquence de la fenêtre de contrôle de numérisation. Vérifiez le positionnement de l'animal, en répétant les étapes 3.5 et 3.6 que nécessaire. Réinitialiser cales à la valeur zéro.
8. (IRM) Acquérir, une analyse localisée du point résolue spectroscopique (PRESS) dans un volume dans le cerveau: Exécuter une séquence de presse (voir tableau 1) dans un volume rectangulaire avec des dimensions de 3,9 mm × 6 mm x 9 mm. Vérifiez la largeur de la ligne d'eau en utilisant la macro commande CalcLineWidth. Si la largeur à mi-hauteur (LMH) valeur est acceptable (par exemple, 0,2 ppm), passez à l'étape 3.10. Sinon, passez à l'étape 3.9.
9. (IRM) Acquérir une carte de terrain: Exécuter une séquence de FieldMap (voir le tableau 1). Utilisez les données résultant d'un multi-angle de projection cale (MAPSHIM) en exécutant la macro commande MAPSHIM et en sélectionnant linéaire et second ordre (z ²⁾ des ajustements locaux. Répétez l'étape 3.8.
10. (IRM) Placez le plan de tranche pour l'analyse de CFA (voir le tableau 1): en utilisant l'éditeur de géométrie, veiller à ce que l'acquisition FOV est positionné pour acquérir le volume souhaité d'intérêt dans le cerveau. Si le plan de tranche obtenue est aligné comme vous le souhaitez, copier ce plan de tranche dans la fenêtre de contrôle de numérisation pour toutes les analyses en matière de CFA. Commencez acquisition.
11. (PET) Avec l'acquisition PET préparé et prêt à commencer, démarrer la pompe de perfusion. Après le délai pré-déterminé dans lequel la solution saline du cathéter a été injecté, commencer l'acquisition PET (voir le tableau 1) afin de capturer l'entrée de radiotraceurs. Surveiller le taux de comptage et de chercher augmentation progressiveen chiffres indicatifs d'une injection réussie.
12. Après 10-15 minutes, amorcer la concurrente de provocation hypoxique à l'étape 3.12. Pour lancer provocation hypoxique, éteignez flux d'air médical et immédiatement l'alimentation sur O _{2 et} N ₂ débitmètres avec les paramètres prédéterminés pour fournir 8% d'oxygène et 92% d'azote, et de réduire l'isoflurane à 0,8%. Ne mettez pas débitmètres sans pression d'entrée.
13. (IRM) Dans le même temps que l'étape 3.12, commencer acquisition DWI préparé à l'étape 3.10 (scan "H1").
14. (IRM) Begin acquisition DWI (scan "H2"), préparé dans l'étape 3.10, immédiatement après la numérisation H1 est terminée. Fin provocation hypoxique par la mise hors tension débitmètres, rétablir le flux d'air médical, et le retour concentration isoflurane à une valeur appropriée en fonction de surveillance physiologique.
15. (IRM) acquérir un DWI post-scan hypoxie préparé à l'étape 3.10. Éteignez la pompe à perfusion après cette analyse terminée.
16. (IRM) acquérir anatomical images dans le plan sagittal et axial. Dans la fenêtre de contrôle de numérisation - sélectionnez la séquence des MPME (voir le tableau 1). Utilisation de l'éditeur Geometry, veiller à ce que l'acquisition FOV recouvre le cerveau.
17. Retirer animal, revenir à la cage quand ambulatoires et surveiller les signes de la morbidité, l'euthanasie, si nécessaire avec l'administration de CO ₂ suivie par dislocation cervicale comme méthode secondaire.

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Résultats

La figure 1 montre le résultat d'une ligature correcte de la artère carotide commune, avant la fermeture de la plaie avec 6-0 suture de soie.

Dans cette méthode, les données obtenues à partir de l'imagerie est fortement tributaire de la disposition temporelle de l'expérience, qui à son tour dicte et est également dictée par les limites expérimentales y compris les systèmes d'acquisition d'images et de configuration de l'équipement. Ceux-ci...

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Discussion

IRM anatomique simultanée, et dynamique DWI-IRM et ^[18 F] FDG PET données ont été acquises avec succès sur des animaux expérimentaux lors de provocation hypoxique suivante carotide commune ligature de l'artère. Cela représente un paradigme expérimental puissant pour l'imagerie multimodale de la physiopathologie de l'évolution rapide associée à ischémiques dans le cerveau et pourrait facilement être étendu à étudier d'autres radiotraceurs en PET (par exemple des marqueurs de la...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Surgery
Surgical scissors	Roboz	RS-5852
Forceps	Roboz	RS-5237
Hartman mosquito forceps	Miltex	7-26
2x McPherson suturing forceps, 8.5 cm	Accurate Surgical & Scientific Instruments	4473	It is useful to reduce the opening width with a band on the forceps used to hold the carotid artery
6-0 silicone coated braided silk suture with 3/8 C-1 needle	Covidien Sofsilk	S-1172
Homeothermic blanket system	Harvard Apparatus	507220F
Super glue	(Generic)
Hypoxia
Flowmeter for O2	Alicat Scientific	MC-500SCCM-D
Flometer for N2	Alicat Scientific	MC-5SLPM-D
O2 meter	MSA	Altair Pro
Imaging
7.05 Tesla MRI System	Bruker	BioSpec	20 cm inner bore diameter with gradient set. Paravision 5.1 software.
Volume Tx/Rx 1H Coil, 35 mm ID	Bruker	T8100
PET system	(In-house)		4x24 LSO-PSAPD detectors, 10x10 LSO array per detector, 1.2 mm crystal pitch and 14 mm depth. 14 x 14 mm PSAPD. FOV: 60x35 mm. 350-650 keV energy window. 16 nsec timing window.
Vessel cannulation Dumont forceps	Roboz	RS-4991
PE-10 polyethylene tubing	BD Intramedic	427401
Infusion pump	Braintree Scientific	BS-300
Animal monitoring & gating equipment	Small Animal Instruments Inc.	Model 1025	Only respiration monitoring used
Animal bed with temperature regulation	(In-house)