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Résumé

Nous avons développé un protocole pour la génération et l'évaluation d'un modèle de souris NOG humanisé et infecté par le virus de l'immunodéficience humaine basé sur la greffe de cellules souches, l'exposition intravaginale au virus de l'immunodéficience humaine et l'ARN PCR numérique de gouttelettes Quantification.

Résumé

Les souris humanisées fournissent une plate-forme sophistiquée pour étudier la virologie du virus de l'immunodéficience humaine (VIH) et pour tester les médicaments antiviraux. Ce protocole décrit l'établissement d'un système immunitaire humain chez les souris adultes NOG. Ici, nous expliquons toutes les étapes pratiques de l'isolement des cellules CD34 de Sang de cordon ombilical dérivées de CD34 Et de leur transplantation intraveineuse subséquente chez les souris, à la manipulation du modèle par l'infection par le VIH, thérapie antirétrovirale combinée ( cART), et l'échantillonnage de sang. Environ 75 000 cellules hCD34 sont injectées par voie intraveineuse chez les souris et le niveau de chimérisme humain, également connu sous le nom d'humanisation, dans le sang périphérique est estimé longitudinalement pendant des mois par cytométrie de flux. Au total, 75 000 cellules hCD34MD génèrent des cellules CD45 MD humaines de 20 % à 50 % dans le sang périphérique. Les souris sont sensibles à l'infection intravaginale par le VIH et le sang peut être échantillonné une fois par semaine pour l'analyse, et deux fois par mois pendant de longues périodes. Ce protocole décrit un analyse pour la quantification de la charge virale plasmatique à l'aide de gouttelettes PCR numérique (ddPCR). Nous montrons comment les souris peuvent être traitées efficacement avec un régime standard de soins de cART dans l'alimentation. La livraison de cART sous la forme de chow souris régulière est un raffinement significatif du modèle expérimental. Ce modèle peut être utilisé pour l'analyse préclinique des composés de prophylaxie pré-exposition systémiques et topiques ainsi que pour le dépistage de nouveaux traitements et stratégies de guérison du VIH.

Introduction

Le virus de l'immunodéficience humaine (VIH) est une infection chronique avec plus de 37 millions de personnes infectées dans le monde1. La thérapie antivirale combinée (cART) est un traitement salvateur, mais un traitement est toujours justifié. Il est donc nécessaire d'avoir des modèles animaux qui reflètent le système immunitaire humain et ses réponses afin de faciliter la poursuite de la recherche sur le VIH. Plusieurs types de souris humanisées qui sont capables de soutenir l'engraftment cellulaire et tissulaire ont été développés en transplantant des cellules humaines dans des souris sévèrement immunodéficientes2. Ces souris humanisées sont sensibles à l'infection par le VIH et constituent une alternative importante aux modèles non humains de virus de l'immunodéficience simienne des primates, car elles sont moins chères et plus simples à utiliser que les primates non humains. Les souris humanisées ont facilité la recherche sur la transmission virale du VIH, la pathogénie, la prévention et le traitement3,4,5,6,7,8,9,10,11.

Nous présentons un système modèle humanisé flexible pour la recherche sur le VIH mis au point en transplantant des cellules souches humaines dérivées du sang de cordon ombilical chez des souris de la NoD. Cg-PrkdcscidIl2rgtm1Sug/JicTac (NOG) fond. En plus d'être d'origine non fœtale, la bioingénierie pratique de ces souris est moins exigeante techniquement par rapport aux procédures microchirurgicales impliquées dans la transplantation de la construction sang-foie-thymus (BLT).

Nous montrons comment établir l'infection par le VIH par transmission intravaginale et comment surveiller la charge virale plasmatique avec une configuration pcR numérique sensible de gouttelette (ddPCR). Par la suite, nous décrivons l'établissement de la cART standard donnée dans le cadre du régime quotidien de souris. L'objectif de ces méthodes combinées est de réduire le stress pour les animaux et de faciliter les expériences à grande échelle où le temps passé à manipuler chaque animal est limité12.

Chez l'homme, un génotype CCR5no 32/wt ou CCR55 et32 cause une réduction de la sensibilité à l'infection par le VIH par les virus émetteurs/fondateurs13, et certaines précautions doivent être prises lorsque la bioingénierie humanise des souris avec des cellules souches aux fins d'études sur le VIH. Cela est particulièrement vrai dans notre région parce que les variantes naturelles du gène CCR5, en particulier les suppressions de 32 euros, sont plus répandues dans les populations indigènes scandinaves et baltes que dans le reste du monde14,15. Ainsi, notre protocole inclut un test facile et à haut débit pour le dépistage des cellules souches hématopoïétiques des donneurs pour les variantes CCR5 avant la transplantation.

Pour l'exposition intravaginale nous avons choisi l'émetteur/fondateur R5 virus RHPA4259, isolé d'une femme dans un stade précoce de l'infection qui a été infecté intravaginally16. Nous avons exposé les souris à une dose virale qui était suffisante pour produire une transmission réussie dans la majorité des souris, mais en dessous d'un taux de transmission de 100%. Le choix d'une telle dose permet une plage dynamique suffisante du taux de transmission, de sorte que les effets antiviraux d'un candidat médicament peuvent entraîner des animaux protégés dans des expériences de prévention du VIH et une diminution de la charge virale pour les études de traitement.

Protocole

Tous les échantillons de sang de cordon ont été obtenus en conformité stricte avec les protocoles approuvés localement, y compris le consentement éclairé du don anonyme par les parents. Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées et réalisées conformément à la réglementation nationale danoise en vertu de la licence 2017-15-0201-01312.

CAUTION : Manipulez les souris et le sang exposés au VIH avec une extrême prudence. Décontaminer toutes les surfaces et les liquides qui ont été en contact avec le VIH avec un désinfectant confirmé contre le VIH (Tableau des matériaux).

1. Isolement des cellules souches humaines CD34MD

  1. Recueillir des échantillons de sang de cordon dans les tubes de collecte de sang enduits ed EDTA après les césariennes prévues ou les naissances vaginales et selon les approbations éthiques locales.
  2. Isoler les PMBC du sang de cordon par séparation densité-gradient selon le protocole du fabricant.
  3. Isolez les cellules CD34De de la population de PBMC en pré-enrichissant d'abord avec des anticorps contre des marqueurs communs pour les cellules matures, ce qui induit le croisement des cellules des lignées indésirables avec les globules rouges. Elle est suivie par l'enrichissement cellulaire CD34 À l'aide de perles magnétiques, selon le protocole du fabricant.
    1. Déterminer le nombre de cellules vivantes par exclusion bleue trypan standard en rependant 10 l de suspension cellulaire dans 90 'L de trypan bleu. Ajoutez 10 L de cette solution à un hémacytomètre et comptez les cellules non bleues, selon le protocole du fabricant.
    2. Viably cryopreserve CD34 MD cellules dans 1 ml de 10% DMSO dans le sérum bovin fœtal (FBS) jusqu'au jour de la transplantation de la souris.
    3. Viably cryopreserve une petite fraction des cellules isolées (CD34MD) et flow-through (CD34-) séparément pour évaluer la pureté des cellules souches CD34MD (30 000 cellules de chaque échantillon). Vous pouvez également tester la pureté sur les cellules fraîchement enrichies (voir l'étape 2 ci-dessous).
    4. Congeler une fraction de l'écoulement non-pelleté (CD34-) pour déterminer le statut CCR5no 32. Les cellules peuvent être congelées directement sans solution de congélation conditionnée, mais la présence de globules rouges dans la pastille peut inhiber le PCR subséquent si le flux à travers est granulé.

2. Évaluer la pureté des cellules souches CD34MD par cytométrie du débit

  1. Décongeler les cellules isolées (CD34MD) et les cellules accédantes (CD34-). Laver les cellules en rependant les cellules de chaque flacon dans 9 ml de tampon FACS à température ambiante (RT), composé de 2 % de sérum bovin fœtal (SF) en salin tamponné par le phosphate (PBS).
  2. Centrifugeuse pendant 5 min à 300 x g à RT aux cellules de granule.
  3. Verser le supernatant, resuspendre les cellules dans le liquide restant et transférer dans les tubes FACS. Répétez l'étape de lavage avec 3 ml de tampon FACS. Après la deuxième centrifugation, verser le supernatant et resuspendre les cellules dans le liquide restant.
  4. Ajouter 5 ll de solution de blocage des récepteurs Fc (Table of Materials) et laisser reposer 10 min à RT. Ne pas laver la solution de blocage du récepteur Fc.
  5. Ajouter le mélange contenant des volumes prédéterminés d'anticorps contre l'humain CD3 (clone SK7) BUV395, CD34 (clone AC136), FITC, et CD45 (clone 2D1) APC (tableau 1). Laisser les cellules pendant 30 min à RT dans l'obscurité. Les fluorophores doivent être choisis en fonction de paramètres qui peuvent être évalués avec les cytomètres de débit disponibles sans nécessiter une matrice de compensation.
  6. Laver les cellules avec 3 ml de tampon FACS.
  7. Centrifugeuse pendant 5 min à 300 x g à RT pour granuler les cellules.
  8. Verser le supernatant et resuspendre les cellules dans le liquide restant.
    1. Répétez cette étape de lavage 2x pour s'assurer que tous les anticorps non liés ont été enlevés.
  9. Enregistrez les échantillons sur le cytomètre de débit (Table of Materials) et effectuez l'analyse des données avec un logiciel approprié. La stratégie de gating est présentée dans la figure 1A-F.

3. Dépistage génétique des variantes CCR532 dans le sang de cordon ombilical

  1. Incuber 1,25 L de flux non granulé avec 11,25 l de mélange PCR contenant 200 M de mélange dNTP, 0,01 U/L de polymérase d'ADN haute fidélité, et les amorces avant et inversées détaillées dans le tableau 2.
    1. Ajustez le volume avec de l'eau sans nucléane à environ 12,5 L pour chaque réaction PCR.
  2. Amplifiez les fragments génomiques avec le programme de cyclisme PCR détaillé dans le tableau 3.
  3. Séparer les produits PCR sur un gel agarose13à 2 %.
    1. Les produits PCR des allèles de type sauvage et des allèles 32 produisent des fragments de PCR de 196 paires de base et de 164 bandes de paires de base respectivement, ce qui les rend facilement reconnaissables par l'électrophorèse de gel13 (Figure 1G).

4. Greffe de cellules souches intraveineuses

REMARQUE : Le fait qu'une personne prépare les cellules du laboratoire et qu'une autre personne prépare les souris et l'espace de travail pour les transplantations est une approche efficace.

  1. Dans une installation animale, 4 à 6 h avant la transplantation prévue des cellules souches, irradier 6 à 7 semaines de NOD femelle. Cg-Prkdccid Il2rgtm1Sug/JicTac (NOG) souris (Table of Materials) avec 0,75 Gy avec une source Cs137. La meilleure dose de préconditionnement peut varier en fonction de l'âge de la souris, de la source de rayonnement et d'autres facteurs. Ce processus conditionne les animaux pour l'engraftment réussi avec les cellules souches humaines.
  2. Dans une installation pour animaux, préparez l'espace de travail du banc d'écoulement et tous les réactifs avant d'amener les souris ou les cellules dans l'espace de travail.
    1. Placez un tampon bleu stérile pour couvrir la surface de travail du banc d'écoulement. Préparer la gaze stérile et un récipient de pointes.
    2. Placez une lampe chauffante désinfectée avec 70 % d'éthanol dans le banc d'écoulement avec une cage de souris stérile vide sous la chaleur.
  3. En laboratoire, décongeler les cellules CD34 MD isolées et les diluer dans 9 ml de RPMI ordinaire de 37 oC.
  4. Centrifuger les cellules à 350 x g pendant 5 min à RT, jeter le supernatant par aspiration, et resuspendre la pastille dans 1 ml de RPMI ordinaire à 37 oC.
  5. Déterminez le nombre de cellules par exclusion bleue trypan, et ajustez le volume à 200 L par souris. Faites un supplément pour tenir compte de la perte possible due aux étapes de manipulation ultérieures.
    1. Préparez-vous à transplanter 75 000 cellules CD34MD par 200 L dans chaque souris.
    2. Les cellules peuvent être maintenues à 4 oC pendant le transport à l'établissement animalier avant la greffe. Évitez de garder les cellules sur la glace pour réduire l'agrégation ou l'agglutination.
  6. Dans l'établissement animalier, apportez la cage avec les souris dans le banc d'écoulement et transférez les souris à la cage sous la lampe chauffante pour dilater les vaisseaux sanguins. Laissez une extrémité de la cage loin de la source de chaleur afin que les souris puissent s'éloigner de la chaleur lorsqu'elles deviennent chaudes. Les souris qui se sont déplacées à l'extrémité de la cage, loin de la source de chaleur, sont suffisamment chaudes pour une injection réussie de veine de queue.
  7. Chargez une seringue lubrifiée de 1 ml au-dessus de la marque de 800 l avec des cellules CD34 suspendues. L'utilisation d'une seringue lubrifiée de 1 ml facilitera considérablement l'injection intraveineuse et augmentera la précision de cette technique.
  8. Fixer une aiguille de 30 G 13 mm et préparer l'aiguille et la seringue pour l'injection. Cet ordre de fonctionnement permet de charger la seringue plus rapidement tout en protégeant l'intégrité des cellules à transplanter étant donné les dommages possibles qui peuvent se produire pendant l'aspiration rapide des cellules à travers une aiguille de petite jauge. Remplissez le moyeu d'aiguille avec du liquide en appuyant sur le piston et retirez le liquide jusqu'à la marque de 200 ll de l'aiguille.
  9. Placez une souris chauffée (étape 4.6) dans un reforeur utilisé pour donner des injections intraveineuses. Injecter soigneusement 200 l de la suspension cellulaire dans la veine de la queue de la souris. Passez 2 s effectuer le plongeon et garder l'aiguille insérée pendant environ 2 s après la fin de l'injection. Cela garantit que les cellules ont migré adéquatement loin du site d'injection avant l'enlèvement de l'aiguille.
  10. Au besoin, essuyez la queue de la souris avec de la gaze stérile pour enlever tout sang visible. Remettez la souris dans sa cage domestique non chauffée. Répétez la procédure d'injection avec les souris restantes.

5. Collecte et traitement de sang pour l'analyse

REMARQUE : L'engraftment humain de cellules dans le sang périphérique peut être évalué par l'intermédiaire de la cytométrie de flux 3-5 mois après la transplantation humaine de cellules souches.

  1. Prélever des échantillons de sang sur les souris à l'aide de techniques locales approuvées par l'IACUC.
  2. Recueillir un maximum de 70 à 100 l de sang total dans des tubes de microcentrifuge DE PCR stériles contenant 10 L de 0,5 M EDTA (pH à 8,0) pour éviter la coagulation du sang.

6. Évaluation de l'engraftment humain par cytométrie de flux

  1. Transférer 40 à 50 l de sang dans les tubes FACS.
  2. Ajouter 5 ll de solution de blocage du récepteur Fc pour éviter la liaison non spécifique des anticorps et laisser pendant 10 min à RT.
  3. Ajouter le mélange d'anticorps anti-humains de souris contenant CD4 (clone SK3) BUV 496, CD8 (clone RPA-T8) BV421, CD3 (clone OKT3) FITC, CD19 (clone sj25c1) PE-Cy7, CD45 (clone 2D1) APC (tableau 4) et laisser tacher dans l'obscurité à RT pendant 30 min. Fluorophores doivent être choisis en fonction de paramètres qui peuvent être évalués avec les cytomètres de débit disponibles sans compensation nécessitant une matrice.
  4. Ajouter 2 ml d'un tampon de lysing de globule rouge approprié à chaque tube pour lyser les globules rouges. Utilisez un tampon de lyse spécialement formulé pour la coloration des anticorps avant la lyse des globules rouges (un exemple approprié est donné dans le Tableau des matériaux). Vortex brièvement pour assurer une distribution égale des cellules dans la solution de lysing et laisser pendant 10 min à RT. La distribution égale des cellules est importante.
  5. Ajouter 2 mL de tampon FACS pour arrêter la réaction de lyse.
  6. Centrifugeuse pendant 5 min à 300 x g à RT pour granuler les cellules.
  7. Verser le supernatant et le vortex doucement jusqu'à ce que les cellules soient remises en suspension.
  8. Ajouter 3 mL de tampon FACS et centrifugeuse pendant 5 min à 300 x g à RT.
  9. Verser le supernatant et resuspendre les cellules.
  10. Enregistrez les échantillons sur un cytomètre de débit approprié et analysez à l'aide d'un logiciel approprié (Tableau des matériaux). L'analyse et les résultats des représentants sont décrits dans la figure 2 et la figure 3.

7. Exposition intravaginale au VIH

REMARQUE : Le virus utilisé pour l'exposition intravaginale des souris peut être produit en utilisant des protocoles précédemment publiés17. Le virus est maintenu à -80 oC et transporté entre les endroits alors qu'il est stocké sur de la glace sèche selon des protocoles approuvés localement. Le virus est stocké sur la glace sèche jusqu'à ce que immédiatement avant l'exposition des souris. Le virus peut être dilué en RPMI ordinaire (éviter rpMI qui a des antibiotiques ou des additifs sériques) pour atteindre la concentration appropriée immédiatement avant l'exposition (21 400 UI ont été utilisés pour cette exposition IVAG). Une fois généré, conservez le stock dilué sur de la glace humide tout au long de la procédure afin d'éviter les cycles de gel et de dégel qui se produiraient si le virus dilué était remis sur la glace sèche une fois décongelé.

  1. Préparer tout l'équipement et l'espace de travail du banc d'écoulement tel que présenté à la figure 4 avant d'amener les souris ou le virus dans le banc d'écoulement (semblable à l'étape 4.2).
    1. Placez la mise au point de la lampe chauffante au centre de l'espace de travail où la souris sera située pendant la procédure d'exposition au VIH. La lampe chauffante n'assurera aucune diminution de la température corporelle des souris. D'autres équipements qui contrôlent la température peuvent également être utilisés (p. ex. un tampon de gel chauffé ou une couverture d'eau chaude en circulation, selon les règlements locaux de l'IACUC18).
    2. Apportez des pointes de pipette stériles de 20 l et une pipette appropriée dans le banc. Placez un contenant contenant de désinfectant liquide(Tableau des matériaux)sur le banc pour l'inactivation immédiate des matériaux et des liquides qui ont été en contact avec le virus.
  2. Placer une souris dans une chambre avec 3% de gaz isoflurane et des essuie-tout. Ce pourcentage de gaz anesthésiera les animaux dans un rayon de 2 à 4 minutes. Comme avec tous les autres matériaux utilisés avec des souris immunodéficientes, l'appareil d'anesthésie doit être correctement désinfecté avant l'utilisation.
  3. Une fois anesthésié, transférer la souris sur un tampon bleu stérile sous la lampe chauffante. Insérez le museau de la souris dans un masque fournissant du gaz isoflurane continu de 3 % pour maintenir l'anesthésie. Tenez la souris à la base de la queue, l'estomac tourné vers le haut, avec votre main soutenant la souris en arrière comme représenté dans la figure 4.
  4. À l'aide d'une pointe de pipette stérile, stimuler la région génitale en caressant doucement vers le haut vers l'anus pour induire la vidange du rectum, soulageant la pression sur le vagin.
  5. Soigneusement nu l'ouverture vaginale en enveloppant la queue de souris sur vos doigts de telle sorte que la vulve s'ouvre naturellement, peut-être avec un léger coup de pied à l'aide d'une pointe de pipette stérile.
  6. Changer la pointe de pipette et pipette 20 L de virus atraumatically dans le vagin de souris sans créer des bulles. N'insérez pas la pointe profondément dans le vagin. Au contraire, avec la vulve ouverte, placez la pointe de pipette au niveau de l'ouverture vaginale, évitez d'aller plus loin pour éliminer le potentiel d'abrasions pendant le processus d'inoculation, relâchez le virus, et laissez la gravité tirer le virus dans le vagin. Alternativement, utilisez une aiguille émoussée de 22 G 1,25 mm, droite, comme décrit dans Veselinovic et al.6.
  7. Maintenez la souris dans cette position avec le vagin orienté vers le haut pendant 5 min après exposition pour éviter la fuite induite par la gravité de la suspension du virus.
    1. Placez soigneusement la souris dans la cage d'accueil, en prenant soin de placer la souris sur son dos.

8. Traitement des échantillons de sang avant l'analyse de la charge virale

  1. Recueillir le sang tel que décrit dans la section 5 ci-dessus.
  2. Centrifugeles les échantillons de sang pendant 5 min à 500 x g à RT pour séparer le plasma et les cellules.
  3. Recueillir 40 lde de plasma pour la mesure de la charge virale dans un nouveau tube de microcentrifugeisé approuvé par PCR stérile et stocker à -80 oC pendant au moins 1 h jusqu'à ce que le traitement se relâcha. Il est important de congeler tous les échantillons avant l'extraction de l'ARN afin d'éviter le risque de biais de comparer les niveaux d'ARN dans les échantillons qui n'ont pas été congelés avant l'isolement de l'ARN aux échantillons congelés avant l'isolement de l'ARN.
  4. Ajustez le volume de sang au volume d'origine en ajoutant 40 l de supports de suspension (PBS avec 2,5 % d'albumine bovine de sérum, 50 U/mL de pénicilline G et de streptomycine, et 10 U/mL DNase, filtré stérile à 0,22 m).
  5. Transférer 15 l de volume sanguin ajusté dans un nouveau tube de microcentrifuge approuvé par PCR.
  6. Ajouter 1 mL de 1x solution de lyse RBC (Table of Materials), vortex, et incuber pendant 10 min à RT.
  7. Centrifugeuse pendant 1 min à 9 600 x g à RT pour les cellules à granulés.
  8. Aspirez supernatant et ne laissez que la minuscule pastille de globules blancs, parce que la contamination des globules rouges peut inhiber la PCR.
  9. Conserver les granulés à -80 oC pendant au moins 1 h jusqu'à ce qu'ils soient traités.
    REMARQUE : En option, tout sang restant de l'étape 8.4 peut être utilisé pour l'analyse de cytométrie du débit, tel que décrit ci-dessus à l'étape 6.

9. Extraction d'ADN à l'aide d'une méthode d'extraction de protéase K

  1. Extraire l'ADN des granulés de cellules périphériques (générés à l'étape 8.8) à l'aide d'une méthode d'extraction de protéase K comme décrit ci-dessous. Cette méthode a été démontrée pour extraire le rendement d'ADN le plus élevé d'un petit volume de sang tel que celui exigé pour les collections de sang en série utilisées dans cette étude19.
  2. Ajouter 25 lde de protéinase K (20 g/mL) à 1 ml de tampon Tris de 0,1 M.
  3. Vortex la solution protéinase K brièvement.
  4. Ajouter 50 l de la solution protéinase K à chaque granule cellulaire à digérer.
  5. Mélanger en pipetting de haut en bas et confirmer la suspension de la pastille cellulaire.
  6. Secouer sur un thermoshaker (Table of Materials) à 400 tr/min (selon l'instrument) à 56 oC pendant 1 h. Tubes à ruban adhésif vers le bas pour les maintenir en place, si nécessaire.
  7. Immédiatement et dans le même thermoshaker, inactiver la protéase K avec un changement de température à 95 oC pendant que la secousse se poursuit pendant 20 min supplémentaires.
  8. Vortex chaque échantillon.
  9. Placer chaque échantillon à -80 oC pendant un minimum de 30 min.
  10. Décongeler, puis centrifuger les échantillons à 17 000 x g pendant 1 min à RT pour granuler des fragments cellulaires indésirables.
  11. Placez le supernatant contenant de l'ADN dans un nouveau tube de microcentrifuge.
  12. Le modèle d'ADN est prêt pour PCR. Les modèles d'ADN peuvent être stockés à -80 oC.

10. Extraction d'ARN, synthèse de cDNA, et quantification de ddPCR de l'ARN viral

  1. Isoler l'ARN du plasma de souris décongelé avec un kit d'isolement de l'ARN du virus suivant le protocole du fabricant (Tableau des matériaux).
  2. Après l'ajout de l'échantillon à la colonne, ajouter une étape de traitement DNase sur la colonne pour assurer l'élimination de tout l'ADN dans l'échantillon plasmatique.
    1. Pour chaque échantillon, ajouter 95 'L de solution DNase sans RNase (mélangedez 2 DNase sans RNAse et 98 tampons de réaction ll) à la colonne et incubez pendant 15 min à RT.
  3. Conserver les échantillons d'ARN à -80 oC pendant au moins 1 h avant d'être traité. Il est important de congeler tous les échantillons après l'extraction de l'ARN, d'éviter le risque de biais lorsqu'on compare des échantillons qui n'ont pas été congelés à des échantillons qui ont été congelés.
  4. Synthétiser l'ADNc à l'aide d'une étape de transcriptase inversée à l'aide de réactifs tels que décrits précédemment20. Assurez-vous d'ajouter 0,5 L d'un inhibiteur de la NAdàr à la réaction de l'ADNc afin d'éviter la dégradation de l'ARN.
    1. Effectuer la synthèse de l'ADNc avec le programme détaillé dans le tableau 5.
  5. Conserver les échantillons d'ADNc à -80 oC pendant au moins 1 h. Il est important de congeler tous les échantillons après la synthèse de l'ADC évite le risque de biais en comparant des échantillons qui n'ont pas été congelés à des échantillons qui ont été congelés.
  6. Préparer des échantillons pour ddPCR commesuit 20:
    1. Mélanger 3 ll de l'échantillon d'ADNc avec 11 l du mélange de sonde ddPCR (pas de dUTP)20, 250 nM sonde mineure liant la rainure, et 900 nM de chacune des amorces avant et inversées comme détaillé dans le tableau 6.
    2. Ajustez le volume total de PCR à 22 L avec de l'eau sans nucléane.
  7. Émulsifier le PCR se mélange avec droplet Generation Oil pour probes sur un générateur de gouttelettes selon le protocole du fabricant et les descriptions précédentes20.
  8. Exécuter le programme PCR tel que détaillé dans le tableau 7.
    REMARQUE : Les séquences d'apprêt/sonde et les programmes PCR affichés ici ont été spécialement conçus et optimisés pour la détection sensible de la souche VIH RHPA4259. Les séquences d'apprêt et de sonde peuvent facilement être ajustées pour détecter toute autre souche de VIH de choix.
  9. Détectez la fluorescence des gouttelettes à partir des échantillons sur un lecteur de gouttelettes, et analysez les résultats avec un logiciel approprié selon le protocole du fabricant.

11. Traitement avec chow contenant de la cART

  1. Nourrir les souris avec des granulés contenant un régime standard de cART contenant 4 800 mg/kg de raltégravir (RAL), 720 mg/kg de fumarate de disoproxil en ténofovir (TDF) et 520 mg/kg d'emtricitabine (FTC)21 (tableau 8). Ces doses ont été déterminées en supposant qu'une souris pèse 25 g et mange 4 g de chow par jour. Cela correspond à une dose quotidienne de 768 mg/kg RAL, 2,88 mg/kg TDF, et 83 mg/kg FTC21.
  2. Utilisez un régime cART qui a été préparé par un fournisseur externe (Voir tableau des matériaux) de médicaments d'ordonnance. D'autres entreprises pourraient également produire ce régime. Utilisez un régime cART rouge de couleur pour facilement le distinguer de chow souris ordinaire.
    1. Produire un régime de chow de contrôle sans cART dans une couleur brune standard pour la distinction facile.
  3. Pour l'initiation de la cART, préparer des cages de souris stériles avec l'ajout de cart-contenant le régime de chow, puis transférer les souris de l'ancienne cage à la nouvelle cage.
    1. Surveillez le poids des souris et la consommation de chow contenant de la technologie par inspection visuelle pour s'assurer que les souris s'adaptent au changement.

Résultats

La stratégie de gating pour l'analyse de la pureté des cellules souches est représentée dans la figure 1. La figure 1A-C montre la population purifiée de CD34MD et la figure 1D-F le flux CD34 utilisé pour illustrer que la quantité minimale de la population de CD34 Est perdue dans le processus d'isolement. La pureté des cellules souches isolées CD34MD se trouvait entre 85 % et 95 % avec moin...

Discussion

La souche de souris sévèrement immunocompromise NOD. Cg-PrkdccidIl2rgtm1Sug/JicTac (NOG) est extrêmement bien adapté pour la transplantation de cellules et de tissus humains. Les voies immunitaires innées et adaptatives chez ces souris sont compromises. Les souris NOG et NSG abritent une mutation descid de Prkdc qui a comme conséquence la fonction défectueuse de cellules de T et de B. En outre, ces souris n'ont pas un récepteur fonctionnel inter...

Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d'intérêts.

Remerciements

Les auteurs tient à remercier le personnel de l'établissement pour animaux de biomédecine de l'Université d'Aarhus, en particulier Mme Jani Kûr pour les efforts d'entretien des colonies et pour le suivi du poids des souris. Les auteurs tiennent à remercier le professeur Florian Klein d'avoir développé une norme de soins et d'avoir été guidé. Le réactif suivant a été obtenu par l'entremise du Programme des agents de lutte contre le sida des NIH, Division du sida, NIAID, NIH : pRHPA.c/2635 (cat 11744) du Dr John Kappes et de la Dre Christina Ochsenbauer.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Blue padVWR56616-031Should be sterilized prior to use
Bovine serum albumin (BSA)SigmaA8022
CD19 (clone sj25c1) PE-Cy7BD Bioscience557835
CD3 (clone OKT3) FITCBiolegend317306
CD3 (clone SK7) BUV395BD Bioscience564001
CD34 (clone AC136) FITCMiltenyi130-113-740
CD4 (clone SK3) BUV 496BD Bioscience564652/51
CD45 (clone 2D1) APCBiolegend368511/12
CD8 (clone RPA-T8) BV421BD Bioscience562428
ddPCR Supermix for probes (no dUTP)Bio-Rad1863025
DMSOMerck10,02,95,21,000
DNAseSigmaD4263For suspension buffer
dNTP mixLife TechnologiesR0192
Dulbeccos phosphate-buffered saline (PBS)BiowestL0615-500
EasySep Human Cord Blood CD34 Positive Selection Kit IIStemcell17896
EDTAInvitrogen15575-038
FACS Lysing solution 10XBD349202Dilute 1:10 in dH20 immediately before use
FACS tubes (Falcon 5 mL round-botton)Falcon352052
Fc Receptor blocking solution (Human Trustain FcX)Biolegend422302
Fetal bovine serumSigmaF8192-500
Ficoll-Paque PLUSGE Healthcare17144002
Flowjo v.10
GauzeMesoft157300Should be sterilized prior to use
Heating lampCustom made
Hemacytometer (Bürker-Türk)VWRDOWC1597418
Isoflurane gasOrion Pharma9658
LSR Fortessa X20 flow cytometerBD
Microcentrifuge tubes, PCR-PT approvedSarstedt72692405
Mouse cART foodssniff Spezialdiäten GmbHCustom made product
Mouse restrainerCustom made product
Needle, Microlance 3, 30G ½"BD304000
NOG mice NOD.Cg-Prkdcscid Il2rgtm1Sug/JicTacTaconicNOG-F
Nuclease-free waterVWR chemicals436912C
Nucleospin 96 Virus DNA and RNA isolation kitMacherey-Nagel740691
PCR-approved microcentrifuge tubesSarstedt72.692.405
Penicillin-Streptomycin solution 100XBiowestL0022-100
Phusion Hot Start II DNA polymeraseLife TechnologiesF549S
Pipette tips, sterile, ART 20P BarrierThermoScientific2149P
Proteinase KNEB100005398
QuantaSoft softwareBio-Rad
QX100 Droplet GeneratorBio-Rad1886-3008
QX100 Droplet ReaderBio-Rad186-3003
RBC lysis solutionBiolegend420301
RNase-free DNAse size F + reaction bufferMacherey-Nagel740963
RNAseOUT Recombinant Ribonuclease inhibitorThermoScientific10777-019
RPMIBiowestL0501-500Dissolve in H20
Softject 1 mL syringeHenke Sass Wolf5010-200V0
Superscript III Reverse TranscriptaseThermoFisher Scientific18080044
ThermoshakerVWR89370-910
Trypane blueSigmaT8154
Ultrapure 0.5 EDTA, pH 8.0ThermoFisher Scientific15575-020
Virkon S (virus disinfectant)Dupont7511

Références

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