Laminotomy pour accès de Ganglion de la racine dorsale lombaire et Injection chez le porc

Résumé

Nous décrivons une méthode pour laminotomy chez le porc qui donne accès au rachidiens lombaires (DRG) pour injection intraganglionic. Progrès de l’injection sont surveillée de manière et histologiquement confirmé jusqu'à 21 jours après la chirurgie. Ce protocole pourrait être utilisé pour de futures études précliniques impliquant l’injection de DRG.

Résumé

Les ganglions rachidiens (DRG) sont des structures anatomiques bien définies qui contiennent tous les neurones sensitifs primaires au-dessous de la tête. Ce fait rend les cibles intéressantes DRG pour l’injection de nouveaux médicaments destinés à traiter la douleur chronique. Dans des modèles animaux petits, laminectomie a été utilisée pour faciliter l’injection de DRG parce qu’elle implique l’ablation chirurgicale de l’OS vertébral entourant chaque DRG. Nous démontrons une technique d’injection intraganglionic de DRG lombaire dans une espèce animale, nommément, de peste porcine. Laminotomy est effectuée afin de permettre un accès direct à la DRG en utilisant les matériaux, les instruments et les techniques neurochirurgicales standard. Par rapport à la plus vaste retrait d’OS via une laminectomie, nous implémentons laminotomy pour conserver de l’anatomie de la colonne vertébrale tout en assurant un accès suffisant DRG. Des progrès peropératoire d’injection DRG est surveillé à l’aide d’un colorant non toxique. Suite à l’euthanasie au jour postopératoire 21, le succès d’injection est déterminé par histologie pour intraganglionic distribution de 4', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI). On injecte une solution biologiquement inactif pour démontrer le protocole. Cette méthode pourrait être appliquée à l’avenir précliniques de solutions thérapeutiques cible de DRG. Notre méthodologie devrait faciliter le contrôle de la traduisibilité des paradigmes animaux petits intraganglionic dans une espèce animale. En outre, le présent protocole peut servir une ressource clé pour ceux qui envisagent des études précliniques de l’injection de DRG chez le porc.

Introduction

Les ganglions rachidiens (DRG) sont des collections anatomiquement discrets, neuronales, situées le long de la colonne vertébrale. Chaque DRG contient les neurones sensoriels primaires qui codent et relais des stimuli périphériques au système nerveux central (CNS) des régions spécifiques du corps. Par exemple, la douleur de l’arthrose commence lorsque les récepteurs de la douleur situés sur une articulation perçoivent des stimuli nociceptifs. Ce processus est appelé la nociception. Sensibilisation à long terme des stimuli nociceptifs mène à la douleur chronique ¹.

La douleur chronique est un sujet fréquent d’étude préclinique ² où un seul but est de développer des méthodes utiles pour l’administration ciblée des analgésiques à DRG, telles que l’injection intraganglionic ³. Cependant, DRG sont difficiles d’accès, parce qu’ils résident dans les limites boney du foramen intervertébral ⁴. Plusieurs groupes ont avec succès surmonter cet obstacle grâce à l’utilisation de la chirurgie de la colonne vertébrale en rongeurs ^5,6,7,8,9,10.

Dans la clinique, une laminectomie est une opération courante de la colonne vertébrale et se réfère à l’ablation chirurgicale de la lame vertébrale, érosion ainsi le canal vertébral ¹¹. Incorporation de techniques chirurgicales pour permettre un accès direct DRG a réussi à rongeurs ^5,12, cependant, la traduction peut être irréalistes vu différences dans la taille des structures concernées et qui influence pharmacocinétique ou faisabilité technique ^13,14. Par exemple, une étude a déterminé le diamètre transversal de la moelle épinière à T10 à 3.0, 7.0 et 8,2 mm pour rat, cochon et l’homme, respectivement le ¹⁵. Ainsi, le gros animal modèles mieux approximatives dimensions humaines des structures nerveuses.

Chez le porc, Raore al utilisé laminectomie multi-niveau pour accéder à la moelle épinière cervicale pour plusieurs injections intramédullaires ¹⁶. La procédure a été bien tolérée et ont conduit à une phase I essai clinique où des résultats chirurgicaux comparables ont été documentées ¹⁷. Ces résultats encouragent la poursuite de l’utilisation de modèles animaux grands précliniques comme prédicteurs de la faisabilité technique et de la sécurité chez les humains.

A ce jour, aucune méthodologie détaillée n’existe pour accès chirurgical et injection de DRG chez une espèce animale. Pour réduire cet écart translationnel, nous rapportons un protocole pour l’exposition DRG et injection via laminotomy chez le porc. Matériaux, instruments et techniques neurochirurgicales standard ont été utilisées et la méthode a été conçue pour imiter la pratique chirurgicale moderne. Nous démontrer intraganglionic injection en utilisant une solution aqueuse de DRG lombaire et confirmer la mise en œuvre réussie par histologie après jour postopératoire 21.

Protocole

toutes les méthodes décrites ici ont été approuvés par l’utilisation Comité (IACUC) de clinique de Mayo et d’institutionnels animalier.

1. prérequis de rigueur et de la reproductibilité

1. pour assurer la rigueur du design, répondent à des normes nationales de laboratoire bonne pratiques soient à tout moment et obtenir l’approbation interne de IACUC (ou Comité similaire) avant tout animal implication dans les expériences de.
   Remarque : Ce protocole a été conçu pour maintenir une approche clinique fidèle. Ainsi, les matériaux, les instruments et les techniques impliquées sont décrits de manière identique les plus hautes normes cliniques chez les humains. Par exemple, stricte technique stérile est suivie et matériaux expirés ne doivent jamais servir.
2. Pour soutenir la reproductibilité de cette méthodologie dans un cadre expérimental, élaborer des modes opératoires normalisés internes et de contrôler la variabilité dans la race porcine, poids, sexe et âge entre plusieurs cohortes.
   Remarque : La conception du présent protocole reposait sur l’utilisation des porcs d’un poids de 38 à 53 kg

2. Préopératoire animalier

1. administration prophylactique par voie intramusculaire (IM) ceftiofur, donné à 5 mg/kg, 1 jour avant l’intervention.
2. Rapide des animaux d’aliments solides et empêchent les animaux de soins cosmétiques, bains d’huile soit, 12 h avant l’intervention.
3. Anesthésie générale induce moins de 1 h de la procédure, à l’aide de IM tiletamine et zolazepam, donné comme Telazol à 5 mg/kg et IM xylazine, rendue à 2 mg/kg.
4. Une fois que l’induit, administrer sous-cutanée communiqué de buprénorphine subie (SC) (SR), rendue à 0,18 mg/kg.
5. Placer un cathéter d’oreille-veine et effectuer l’intubation séquence rapide pour placer un tube endotrachéal.
6. Attacher un oxymètre de pouls avec fonction de la langue pour surveiller l’oxygénation et la fréquence cardiaque de surveillance de la fréquence cardiaque.
7. Placer l’animal en position couchée et coupez la peau sur le dos à l’aide d’une tondeuse électrique. Pince à cheveux sur une zone large, bilatérale qui s’étend depuis le plan sagittal de la ligne médiane au plan coronal médiane et longitudinalement de l’apex sacré pour les épines scapulaire. Utilisez le ruban adhésif pour enlever les cheveux et la peau flottante.
8. Frotter la zone coupée jusqu'à 3 fois à l’eau tiède et au savon et assécher la peau à l’aide d’une serviette non pelucheuse.
9. Repères anatomiques bilatéraux de Mark à l’aide d’un marqueur chirurgical. Marquer les dernières côtes, crêtes iliaques, apophyses et des apophyses transverses.
   NOTE : En cochant les dernières côtes, iliaques et apophyses transverses, la colonne lombaire est délimitée le long de ses limites supérieures, inférieures et latérales, respectivement. Ce protocole a été conçu pour guider les accès et injection de n’importe quel DRG lombaire d’intérêt. Pour référence, les crêtes iliaques supérieures s’aligner le niveau vertébral L3 ou L4.
10. Couvrir l’animal avec une couverture chaude pour le transport à la suite du dispositif.

3. Positionnement dans la Suite du dispositif

1. doucement élévateur et position l’animal sujette à un grand animal humain mis à jour le fronde avec ouverture abdominale rembourrée.
   Remarque : L’ouverture abdominale permet pour la réduction de la pression abdominale semblable au cadre Wilson utilisé pendant l’intervention humaine de la colonne vertébrale. À son tour, cela diminue le saignement peropératoire des colonne vertébrale des vaisseaux sanguins. La toile est avantageuse car les jambes sont autorisés à pendre librement à travers les ouvertures rembourrés qui protègent l’animal de l’inflammation des nerfs périphériques. Cependant, parce que le cadre de la fronde est en métal, il devrait être rembourré avec isolation pour éviter les courts-circuits électriques et graver animaux par inadvertance. Un rouleau de couverture peut être placé à la position de la tête et le cou dans une position confortable, en fonction de la taille de l’animal.
2. Maintenir l’anesthésie générale à l’aide de 1 à 3 % par inhalation isoflurane (IH), titré à effet. Humidifier les yeux avec l’Onguent ophtalmique et doucement avec du ruban adhésif shut.
3. Lignes de Place pour la surveillance de signes vitaux au document température, tension artérielle, fréquence cardiaque et l’oxygénation. Surveiller la ventilation par Capnographie.
4. Placer une électrode de dispersion électrochirurgicale adhésive, disponible sur l’omoplate gauche ou droite.
5. Administrer réchauffé Ringer lactate ' s comme apport liquidien dans le cathéter de l’oreille-veine. Donner des fluides à raison de 5 à 10 mL/kg/h.
6. Placer un dispositif de chauffage air pulsé sur la région thoracique et cervicale et éviter de couvrir les dernières côtes.

4. Préparation stérile du champ opératoire pour une Injection côté gauche

Remarque : À ce stade, procéder de façon stérile strict.

1. Prepare la peau recouvrant le rachis lombaire en commençant par l’application large de 0,7 % iode povacrylex et 74 % d’alcool isopropylique selon le fabricant ' instructions de s. Pour s’assurer que l’aiguille de guide peut plus tard être placé de façon stérile, lateralize demande au côté de l’injection prévue en prolongeant l’antisepsie vers le plan coronal midline passé les apophyses transverses marqués.
2. Placer des serviettes chirurgicaux jetables en rectangulaire mode d’esquisser l’incision prévue, qui est sur la ligne médiane le long des apophyses épineuses lombaires marquées.
3. Appliquer un adhésif antimicrobiens inciser pendre les serviettes du dispositif et la peau exposée. Pince à rideaux en place et s’étendent au bord de la draperie hors du champ opératoire.
4. Garantir un drapé vertical vers les pôles à la tête de la fronde entre le champ opératoire et le technicien surveillance.
5. Secure lignes pour l’aspiration et l’électrochirurgie dans le champ du dispositif de serrage pour les tentures stériles. Passer les extrémités libres des tubes et fils hors du champ stérile.

5. Incision et Dissection sous-périosté peau

1. palper les apophyses lombaires le long de la ligne médiane et identifier 3 niveaux vertébraux consécutives.
2. Utiliser un scalpel #15 pour ouvrir une incision sagittale médiane de 8-12 cm à travers le drap incise directement derrière les apophyses épineuses. Maintenir l’hémostase à l’aide de gaze tamponnade et électrochirurgie monopolaire.
   Remarque : Il faut ne pas s’écarter de la ligne médiane, l’incision est avancée dans le sens antérieur parce que cela limite saignements des muscles paravertébraux. Palpation périodique pour les apophyses épineuses facilite l’avancement. Conservant des rétracteurs Weitlaner, Meyerding ou Gelpi peut être mis et repositionnée au besoin pour faciliter la dissection. Aspiration sert à maintenir la visibilité.
3. De disséquer le tissu sous-cutané et la graisse à l’aide d’électrochirurgie monopolaire jusqu'à ce que le fascia thoraco-lombaire est atteint. Palper les apophyses épineuses profonds pour le fascia thoraco-lombaire et découper le carénage le long de la ligne médiane pour exposer le ligament supra-épineux s’étendant entre les apophyses épineuses.
   Remarque : Le fascia thoraco-lombaire est identifié comme une gaine aponévrotique organisée avec un grain de tissu conjonctif qui entremêle dans une oblique, latérale et médiale direction. À ce stade, l’incision peut être allongée dans le sens soit supérieur ou inférieur à veiller à ce que les 3 apophyses sont entièrement visibles avec l’apophyse centrale aligné dans le centre du champ dissection.
4. Utiliser une lame #15 pour placer une incision de 2 mm parasagittale profond à travers le ligament supra-épineux postérieur à chaque apophyse épineuse. Placer chaque incision le long de la troisième à gauche de la surface postérieure de l’apophyse.
5. Relâchez doucement le ligament supra-épineux à chaque niveau le long de chaque incision utilisant un ascenseur plus libre de 5 mm.
6. Identifier le plan sous-périosté et disséquer au sein de ce plan le long de la surface latérale de chaque apophyse.
7. Effectuer une dissection sous-périostée à chaque apophyse de façon parallèle à veiller à ce que douce, voire dissection est atteint.
8. Inciser la fixation de muscles paravertébraux le long de l’espace INTERÉPINEUX utilisant électrochirurgie monopolaire en concert avec dissection sous-périostée.
9. Identifier le limbe à chaque niveau et poursuivre la dissection sous-périostée latéralement pour atteindre le bord latéral des zygapophyse 2 articulations qui relient les vertèbres exposés 3 et rejoindre le bord latéral de la lame entre les joints, appelé au Sea interarticularis.
   Remarque : La pars interarticularis est le bord postérieur du foramen intervertébral où réside le PMSI. Parfois, une petite veine découle un foramen situé sur la surface postérieure du limbe. Ces veines ont tendance à se rompre au cours de la dissection sous-périostée. Hémostase est facilement obtenu en utilisant une combinaison d’électrochirurgie bipolaire et OS de cire appliquée au foramen.

6. Un seul niveau Laminotomy

1. identifier la cible de laminotomy comme la lame centrale située entre et vers les 2 joints zygapophyse.
2. Trace la lamina à son bord inférieur, jusqu'à un point juste médial du processus articulaire inférieur contigus de l’articulation zygapophyse caudal.
3. Utiliser un ascenseur plus libre de 5 mm ou la curette pour palper la transition entre le bord de la morsure de la lame et le canal central.
   Remarque : Veiller à ne forcer pas l’instrument palpating antérieure parce que cela prendra contact avec le sac dural et la moelle épinière. Notez que la moelle épinière chez le porc s’étend au-delà de la colonne lombaire ¹⁸. Un rongeur du disque intervertébral peut être utilisé pour enlever des tissus mous supplémentaires recouvrant cette zone pour faciliter palpation.
4. Utiliser un 2 mm vers le haut se ronger, 45 degrés Kerrison rongeur pour extraire les os dans un mode par. Retirez osseuses le long de la base de l’apophyse supérieurement à un niveau juste caudal à la surface caudale du pédicule et sortir latéralement dans sa pleine mesure.
5. Utilisation angle OS pinces-gouges pour aider à l’enlèvement de l’OS. Laisser le processus articulaire inférieur qui était relié à la lame en place jusqu'à l’achevée en grande partie le laminotomy.
6. Confirme que le processus articulaire inférieur est librement mobiles et fixées que par la capsule articulaire zygapophyse. Inciser la capsule à l’aide d’une lame #15 et #11.
7. Supprimer le processus articulaire inférieur de façon par tout en conservant le processus articulaire supérieur adjacent intactes.
   Remarque : Comme le laminotomy est terminé, hémostase est réalisée avec électrochirurgie bipolaire. Électrochirurgie monopolaire n’est pas utilisé en raison de la proximité des structures neurales. Cire d’OS peut être placé le long des sites de saignement par OS exposé et éponges de gélatine résorbable peuvent être utilisés pour obtenir l’hémostase près des tissus mous. COTTONOID est un outil utile pour liquide séreux de mèche et le sang de la dissection.

7. Dissection de DRG

1. Evacuer la graisse épidurale dans un mode par de superficiel à partir profond médial et latéral. Enlever le gras de dissection douce à l’aide de la pince bipolaire et aspiration avec embouts d’aspiration de 6-10 Français Frazier.
   NOTE : Grossissement de la Loupe ou l’utilisation d’un microscope à dissection est utile pour fournir le niveau de détail nécessaire pour évacuer la graisse épidurale et atteindre l’hémostase minutieuse du plexus veineux péridurale à l’aide d’électrochirurgie bipolaire.
2. Identifier le sac dural le long de la ligne médiane en cours d’exécution dans un sens superoinferior, parallèle à l’axe de l’incision de la peau. Retirez la graisse épidurale le long du sac dural jusqu'à ce que le sac dural peut être vu pour donner naissance à la douille de racine de nerf dural.
3. Trace le manchon dural latéralement et inférieurement par évacuation de graisse péridurale jusqu'à ce qu’on voit pour agrandir autour de la DRG.
   NOTE : Identifier la DRG pour sa forme ovale et jaune à la couleur orange. À la colonne vertébrale lombaire médiane, le PMSI est généralement 4 à 6 mm en taille, plus longue de la médiale de direction latérale et trouve directement inférieure ou médial à son pédicule respectif de 2 à 3 mm. Un crochet émoussé, rectangulairement nerveuses peut être utilisé pour palper doucement pour le pédicule.
4. Évacuer la graisse épidurale latéralement, au-delà de la DRG, jusqu'à ce que le nerf spinal adjacent est perçue.
   Remarque : En cas de durotomy, réparez-le par fermeture étanche à l’aide de 6-0 en nylon suture et lisse micro aiguille dans un simple stich en cours d’exécution.

8. Injection de DRG

1. utiliser une aiguille spinale de calibre 22 pour guider la trajectoire d’une aiguille de livraison améliorée (CED) de convection de calibre 32. Piquer l’aiguille de calibre 22 guide dans les muscles de la peau et paraspinal.
   Remarque : L’aiguille de CED est conçu pour atteindre une convection fluide dans les tissus, également connu sous le nom des flux en vrac, en raison de la pression gradients ^{19 , 20}.
2. Visent l’aiguille guide le long d’une trajectoire qui se rapproche de l’axe longitudinal de la DRG et aboutit à la pointe de l’aiguille qui sortent d’un mur latéral paravertébraux du champ dissection.
3. Fine tune le chemin de l’aiguille jusqu'à ce que la lumière de l’aiguille s’aligne avec le centre de la DRG.
   Remarque : L’aiguille guide jamais puissent contacter la DRG.
4. Dresser d’injection stérile co-Set dans une seringue stérile et raccorder la seringue à la tubulure de perfusion stériles.
5. Fixer le tube à l’aiguille de CED et la main de la seringue sur le champ stérile. Connecter la seringue d’un pousse-seringue programmable.
   NOTE : Tube est établi sur une longueur de 5 pieds pour assurer le maintient de la stérilité et la mobilité. En outre, il est d’une importance primordiale qu’aucune bulle d’air ne soit introduite dans la solution.
6. Avancer l’injection de co-SET jusqu'à ce que l’expression est visible depuis la pointe de l’aiguille de CED.
7. Placer l’aiguille de CED dans la lumière du guide aiguille et avancer lentement l’aiguille CED jusqu'à ce qu’il ressort de l’extrémité de l’aiguille du guide. S’assurer que le PMSI n’est pas percé au cours de l’alignement de l’aiguille.
8. Fine tune la position de l’aiguille guide le long de l’axe le plus long de sa trajectoire pour déterminer l’emplacement définitif de la pointe de la CED.
9. Fixer le guide aiguille et l’aiguille de CED ensemble en utilisant emboîtement moyeux aiguille dès que la profondeur et l’alignement du guide et des aiguilles de CED est atteint.
10. Confirmer que toutes les connexions de dispositif d’injection sont entièrement sécurisées, y compris l’aiguille guide, aiguille de CED, et tubes connectés chargées d’injection co-Set.
11. Avancer l’aiguille guide le long de son axe longitudinal, rapprochant l’extrémité de l’aiguille CED et DRG.
12. Percer la DRG avec la pointe de l’aiguille de CED.
13. Immerger la pointe de l’aiguille de CED au centre en trois dimensions de la DRG.
    NOTE : parce que le PMSI est une structure tridimensionnelle de forme et de taille variable, DRG exposition doit être complète afin de placer avec précision la pointe de l’aiguille de CED au vrai centre de la DRG. Le véritable centre DRG est situé à l’intersection de ses trois axes anatomiques, à savoir l’antéro-postérieur, latéral à médial et supérieur aux axes inférieurs.
14. Livrer 100 μL d’injection co-Set par CED à l’aide d’un taux progressif et un volume de 3 étapes.
15. Livrer 4 μl à 2 μL/min pour la première étape. Livrer 8 μL à 4 μL/min pour la deuxième étape. Livrer μL 88 à 8 μL/min pour la troisième et dernière étape.
    Remarque : Laisser une pause de 3 min entre les étapes et après l’étape finale permettant l’équilibrage de la pression.
16. Retirer les appareils d’injection après l’étape de la dernière injection et 3 min de pause le long de son axe le plus long dans un mouvement lisse et doux.
    Remarque : Pour des solutions injectées sont incolores, colorant coloré est inclus dans la solution à une concentration de 0,1 % poids/volume pour aider à l’évaluation visuelle de l’injection co-Set distribution ¹². En outre, le colorant vital 4 ', 6-diamidino-2-phénylindole (DAPI) est inclus dans la solution à une concentration de 0,25 μg/μL, lors de la conception de l’étude nécessite une évaluation histologique d’injection co-Set distribution ⁵.

9. Fermeture

1. Appliquer 3 cycles d’irrigation saline tiède pour le site opératoire avant la fermeture de mobiliser et de vider le site des débris, c'est-à-dire des fragments d’os. D’aspiration permet de récupérer la solution saline et les débris.
   NOTE : Hémostase minutieuse est assuré si l’irrigation reste claire. Agents hémostatiques (éponge de gélatine) et cottonoid sont supprimés en ce moment. S’assurer que tous les instruments et les matériaux ont été défrichées depuis le site d’incision avant fermeture.
2. Utiliser une technique de 3 couches pour fermeture.
3. De suture du fascia thoraco-lombaire à l’aide de suture 0 de façon simple, interrompue, invertie. Placer un stich tous les 5-8 mm pour réaliser la fermeture étanche à l’eau.
4. Suture le tissu sous-cutané, à l’aide de sutures 2-0 de manière simple, interrompue, inversée avec le point placé chaque 5 à 8 mm pour atteindre une résistance suffisante.
5. Fermer la peau à l’aide de suture 0 de manière simple, en cours d’exécution ou interrompu fashion.
6. Utiliser un compteur aiguille pour s’assurer qu’aucun objets tranchants ne sont portées disparues dédiée
7. Irriguer la peau avec du sérum physiologique, la peau sèche et de placer les bandes de pansements adhésifs perpendiculaire à l’incision.
8. Place de gaze sur le dessus le bandage bandes et attacher un adhésif final antimicrobiens inciser drapé.

10. Protection des animaux post-opératoire

1. Extuber, couvrir avec des couvertures chaudes et transporter l’animal à la récupération.
2. Conformément aux procédures standard institutionnel d’exploitation pour la surveillance post-opératoire et la récupération de la chirurgie de la survie. Au minimum, observer l’animal toutes les 15 min jusqu’au retour de la conscience, horaire jusqu’au rétablissement complet anesthésique est atteint et deux fois par jour par la suite.
3. Gestion de la douleur postopératoire fournir en administrant IM ou orale carprofène, rendue à 4 mg/kg, une fois par jour sur 5 jours débutant le jour postopératoire 0. Administrer la buprénorphine SC SR, rendue à 0,18 mg/kg, une fois le jour postopératoire 2.
4. Administrer antisepsie post-opératoire en donnant IM ceftiofur, rendue à 5 mg/kg, une fois le jour postopératoire 4.
5. Enlever le bandage sur post-opératoire jour 5-7. Enlever les sutures lorsque la cicatrisation est terminée, généralement sur post-opératoire jour 10-14.
6. Humainement euthanasier l’animal selon des procédures normalisées de fonctionnement institutionnels une fois atteint le point de terminaison étude.

Résultats

Évaluation histologique de propagation d’injection co-Set
Mise en œuvre réussie d’injection co-Set de DRG est déterminée par une évaluation histologique de DAPI répartie. La technique consiste à positionner la pointe de l’aiguille au centre en trois dimensions de la DRG. Par conséquent, mise en œuvre réussie est déterminée en évaluant l’ampleur du DAPI coloration partir de coupes histologiques tous deux près (sections centrales de DRG) et lointain (périphériques DRG sections) ...

Discussion

Nous avons cherché à décrire une méthode d’exposition chirurgicale de DRG via laminotomy et intraganglionic injection chez une espèce animale saine, plus précisément, de peste porcine. Chez les rongeurs, une méthode similaire a été détaillée ¹² et utilisé pour fournir des agents pharmacologiques conventionnels ^8,10 et vecteurs viraux ^6,7,

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Large humane animal sling	Britz & Company	002539	Modified to include abdominal aperture
Adhesive patient return electrode - 9 inch	Medtronic	E7506	-
Ranger blood & fluid warming system	3M	24500	-
Lactated Ringer's fluid	Hospira	0409-7953-09	-
Force air warming device	3M	77500	-
Duraprep solution with applicator, 26 mL (0.7% iodine povacrylex, 74% isopropyl alcohol)	3M	8630	-
Sterile disposable surgical towels	Medline	MDT2168286	-
Ioban 2 incise drape	3M	6651EZSB	-
Disposable suction canister and tubing	Medline	DYND44703H	-
Button switch electrosurgical monopolar pencil	Medtronic	E2450H	-
Fine smooth straight bipolar electrosurgical forceps, 4 1/2 inch	Bovie	A826	-
#15 blade	Miltex	4-315	-
#11 blade	Miltex	4-311	-
4 x 4 surgical gauze	Dynarex	3262	-
Weitlaner self-retaining retractor, 8 inch	Miltex	11-618	-
Meyerding self-retaining retractor, 1 x 2 3/8 inch	Sklar	42-2078	-
Gelpi self-retaining retractor, 7 inch	Sklar	60-6570	-
Freer elevator, 5 mm	Medline	MDS4641518F	-
Bone wax	Ethicon	W31G	-
Spurling intervertebral disc rongeur, 3 mm	Sklar	42-2852	-
Spurling 45-degree, up-biting Kerrison rongeur, 2 mm	Medline	MDS4052802	-
Leksell angled rongeur, 2 mm	Sklar	40-4097	-
Gelfoam, size 50	Pfizer	AZL32301	-
Cottonoid patty	Medtronic	8004007	-
Frazier suction tip, 6 Fr	Sklar	50-2006	-
Frazier suction tip, 10 Fr	Sklar	50-2010	-
Dandy blunt right angle nerve hook	Medline	MDS4005220	-
Nylon suture, 6-0	Ethicon	697G	-
Castroviejo smooth micro needle holder	Medline	MDG2428614	-
22 gauge Quinke point spinal needle	Halyard Health	18397	-
32 gauge CED needle with locking Luer hub	See comments	n/a	As in: Pleticha, J., Maus, T.P., Christner, J.A., Marsh, M.P., Lee, K.H., Hooten, W.M., Beutler, A.S. Minimally invasive convection-enhanced delivery of biologics into dorsal root ganglia: validation in the pig model and prospective modeling in humans. Technical note. J Neurosurg. 121(4), 851-8 (2014).
Polyethylene tubing, 5 feet	Scientific Commodities	BB31695-PE/05	-
Monoject syringe, 3 mL	Kendall	SY15352	-
NanoJet syringe pump	Chemyx	10050	-
DAPI	Sigma-Aldrich	D9542	-
Fast Green FCF	Sigma-Aldrich	F7252	-
Bulb irrigation syringe	Medline	DYND20125	-
Fine-toothed Adson forceps	Medline	MDS1000212	-
Vicryl suture, 0	Ethicon	J603H	-
Vicryl suture, 2-0	Ethicon	J317H	-
Needle counter	Medline	NC20FBRGS	-
Steri-strip skin closure, 1/2x4 inch	3M	R1547	-