Évaluation des résultats primaires dans un modèle porcin de infarctus aigu du myocarde

Résumé

l'évaluation des résultats fiables et précis est la clé pour la traduction des thérapies précliniques dans le traitement clinique. Le présent document décrit comment évaluer trois paramètres de résultats primaires cliniquement pertinents de la performance cardiaque et des lésions dans un modèle d'infarctus du myocarde aigu de porc.

Résumé

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Introduction

L' insuffisance cardiaque avec une fraction d'éjection réduite (HFrEF) représente environ 50% de tous les cas d'insuffisance cardiaque, qui touche environ 1 - 2% des personnes dans le monde occidental ^1. Sa cause la plus fréquente est l'infarctus du myocarde aigu (AMI). Comme la mortalité aiguë après un IAM a considérablement diminué en raison de la sensibilisation accrue et l'amélioration des options de traitement, l'accent a évolué vers ses séquelles chroniques; l'être le plus important HFrEF ^2,3. Avec l' augmentation des coûts de soins de santé ^4, l'épidémie croissante de l' insuffisance cardiaque souligne la nécessité de nouveaux diagnostics et thérapies qui peuvent être étudiés dans un modèle porcin hautement traductionnelle de remodelage indésirable après AMI comme décrit précédemment ^5.

Les deux, les déterminants (par exemple, la taille de l' infarctus) et fonctionnelles des évaluations (par exemple, échocardiographie) du remodelage défavorable sont souvent utilisés pour les tests d'efficacité de nouveaux traitements, ce qui indique la nécessité de relméthodes iable et relativement peu coûteux. L'objectif du présent document est de répondre à ce besoin en introduisant des mesures de résultats importants et fiables pour les tests d'efficacité dans un modèle porcin de l'infarctus du myocarde aigu. Ceux-ci comprennent la taille de l'infarctus (IS) par rapport à la zone à risque (AAR), 3D échocardiographie transœsophagienne (3D-TEE) et pression-volume sur la base d'admission détaillé (PV) acquisition de la boucle.

La taille de l' infarctus est le principal déterminant de remodelage défavorable et de survie après AMI ^6. Bien que la reperfusion en temps opportun de myocarde ischémique peut sauver cardiomyocytes réversiblement blessés et de limiter la taille de l' infarctus, la reperfusion elle - même provoque des dégâts supplémentaires par la génération de stress oxydatif et une réponse inflammatoire disproportionnée (ischémie-reperfusion (IRI)) ^7. Par conséquent, IRI a été identifié comme une cible thérapeutique prometteuse. La capacité des nouveaux traitements pour réduire la taille de l'infarctus est quantifiée en évaluant la taille de l'infarctus par rapportà la zone à risque (AAR). AAR quantification est obligatoire pour corriger la variabilité inter-individuelle dans l'anatomie coronaire de modèles animaux, comme une plus grande AAR mène à une plus grande taille de l'infarctus absolu. Depuis la taille de l' infarctus est directement liée à la performance cardiaque et de la contractilité du myocarde, les variations de l' AAR peuvent influer sur l' étude des mesures de résultats , indépendamment des modalités de traitement ^8.

échocardiographie transoesophagienne en trois dimensions (3D-TEE) est une méthode peu coûteuse sûre, fiable et, surtout, cliniquement applicable pour mesurer la fonction cardiaque non invasive. Considérant que échocardiographie transthoracique (TTE) images sont limitées à 2D à long et à court parasternale axe vues chez les porcs ^9, 3D-TEE peut être utilisé pour obtenir des images complètes en 3 dimensions du ventricule gauche. Par conséquent, il ne nécessite pas des approximations mathématiques du ventricule gauche (LV) volumes tels que la règle de Simpson modifiée ^10. Celui-ci est loin de correstimer ectement volumes LV après le remodelage du VG en raison de l'absence de géométrie cylindrique ^11. De plus, 3D-TEE est préférable à l' échocardiographie épicardique car il ne nécessite pas d' interventions chirurgicales, qui ont été observés pour exercer des effets cardioprotecteurs dans le modèle actuel ^12. Bien que l'utilisation de la 2D-TEE pour l'évaluation de la fonction myocardique a été décrite avant ^13,14, les limitations concernant la géométrie du ventricule sont similaires à ceux observés en 2D-TTE et dépendent de l'étendue de remodelage du VG. Par conséquent, plus le Infarctus (et donc plus la probabilité d'une insuffisance cardiaque), les mesures 2D plus susceptibles deviennent viciée par des hypothèses géométriques erronées et plus le besoin de techniques 3D.

Néanmoins, la plupart des modalités d'imagerie sont limitées dans leur capacité à évaluer les propriétés fonctionnelles intrinsèques du myocarde. PV boucles fournir de telles informations supplémentaires pertinentes et leur acquisition est doncdécrit en détail ci-dessous.

Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvés par le Comité d'éthique sur l'expérimentation animale de l'Université Medical Center Utrecht (Utrecht, Pays-Bas) et sont conformes à la «Guide pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire».

NOTE: Le protocole pour effectuer un ballon d' occlusion fermée thoracique ne fait pas partie du manuscrit en cours et est décrit en détail ailleurs ^5. En bref, les porcs (60 - 70 kg) sont soumis à 75 min ballon transluminal occlusion de la partie médiane de l'artère descendante antérieure gauche (LAD).

Les deux, en trois dimensions échocardiographie transoesophagienne (3D-TEE) et pression-volume (PV) Les mesures de la boucle peut être réalisée à l'inclusion, à court terme et à long terme de suivi. Notez que ces mesures sont considérées comme peu fiables dans les premières heures après l'infarctus du myocarde due à des arythmies fréquentes dans cette phase. la taille de l'infarctus (IS) et de la zone à risque (AAR) mesures sont preferably évaluée à court terme de suivi (24-72 h) ^15,16, étant donné que les changements dans microvascularisation et secondaire amincissement de la cicatrice myocardique aboutissent à des résultats moins fiables. Infarctus taille coloration est effectuée en utilisant le chlorure de 2,3,5-triphényltétrazolium (TTC) (ATTENTION, irritant), qui est considéré comme hautement reproductible et relativement peu coûteuse. TTC est une poudre blanche qui se dissout dans une solution saline colorlessly. Lors du contact avec différentes déshydrogénases, elle est convertie en une couleur rouge brique. Ainsi, il établit une discrimination entre viable (rouge) et le tissu myocardique mort (blanc). Pour une vue d' ensemble à la fois sur la détermination invasive et non invasive taille de l' infarctus, les lecteurs sont dirigés vers un examen complet à ce sujet ^17.

La figure 1 montre la chronologie , y compris l' anesthésie, la préparation chirurgicale et la mesure des résultats primaires utilisés dans cette étude.

1. Médicaments et anesthésie

1. Assurez-vous que l'animal ne mange pas ouboire pendant au moins 5 heures avant l'intervention. Pré-traitement, l' anesthésie et les protocoles de traitement de la douleur post-opératoires ont été décrits en détail ailleurs ^5.
2. En bref, le jour avant l'intervention d'un timbre buprenorfine (5 ug / h) est appliquée sur la peau qui est actif pendant sept jours afin de limiter la douleur post-opératoire. Le jour de la chirurgie, les porcs rassis par injection intramusculaire de 0,4 mg / kg de midazolam, 10 mg / kg de kétamine et de 0,014 mg / kg d'atropine. Attendez environ 10 - 15 min. Insérez une 18 G canule dans l'une des veines de l'oreille et d'administrer 5 mg / kg de thiopental de sodium pour induire une anesthésie.
3. Intuber le cochon en utilisant une sonde endotrachéale (taille 8,5 pour les porcs de 60 - 70 kg). Si nécessaire, effectuer un ballon de ventilation (fréquence 12 / min) et le transport du porc à la salle d'opération.
4. À l' arrivée dans la salle d'opération, commencer une ventilation mécanique à pression positive avec FiO2 0,50, 10 ml / kg volume courant et une fréquence de 12 / min à l' aide continueenregistrement de capnographie.
5. Commencer l'anesthésie équilibrée par perfusion intraveineuse continue d'une combinaison de midazolam (0,5 mg / kg / h), le sufentanil (2,5 ug / kg / h) et le pancuronium (0,1 mg / kg / h).
6. Confirmer l' anesthésie en testant le réflexe cornéen et le suivi du modèle de respiration (par exemple, la respiration spontanée en combinaison avec une ventilation mécanique indique une anesthésie incomplète). Utilisez vétérinaire pommade sur les yeux pour prévenir la sécheresse alors que l'animal est sous anesthésie.

2. 3D échocardiographie transœsophagienne (TEE)

1. Pour permettre un suivi de la fréquence cardiaque et l'acquisition de données, connectez l'animal au 5 conduit ECG sur la machine de l'échocardiographie.
2. Placez l'animal dans la position latérale droite. Assurez-vous que la sonde est droite et flexible à la pointe en ouvrant la pièce de fonctionnement.
3. Ouvrez la bouche du porc et insérez soigneusement la sonde d'écho dans l'œsophage. Si nécessaire, utiliser un laryngoscope pour visualisation. Soyez prudent pour éviter de se retrouver dans la poche pharyngée anatomique normale, ressemblant à un diverticule de Zenker ^18.
4. Insérez la sonde pour 50 - 60 cm (mesure de la pointe du museau). Faire tourner lentement la sonde et fléchir la tête dans une position antérolatérale gauche pour visualiser le cœur (Figure 2A - B). Assurez-vous que tous les murs sont clairement visibles.
5. Utilisez l'option "plein volume 3D" sur l'écran de la machine d'échocardiographie pour afficher deux images perpendiculaires du ventricule gauche comme le montre la figure 2C -. D Puis maximiser la largeur du secteur qui est en cours d' acquisition en sélectionnant "Volume FV Opt". Pause ventilation par commutation temporairement la ventilation mécanique et appuyez sur "Acquire" pour obtenir des mesures de volume complet.
6. Après l'acquisition d'écho, assurez-vous que la pointe est flexible en ouvrant la pièce de fonctionnement. Ensuite, retirez lentement la sonde de l'animal.
   NOTE: Ne pas laisser the animal sans surveillance, jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète.
7. Effectuer une analyse hors - ligne avec le logiciel validé comme décrit précédemment ^19.

3. base Admittance-pression-volume de boucle d'acquisition

1. Pré-tremper les conseils de détection de l'admission cathéter 7 F tétra-polaire dans 0,9% de solution saline (de la température ambiante à 37 ° C) pendant un minimum de 20 min pour assurer une bonne hydratation et de la dérive de la pression de base minimale lors de l'expérience ^20.
2. Administrer des médicaments et de l'anesthésie comme décrit dans la section 1.
3. Effectuer la préparation chirurgicale et d' obtenir un accès vasculaire comme décrit précédemment ^5.
   1. En bref, de se raser et nettoyer le cou. Désinfecter la zone chirurgicale avec de l'iode 2% et couvrir les parties non-stériles des porcs avec des champs opératoires stériles.
   2. Faireune incision médiane dans le cou pour exposer l'artère carotide et la veine jugulaire interne. Insérez une F gaine dans l'artère carotide 8 et une F gaine dans la veine jugulaire 9.
4. Insérez un Swan-Ganz (SG) cathéter à travers la gaine 9 F dans la veine jugulaire et le coincer dans une petite artère pulmonaire en gonflant le ballonnet à l'extrémité du cathéter. Après le placement adéquat dans la partie périphérique du poumon, de dégonfler le ballon. Connecter le SG à un périphérique de sortie cardiaque externe.
5. Fixer une seringue de 20 ml contenant 0,9% de solution saline stérile à l'orifice d'injection qui se connecte à la lumière avec le debouchment la plus proximale. Mesurer le débit cardiaque par perfusion rapide de 5 ml de solution saline à 0,9% (température ambiante) et d'obtenir la fréquence cardiaque pour calculer le volume systolique (SV). Répétez cette procédure trois fois et calculer la SV moyenne.
   REMARQUE: Le débit cardiaque est (automatiquement) calculée en utilisant l'équation de Stewart-Hamilton thermodilution et est basé sur des changements de température dans leartère pulmonaire sur la perfusion de la température ambiante une solution saline ^21.
6. Retirez le SG cathéter. Insérez une 8 F Fogarty cathéter à travers la gaine 9 F dans la veine jugulaire et la position dans la veine cave inférieure.
7. Calibrer le signal de pression du cathéter de boucle PV en utilisant le bouton "Fine" "Course" et, tandis que la pointe reste dans 0,9% de solution saline. Ensuite, l'entrée de la SV mesurée dans le système.
8. Avancer le cathéter de boucle PV par la F gaine 8 dans l'artère carotide et centrer la pointe dans le ventricule gauche (VG) sous fluoroscopie.
9. Sélectionnez le plus grand segment placé de manière adéquate en traçant le signal de conductance brut contre le signal de pression. Veiller à ce que les boucles de pression conductance sont de forme rectangulaire. est prévu signal de phase pour montrer une trace des sinus avec des valeurs entre 3 et 5 degrés. Pause ventilation et effectuer un scan de base pour convertir conductance au volume.
   1. Acceptez les données de base paren appuyant sur "Continuer" lorsque les signaux sont stables (pas arythmies), la fréquence cardiaque est égal à l' ECG ou le rythme cardiaque de pression dérivée et en fin de systole (ES) / fin de diastole (ED) conductance sont correctement détectée par le système ^20.
      NOTE: Ce dernier peut être vérifiée en traçant le signal de conductance brut contre le signal de pression et la comparaison des valeurs de conductance ES / ED dérivées de la ligne de base de numérisation vers conductance en temps réel. Si l'une des conditions ci-dessus est pas remplie, répétez la procédure.
10. Acquérir de référence des boucles pression-volume en enregistrant 10 - 12 battements consécutifs au cours de l'apnée en arrêtant la ventilation.
11. Gonfler le cathéter Fogarty sous guidage fluoroscopique pour réduire la précharge et enregistrer 10 - 12 battements consécutifs comme décrit ci-dessus. Assurez-vous que la pression artérielle systolique reste> 60 mmHg et aucune arythmies interférer avec les mesures.
12. Retirer les cathéters de boucle Fogarty et PV. Gardez l'enregistrement artérielle pressure avant et pendant le retrait du cathéter de la boucle PV pour permettre la correction de la dérive de la pression ( à savoir, ex vivo avant et après la procédure différence de pression de référence).
    REMARQUE: Ne pas laisser l'animal sans surveillance jusqu'à ce qu'il ait repris connaissance suffisante pour maintenir décubitus sternale. Ne retournez pas un animal qui a subi une intervention chirurgicale à la compagnie d'autres animaux jusqu'à guérison complète.
13. Effectuer une analyse hors ligne des mesures géométriques et des paramètres fonctionnels avec le logiciel validé ^22.

4. Zone à risque (AAR) et Infarctus Taille (IS) Quantification

1. Dissoudre 1,00 g de bleu Evans (ATTENTION ^23, toxique) dans 50 ml de solution saline à 0,9%, remplir deux 50 ml seringues Luer avec 20 ml et 30 ml de 2% solution de bleu Evans , respectivement , et maintenir à la température ambiante.
   NOTE: Travailler dans une hotte et porter un masque anti-poussière pour limiter l'exposition aux poussières dangereuses et utiliser des gants et des lunettes de protection pour éviter le contact frpeau et les yeux om.
2. Prendre des précautions semblables, dissoudre 1% 2,3,5-triphényl-tetrazoliumchloride (TTC) (ATTENTION, irritant) à 37 ° C 0,9% de solution saline et de maintenir à 37 ° C.
3. préparer chirurgicalement l'animal afin d'obtenir un accès vasculaire à deux carotides. Effectuer une sternotomie pour permettre la visualisation directe de l'effet in vivo Evans perfusion bleu ^5.
4. Insérer un 7 F et F une gaine 8 introducteur dans l'artère carotide respective. Vous pouvez également insérer les deux gaines d'introduction en une seule artère carotide ou d'utiliser l'une des artères fémorales pour l'un des deux cathéters de guidage.
5. Connectez deux Y connecteurs standard à 7 F JL4 et 8 F JL4 cathéter de guidage, respectivement. Pour une approche fémorale, utilisez un JR4 pour l'artère coronaire droite (RCA) et un JL4 pour l'artère coronaire principale gauche (LCMA). Connecter un robinet supplémentaire à trois voies avec 10 cm extension à deux raccords en Y.
6. Administrer 100 UI / kg d'héparine. Positionner le 8 F JL4 guidage catheter dans l'ostium de l'LMCA par l'intermédiaire d'une des deux gaines d'introduction.
7. L'utilisation d'un "guidage 0,014, avancer un cathéter de dilatation coronaire à travers le cathéter LCMA et positionner le ballon à l'endroit où l'occlusion coronaire a été réalisée au cours de MI induction. Ne pas gonfler encore.
8. Positionner le second cathéter de guidage 8 F JL4 dans l'ostium de l'ARC via le deuxième introducteur.
9. Effectuer une angiographie coronarienne (CAG) en infusant agent de contraste sous fluoroscopie pour confirmer le positionnement correct des deux cathéters de guidage et le ballon dans les artères coronaires, en utilisant antéropostérieure et AJO 30 ° vues.
10. Fixez les deux 50 ml seringues contenant 30 ml (LCMA) et 20 ml (RCA) 2% Evans bleu aux robinets à trois voies respectives attachées aux raccords en Y sur les cathéters de guidage.
11. Gonflez le ballon et de confirmer l'occlusion de l'artère coronaire par l'ACG. Seulement lorsque le ballon bloque complètement le passage d'un agent de contraste, injecter bleu Evans dye à travers les deux cathéters de guidage (5 ml / s) alors que le ballon est gonflé.
12. Directement après la fin de la perfusion bleu Evans, induire une fibrillation ventriculaire en plaçant une pile de 9 V sur la partie non-infarcie du coeur.
13. Inciser la veine cave pour relâcher la pression et assurez-vous d'une unité d'aspiration est disponible pour permettre le drainage du sang.
14. Dégonfler le ballon, rétracter conjointement avec les deux cathéters de guidage et explantation du cœur en disséquant les membranes environnantes. Une coupe transversale à travers les gros vaisseaux (ie, l' aorte, l' artère pulmonaire / veines) permet explantation complète. Rapidement laver le sang et le colorant superflu sur la surface extérieure et dans les cavités cardiaques en utilisant une solution saline à 0,9%.
15. Disséquer soigneusement le ventricule gauche et faire des coupes dans 5 10 mm d'épaisseur sections égales du sommet à la base, dans un plan parallèle à la auriculo-ventriculaire (AV) rainure.
16. Photographie des deux côtés de cinq tranches séparément dans des conditions de lumière ambiante,comme un éventuel lavage bleu Evans peut se produire dans l'étape suivante. Pour l'étalonnage, assurez-vous d'une règle est présent dans l'image.
17. Incuber pendant 10 min dans une solution de TTC de 1% à 37 ° C, en tournant les sections autour après 5 min pour l'égalité de coloration.
18. Encore une fois, photographier les deux côtés de cinq tranches séparément dans des conditions de lumière ambiante et assurez-vous d'une règle est visualisé dans l'image pour l'étalonnage.
19. Peser toutes les tranches. Logiciel Utilisation appropriée pour les analyses ^5. Lorsque vous utilisez ImageJ (version 1.47), cliquez sur le bouton "en ligne droite". Maintenant, tracer une ligne droite avec une distance connue en utilisant la règle dans l'image (par exemple, 5 cm). Cliquez sur "Analyser" -> "Définir échelle" et entrez la distance dans la case "distance connue". Cette procédure permet l'étalonnage de la distance en pixels à des unités SI de longueur.
20. En utilisant le bouton "Polygon sélections", sélectionnez la superficie totale qui correspond au myocarde LV dans le présent imâge, cliquez sur "Analyser" -> "Mesure" pour acquérir des mesures. Effectuez cette procédure pour les deux côtés de chaque tranche de myocarde, et la moyenne par tranche.
    1. Multiplier par le poids de la tranche proportionnel au poids total de l'ensemble des cinq tranches et fait la moyenne de ces mesures pour l'ensemble des tranches.
21. Effectuer des mesures similaires pour la zone à risque (AAR) et la taille de l'infarctus (IS). Divide EST / AAR, AAR / LV et IS / LV et multiplier par 100% pour obtenir des mesures de résultats respectifs ^5.

Résultats

3D échocardiographie transœsophagienne

3D échocardiographie transoesophagienne (3D-TEE) peut être utilisé pour l'évaluation de la fonction cardiaque globale. Après AMI, la fonction cardiaque globale diffère de valeurs de référence en bonne santé. En particulier, la fraction d'éjection du ventricule gauche (FEVG) diminue de 59 ± 4% à 37 ± 6% après une semaine de reperfusion (n = 10...

Discussion

Remodelage cardiaque est en grande partie en fonction de la taille de l' infarctus du myocarde et de la qualité de l' infarctus du myocarde réparer ^6,26. Pour évaluer l'ancien d'une manière standardisée, le présent manuscrit fournit une méthode élégante de perfusion in vivo de bleu Evans combiné avec ex vivo TTC coloration, qui a été validé et largement utilisé ^8,16,27,28. Cette méthode permet la quantification de la zone à risque (AAR) et la taille...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-dimensional Transesophageal Echocardiography
iE33 ultrasound device	Philips	-
X7-2t transducer	Philips	-
Aquasonic® 100 ultrasound transmission gel	Parker Laboratories Inc.	01-34	Alternative product can be used
Battery handle type C (laryngoscope handle)	Riester	12303
Ri-Standard Miller blade MIL 4 (laryngoscope blade)	Riester	12225
Qlab 10.0 (3DQ Advanced) analysis software	Philips	-
Name	Company	Catalog Number	Comments
Pressure-volume loop acquisition
Cardiac defibrillator	Philips
0.9% Saline	Braun
8 F Percutaneous Sheath Introducer Set	Arrow	CP-08803	Alternative product can be used
9 F Radifocus® Introducer II Standard Kit	Terumo	RS*A90K10SQ	Alternative product can be used
8 F Fogarty catheter	Edward Life Sciences	62080814F	Alternative product can be used
7 F Criticath™ SP5107H TD catheter (Swan-Ganz)	Becton Dickinson (BD)	680078	Alternative product can be used
Ultraview SL Patient Monitor and Invasive Command Module (external cardiac output device)	Spacelabs Healthcare	91387	Alternative product can be used
ADVantage system™	Transonic SciSense	-
7 F Tetra-polar admittance catheter (7.0 VSL Pigtail / no lumen)	Transonic SciSense	-
Multi-channel acquisition system (Iworx 404)	Iworx	-
Labscribe V2.0 analysis software	Iworx	-	Alternative product can be used
Name	Company	Catalog Number	Comments
Infarct size / area-at-risk quantification
Diathermy	-		Alternative product can be used
Lebsch knife	-		Alternative product can be used
Hammer	-		Alternative product can be used
Bone marrow wax	Syneture		Alternative product can be used
Klinkenberg scissors	-		Alternative product can be used
Retractor	-		Alternative product can be used
Surgical scissors	-
7 F Percutaneous Sheath Introducer Set	Arrow	CP-08703	Alternative product can be used
8 F Percutaneous Sheath Introducer Set	Arrow	CP-08803	Alternative product can be used
7 F JL4 guiding catheter	Boston Scientific	H749 34357-662	Alternative product can be used
8 F JL4 guiding catheter	Boston Scientific	H749 34358-662	Alternative product can be used
COPILOT Bleedback Control Valves	Abbott Vascular	1003331	Alternative product can be used
BD Connecta™	Franklin Lakes	394995	Alternative product can be used
Contrast agent	Telebrix
Persuader 9 Steerable Guidewire 9 (0.014", 180 cm, straight tip), hydrophilic coating	Medtronic Inc.	9PSDR180HS	Alternative product can be used
SAPPHIRE™ Coronary Dilatation Catheter (PTCA balloon suitable for the size of the particular coronary artery (2.75 - 3.25 mm))	OrbusNeich	103-3015	Alternative product can be used
Evans Blue	Sigma-Aldrich	E2129-100G	Toxic. Alternative product can be used
2,3,5-triphenyl-tetrazolium chloride (TTC)	Sigma-Aldrich	T8877-100G	Irritant. Alternative product can be used
9 V Battery	-	-
Ruler	-	-
Photocamera	Sony	-
ImageJ	National Institutes of Health	-	Alternative product can be used