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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Nous présentons ici un protocole visant à recueillir des échantillons de sang de la veine sous-clavière de rat.

Résumé

Collecte de sang avec assez de volume sanguin est indispensable lors des expérimentations animales. Collecte de sang de la veine caudale de rats est populaire et moins stressant par rapport à d’autres méthodes plus agressives comme les plexus rétro-orbitaire échantillon collection. Toutefois, cette méthode de collecte de sang est parfois limitée par un taux de réussite insatisfaisante. Ici, nous présentons une méthode de prélèvement de sang par le biais de la ponction de la veine sous-clavière. La veine sous-clavière est située juste sous la clavicule et cette veine est suffisante pour satisfaire aux exigences de volume du prélèvement sanguin. Nos résultats montrent que cette méthode est sûre et il y a lieu pour les prélèvements sanguins de collection avec le volume de sang nécessaire. Collecte de sang par le biais de la ponction de la veine sous-clavière pourrait servir d’une méthode de collecte de sang alternatifs en cas de prélèvement de sang de veine de queue ayant échoué chez les rats.

Introduction

Collecte de sang est essentielle dans la recherche sur les animaux. Les veines de la cible pour la collecte de sang comprennent le plexus rétro-orbitaire, la veine jugulaire, la veine saphène, queue des vaisseaux sanguins et l’artère carotide1,2,3,4. Parfois, sang pourrait provenir de l’aorte abdominale, la veine cave ou même le coeur5,6,7. En de telles occasions, les animaux doivent être sacrifiés et ne peut pas être utilisés pour observation subséquente ; ainsi, ces méthodes sont utilisées moins au quotidien travail expérimental. Collecte de sang de la veine caudale de rats est populaire et moins stressant par rapport à la méthodes8susmentionnés.

Cependant, la collecte de sang de la veine caudale est parfois limitée par un taux de réussite insatisfaisante. Parfois, il est également difficile d’obtenir assez de volume sanguin par cette méthode. Comme la veine sous-clavière est assez grande et se trouve juste sous l’os de la clavicule, ponction de la veine sous-clavière peut être une autre méthode d’échantillonnage de sang si les méthodes de collecte de sang de routine sont infructueuses. Ici, nous présentons une méthode de prélèvement de sang par ponction de la veine sous-clavière chez les rats.

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Protocole

Cette étude a été approuvée par le Comité d’éthique de l’Université South Central pour la recherche d’Animal de l’hôpital de Xiangya de seconde (Changsha, Chine). Le manuscrit a été établi selon l’arrivée (Animal Research : Reporting of In Vivo Experiments) lignes directrices9.

1. matériel et Animal préparation

  1. Préparer le matériel requis : ruban adhésif, agent de l’épilation, 75 % d’éthanol, tube de prélèvement de sang, seringue de 2,5 mL avec aiguille (24 G, 0,6 mm x 25 mm), rasoir cheveux, balance électronique et jauge (voir Table des matières).
  2. Utilisez 20 rats Sprague-Dawley (SD), âgés de 8 à 10 semaines et pesant 153-200 g (voir Table des matières). Maintenir des rats conformément au Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire,10.
  3. Rats de maison dans des conditions normalisées avec libre accès à la nourriture et l’eau potable. Gardez-les dans des cages de2 530 cm avec literie bois-rasage (2 rats par cage). Maintenir les animaux dans une température ambiante température contrôlée à environ 25 ° C.
  4. Induire l’anesthésie générale (pentobarbital sodique 40 mg/kg) chez tous les animaux par injection intrapéritonéale avant la ponction de la veine sous-clavière.
  5. Place le rat dans une position en décubitus dorsal. Fixez les pattes dans une position confortable et fixer le membre supérieur parallèle à l’axe du corps juste à côté du tronc.
    Remarque : Aucune ventilation mécanique n’est nécessaire pour cette procédure (Figure 1).
  6. Nettoyer des deux côtés de l’espace infraclaviculaire pour enlever la fourrure (avec cheveux rasoir et épilation agent, voir la Table des matières) et toute la saleté visible. Essuyer le cou et la peau thoracique avec 75 % d’éthanol. Garder la zone de ponction, propre et sec avec de la gaze.

2. procédure de collecte de sang

Remarque : Les deux côtés de la veine sous-clavière ne conviennent pas pour la ponction, et ici, nous choisissons le côté droit pour la ponction. L’emplacement et l’orientation de la clavicule droite sont identifiés par le pouce gauche de l’opérateur (Figure 2). Les fosses de creux sont touchés doucement avec l’index comme les fosses creux est en direction de l’aiguille (Figure 2).

  1. Rincez une seringue stérile de 2,5 mL avec la solution héparinée (10 UI/mL).
  2. Localiser le site de ponction caudale de la région de 1/3 externe de la clavicule droite (Figure 3) 0,5 mm. Déplacez doucement la seringue dans la peau de la ponction. Une fois que l’aiguille pénètre dans la peau d’infraclaviculaire, appliquer une pression négative avec la main droite de l’opérateur (Figure 4).
    Remarque : Le volume sanguin moyenne et maximale sont 1,0 et 1,4 mL, respectivement. La direction de l’aiguille est positionnée vers les fosses de creux et devrait être presque parallèle à la clavicule juste postérieure à elle. Habituellement, la veine sous-clavière est accessible par l’insertion de l’aiguille de 2 mm environ dans cette direction. Une fois que l’aiguille pénètre dans la veine, sang entrera dans la seringue sous pression négative.
    1. Maintenir une pression négative jusqu'à ce que suffisamment de volume de sang (Figure 5).
  3. Si la collecte de sang de la veine sous-clavière ne réussite pas, retirer l’aiguille dans la zone sous-cutanée et ajuster la direction de l’aiguille légèrement intérieur au sternum.
    1. Si trois tentatives échouent, évitez la veine sous-clavière du même côté et utilisez le côté controlatéral pour les prélèvements sanguins.
  4. Après le prélèvement de sang, retirer l’aiguille de ponction et appliquez une pression sur le site de ponction pendant 1-2 minutes arrêter le saignement.
    Remarque : La pression doit être très douce pour prévenir l’étouffement.

3. sang échantillon traitement

  1. Transférer l’échantillon de sang dans un tube à vide anticoagulant-enduit (avec de l’EDTA) et centrifugation pendant 10 min à 1600 x g pour recueillir le plasma.
  2. Aspirer le surnageant dans un tube propre et les conserver à-80 ° C (Figure 6).

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Résultats

Un total de 20 rats SD (mâle n = 10, femmes n = 10) ont été utilisés ici. Collectionwas de sang effectuées par des opérateurs qualifiés, qui ont effectué plus de 20 prélèvements de sang de la veine sous-clavière chez les rats et par les opérateurs de débutant, qui n’ont aucune ponction de la veine sous-clavière expérience chez les rats et autres animaux. Avant les opérations, les débutants ont regardé au moins 3 procédures fait par des opérateurs qualifiés.

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Discussion

Ici, nous présentons une méthode alternative pour l’extraction du sang de la veine sous-clavière et nous montrons que cette méthode est réalisable, sûre et applicable pour les prélèvements sanguins chez les rats. Cette méthode est dérivée de la ponction de la veine sous-clavière en implantation de plomb de stimulateur cardiaque pour les patients,11. La veine sous-clavière est située à postérieur et caudal à la clavicule et est un prolongement de la veine axillaire. Il s’étend...

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Déclarations de divulgation

Ce travail a été soutenu par la subvention du National Natural Science Foundation de Chine n° 81670269, n° 81500355 et n° 81500226.

Remerciements

Aucune n’est déclarée.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
ratsHunan SJA Laboratory Animal Co., Ltd (Changsha, Hunan Province, China) 
stastical softwareSPSS Statistics 17
epilating agentFrance Yi Sha Cosmetics Co.,Ltd(Guangzhou, Guangdong Province ,China)
2.5 mL syringeShandong Weigao Group Medical Polymer Co.,Ltd(Weihai,Shandong Province ,China)
hair shaverShanghai FLYCO Electric Co., Ltd(Shanghai,China)
adhesive tape3M Deutschland GmbH(EdisonstraBe 6,59157 Kamen, Germany)
Pentobarbital sodiumMerck
75% ethanolDepartment of Pharmacy,The Second Xiangya Hospital of Central South Univesity
blood collection tubeHubei Jinxing Technology&Development Co.,Ltd (Wuhan Hubei Province,China) (2ml)
electronic scaleDongguan Shengheng Electronics Co.,Ltd (Dongguan,Guangdng Province,China)
canvas glovesfor anethesia
hepainNanjing Xinbai Pharmaceutical  Co.,Limited (Nanjing, Jiangsu Province, China) (2mL, 12500 IU)
physical salineHunan Kelun Pharmaceutical Co., Ltd(Yueyang ,Hunan Province,China) (100ml)

Références

  1. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology, Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  2. Korfmacher, W., et al. Utility of capillary microsampling for rat pharmacokinetic studies: Comparison of tail-vein bleed to jugular vein cannula sampling. Journal of Pharmacological and Toxicological Methods. 76, 7-14 (2015).
  3. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments. (95), (2015).
  4. Wickremsinhe, E. R., Renninger, M., Paulman, A., Pritt, M., Schultze, A. E. Impact of Repeated Tail Clip and Saphenous Vein Phlebotomy on Rats Used in Toxicology Studies. Toxicologic Pathology. 44 (7), 1013-1020 (2016).
  5. Takahashi, M., Makino, S., Kikkawa, T., Osumi, N. Preparation of rat serum suitable for mammalian whole embryo culture. Journal of Visualized Experiments. (90), e51969(2014).
  6. Cochran, B. J., et al. Determining Glucose Metabolism Kinetics Using 18F-FDG Micro-PET/CT. Journal of Visualized Experiments. (123), (2017).
  7. Beeton, C., Garcia, A., Chandy, K. G. Drawing blood from rats through the saphenous vein and by cardiac puncture. Journal of Visualized Experiments. (7), 266(2007).
  8. Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
  9. Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
  10. National Institute of Health. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. , 8th, National Academies Press (US). US (Washington DC). (2011).
  11. Antonelli, D., Feldman, A., Freedberg, N. A., Turgeman, Y. Axillary vein puncture without contrast venography for pacemaker and defibrillator leads implantation. Pacing and Clinical Electrophysiology. 36 (9), 1107-1110 (2013).
  12. Luis, A. L., et al. Microscopic magnetic resonance imaging of the thoracic venous system in rats with congenital diaphragmatic hernia. Pediatric Surgery International. 27 (2), 175-180 (2011).
  13. Tsukamoto, A., Serizawa, K., Sato, R., Yamazaki, J., Inomata, T. Vital signs monitoring during injectable and inhalant anesthesia in mice. Experimental Animals. 64 (1), 57-64 (2015).

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