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Résumé

Décrit ici est une méthode pour la suppression ciblée et sans marqueur de gène dans Chlamydia trachomatis utilisant la mutagénèse allélique d'échange allélique de cassette floxed, FLAEM.

Résumé

Chlamydia trachomatis est un agent pathogène intracellulaire obligatoire qui a été historiquement difficile à manipuler génétiquement. Les progrès définitifs dans l'élucidation des mécanismes que C. trachomatis emploient pour créer et maintenir une niche intracellulaire privilégiée ont été limités en raison d'un manque d'outils génétiques. Heureusement, il y a eu récemment plusieurs nouvelles avancées dans les techniques de manipulation génétique. Parmi ceux-ci est le développement de la mutagénèse allélique d'échange de fluorescence-rapportée (FRAEM). Cette méthode permet la suppression ciblée des gènes couplée à l'insertion d'une cassette de sélection codant la résistance aux antibiotiques et la protéine fluorescente verte (GFP). La dépendance à l'égard de cette stratégie peut être compliquée lorsque l'on cible les gènes dans les opérons polycistroniques en raison du potentiel d'effets polaires sur les gènes en aval. La mutagénèse d'échange allélique de cassette floxed (FLAEM), dont le protocole est décrit ici, a été développée pour alléger des effets polaires cassette-induits. FLAEM utilise l'édition du génome Cre-loxP pour supprimer la cassette de sélection après suppression ciblée par échange allélique. Les souches résultantes contiennent des suppressions de gènes sans marqueur d'une ou de plusieurs séquences de codage. Cette technique facilite l'évaluation directe de la fonction génique et élargit le répertoire d'outils de manipulation génétique chez C. trachomatis.

Introduction

La chlamydia trachomatis est la principale cause de maladies bactériennes sexuellement transmissibles et représente un fardeau important pour la santé humaine. Plus de 100 millions de personnes sont infectées chaque année par C. trachomatis1. Environ 70% des infections chez les femmes sont asymptomatiques en dépit des effets néfastes sur la santé reproductive, tels que la maladie inflammatoire pelvienne, la grossesse extra-utérine, et / ou l'infertilité. La séquelle de la maladie est directement liée à l'immunopathologie initiée par l'infection à C. trachomatis 2. Un vaccin efficace n'a pas encore été mis au point; par conséquent, la compréhension de la fonction des facteurs de virulence bactérienne et d'autres produits de gène bactérien est une question importante et urgente de recherche.

Comme bactéries intracellulaires, l'invasion de cellules d'hôte, la réplication intracellulaire, la libération de la progéniture, et l'évasion des réponses immunologiques d'hôte sont des processus critiques. C. trachomatis forme un vacuole lié de membrane parasitophore, appelé une inclusion, pour le développement intracellulaire. L'établissement de l'inclusion et de nombreux autres processus critiques sont obtenus par la sécrétion de protéines effecteurs via un système de sécrétion de type III (T3SS)3. L'élucidation des fonctions de ces effecteurs sécrétés a été limitée pendant de nombreuses années en raison de l'intraitabilité génétique de C. trachomatis. Contrairement à E. coli, de nombreuses techniques classiques de clonage ne sont pas applicables à la chlamydia. Quelques limitations majeures impliquent l'efficacité de transformation, le manque de journalistes de contre-sélection tels que sacB, et l'entretien plasmide. Alors que les plasmides E. coli peuvent généralement être maintenus indéfiniment avec une origine de réplication et une pression sélective appropriée, les plasmides de C. trachomatis nécessitent huit cadres de lecture ouverts supplémentaires(pgp1-8) pour l'entretien qui se trouvent sur le plasmide pL2 indigène dans le sérovarL2 4.

Ces dernières années, il ya eu de multiples outils génétiques générés qui accueillent la biologie unique de la chlamydia, mais il ya encore des limitations5,6,7. La mutagénèse chimique par le traitement de l'éthylique methanesulfonate (EMS) peut introduire des mutations de mauvais sens, ou (moins fréquemment) peut avoir comme conséquence des transitions de nucléotide introduisant un codon prématuré d'arrêt pour produire une mutation non-sens8. L'insertion de Transposon est efficace pour la perturbation des gènes, mais la technologie actuelle dans la recherche sur la chlamydia est laborieuse et prend du temps9. Le traitement du SME et les techniques de mutagénèse transposon génèrent des mutations aléatoires et nécessitent des méthodes de dépistage rigoureuses pour isoler les souches mutantes. Une méthode pour perturber les gènes par l'insertion d'introns du groupe II (p. ex. TargeTron) permet une mutagénèse dirigée; cependant, cette méthode est limitée par l'efficacité, et le site d'insertion n'est pas toujours correctement prédit10.

La mutagénèse d'échange allélique (FRAEM) rapportée par fluorescence est une stratégie utilisée pour la suppression ciblée de gène couplée à l'insertion d'une cassette de sélection fournissant la résistance antibiotique et d'un journaliste de fluorescence11. Pourtant, FRAEM est compliqué par le potentiel des effets polaires induits par cassette sur les gènes en aval, en particulier lors du ciblage des gènes dans les operons polycistroniques. La mutagénèse d'échange allélique de cassette floxed (FLAEM) est une nouvelle approche génétique développée pour alléger les effets polaires cassette-induits précédemment observés avec la cassette de sélection de FRAEM12. FLAEM utilise l'édition du génome De Cre-loxP pour enlever la cassette de sélection et restaurer l'expression des gènes en aval. La cassette de sélection contenant une résistance aux antibiotiques et une protéine fluorescente verte (GFP) est repensée avec des sites de loxP flanquants. Ces sites loxP peuvent se recombiner en présence de Cre recombinase et entraîner l'excision de la cassette du génome13. Cette stratégie a été montrée pour alléger les effets polaires induits par cassette en ciblant tmeA pour la suppression12,14.

Les méthodes FRAEM et FLAEM utilisent le même vecteur de suicide, le pSUmC 4.0, qui peut être maintenu sous condition par l'expression inductible du pgp6. L'expression du pgp6 a été précédemment montrée pour être nécessaire pour la conservation de plasmide et est donc exploitée pour commander l'entretien de plasmide11,15. Lorsque C. trachomatis est cultivé dans des médias complétés par la tétracycline anhydre (aTc) pour induire l'expression pgp6, le vecteur est maintenu. En l'absence d'aTc, le vecteur est perdu. La suppression ciblée de gène est réalisée par l'échange allélique du gène pour la cassette de sélection. Les régions de 3 kb directement en amont et en aval du gène ciblé servent de bras d'homologie pour la recombinaison. Ces bras sont clonés dans le vecteur pSUmC 4.0 flanquant la cassette de sélection. Des événements réussis de transformation et de recombinaison de C. trachomatis sont observés par le rapport de fluorescence. L'expression de mCherry sur l'épine dorsale vectorielle et le gfp dans la cassette de sélection donnent des inclusions fluorescentes rouges et vertes. Une fois que l'aTc est retiré des médias de culture, les inclusions vertes seulement indiquent des événements réussis de recombinaison avec la perte du vecteur de suicide et l'intégration de la cassette de sélection dans le génome bactérien.

FLAEM représente une extension de FRAEM par la transformation ultérieure d'un vecteur cre recombinase-exprimant, pSU-Cre, dans la souche mutante nouvellement créée. Cre recombinase facilite la recombinaison entre les sites loxP et l'excision de la cassette de sélection. Les événements de recombinaison sont indiqués par rapport de fluorescence. Le vecteur pSU-Cre code mCherry; ainsi, la transformation réussie est indiquée par l'addition de la fluorescence rouge aux inclusions gfp-exprimant. La culture en l'absence de pression sélective pour la cassette entraîne une recombinaison à médiation cre sur les sites de loxP, et la perte de la cassette est indiquée par des inclusions rouges seulement. Comme avec pSUmC-4.0, l'expression inductible de pgp6 est employée pour maintenir conditionnellement pSU-Cre. Une fois que la sélection d'aTc et d'antibiotiques est enlevée, le plasmide est guéri, et la souche de suppression sans marqueur résultante est non fluorescente. Cette méthode aborde la question des effets polaires induits par les cassettes.

Protocole

1. Conception et assemblage de pSUmC-4.0 avec des armes homologiques spécifiques au gène d'intérêt

  1. Identifier les régions de 3 kb directement en amont et en aval du gène ciblé pour la suppression pour servir de bras d'homologie de 5' et 3' pour la recombinaison homologue (figure 1).
  2. Conception PCR amorces à 1) amplifier le bras d'homologie de 3 kb 5 ' de l'ADN génomique chlamydial et 2) contiennent un surplomb de 15 à 30 bp spécifique à pSUmC-4.0 lorsqu'il est digéré au site d'enzymes de restriction Sall. Assurez-vous que les régions d'amorce qui se chevauchent avec le pSUmC-4.0 ont des températures de fonte de 55 oC et que les températures de fonte en épingle à cheveux pour l'ensemble de l'amorce sont de 35 oC.
  3. Conception PCR amorces à 1) amplifier le bras d'homologie 3 kb 3 ' de l'ADN génomique chlamydiale et 2) contiennent un surplomb de 15 à 30 bp spécifique à pSUmC-4.0 lorsqu'il est digéré au site d'enzymes de restriction SbfI. Assurez-vous que les régions d'amorce qui se chevauchent avec le pSUmC-4.0 ont des températures de fonte de 55 oC et que les températures de fonte en épingle à cheveux pour l'ensemble de l'amorce sont de 35 oC.
  4. Concevoir des amorces de criblage PCR qui amplifieront l'insertion de chaque bras d'homologie dans le vecteur pSUmC-4.0 après une réaction d'assemblage d'ADN16. Concevoir ces amorces pour anneal 500 bp en dehors des sites de restriction pour permettre une visualisation facile d'un produit PCR, même si l'insertion a échoué (Figure 1).
  5. Amplifiez les bras d'homologie de 3 kb 5' et 3' à partir de l'ADN génomique chlamydial fraîchement extrait par PCR en une à deux réactions pour produire suffisamment de fragment pour l'assemblage ultérieur de l'ADN. Suivez le protocole du fabricant de polymérase d'ADN pour les conditions spécifiques de configuration de réaction et de cyclisme.
  6. Vérifiez que les deux produits PCR sont de la bonne taille et que les réactions ne contiennent pas de bandes contaminantes. Exécuter 5 L de chaque réaction PCR sur un gel d'agarose d'ADN de 1%.
  7. Purifiez et concentrez les fragments de PCR par extraction de phénol/chloroforme et précipitation d'éthanol.
    1. Repooliez les réactions PCR de 3' dans un tube de 1,5 ml et amenez-les à un volume final de 200 l avec H2O sans nucléane. Répétez ce processus pour les réactions PCR de 5'.
    2. Ajouter 200 l de phénol à chaque tube et vortex pendant 30 à 60 s. Tourner chaque tube dans un microcentrifugeà 21 000 x g pour 20 min à température ambiante (RT).
    3. Transférer la couche supérieure de phase aqueuse de chaque tube dans un nouveau tube de 1,5 ml, ajouter un dixième du volume de 3 M d'acétate de sodium à chaque tube, puis faire glisser pour mélanger.
    4. Ajouter 3 volumes d'éthanol à 100 % à chaque tube et mélanger. Incuber les deux tubes à -80 oC pendant 20 min.
    5. Pelletll l'ADN en faisant tourner chaque tube à 21 000 x g pour 5 min à RT. Jetez le supernatant.
    6. Laver le granule d'ADN avec 100 l de 70 % d'éthanol. Faites tourner chaque tube à 21 000 x g pendant 5 min à RT. Jetez le supernatant.
    7. Laver à nouveau la pastille d'ADN avec 100 l de 100 % d'éthanol. Faites tourner chaque tube à 21 000 euros pour 5 min à RT. Jetez le supernatant.
    8. Laisser le granule complètement sec à l'air, puis resuspendre doucement l'ADN en 12 OL de H2O sans nauséabonde en clignotant pour mélanger.
  8. Digest 500 ng de vecteur pSUmC-4.0 dans une réaction de 20 L avec 1 unité de Sall et 1 unité de SbfI selon le protocole de la manufacture. Incuber la réaction pendant environ 3 h ou pendant la nuit pour assurer une digestion complète du vecteur.
  9. Purifiez et concentrez l'épine dorsale digérée par l'extraction de phénol/chloroforme et les précipitations d'éthanol comme décrit précédemment (étape 1.7.1-1.7.9).
  10. Combinez le vecteur pSUmC-4.0 digéré et les produits PCR de 5' et 3' de bras d'homologie ensemble à un rapport de 0.01 pmol pSUmC-4.0 à 0.09 pmol chaque bras d'homologie. Assembler les fragments dans une réaction d'assemblage d'ADN selon le protocole de la manufacture.
  11. Transformez 50 L d'E. coli électrocompétente avec 1 l de la réaction d'assemblage de l'ADN. Déposer la bactérie E. coli transformée sur des plaques d'agar LB contenant 100 g/mL de spectinomycine en répandant 150 L par assiette. Incuber les assiettes à 37 oC pendant la nuit.
  12. Le lendemain, filtrer les colonies de fluorescence verte et rouge à l'aide d'un microscope inversé épifluorescence. On s'attend à un total de 5 à 30 colonies par plaque d'agar.
  13. Choisissez de 5 à 10 colonies pour inoculer 4 ml de bouillon LB complété par une spectinomycine de 100 g/mL. Incuber les cultures à 37 oC pendant la nuit en secouant à 250 tr/min.
  14. En utilisant les cultures E. coli du jour au lendemain, effectuer une purification de l'ADN à petite échelle. Éluter l'ADN avec 50 OL de H2O sans nucléane.
  15. Confirmer l'insertion de chaque bras d'homologie dans le vecteur pSUmC-4.0 à l'aide des amorces de criblage PCR (conçues à l'étape 1.4) pour amplifier chaque insertion. Si l'assemblage de l'ADN est réussi, un produit PCR de 4 kb doit être observé dans un gel d'agarose d'ADN de 1% pour les régions de bras de 5' et 3'. Un produit PCR de 1 kb indique un manque d'insertion.
    REMARQUE : Si l'insertion des bras d'homologie est infructueuse dans une réaction d'assemblage à double fragment, effectuez deux réactions d'assemblage pour insérer le bras de 5' puis le bras de 3', individuellement. Digdilez le vecteur avec seulement Sall avant de monter avec le bras de 5', puis digérez le vecteur avec SbfI pour assembler le bras de 3'.
  16. Transformer le barrage-/dcm- E. coli compétent avec 200 ng de pSUmc-4.0 assemblés avec les deux bras d'homologie. Déposer les bactéries transformées sur des plaques d'agar LB contenant 100 g/mL de spectinomycine en répandant 25 L par assiette. Incuber les assiettes à 37 oC pendant la nuit. Au total, 20 à 200 colonies sont attendues.
  17. Filtrer les plaques pour les colonies fluorescentes rouges et vertes telles que décrites à l'étape 1.13.
  18. Mettre en place une culture pour une purification de l'ADN à grande échelle en inoculant 100 ml de bouillon LB contenant 100 g/mL de spectinomycine avec des colonies rouges et vertes. Incuber la culture à 37 oC pendant la nuit en secouant à 250 tr/min.
  19. Récolter la culture et purifier l'ADN à l'aide d'une purification de l'ADN à grande échelle.
    1. Resuspendre l'ADN plasmide purifié en 100 O L de NF-H2O. Un rendement total de l'ADN d'au moins 2 g/L est idéal pour la transformation de C. trachomatis.
    2. Séquencez les régions de bras d'homologie de 5' et 3' pour assurer un assemblage correct en pSUmC-4.0 avant de transformer C. trachomatis.

2. Transformation de C. trachomatis avec pSUmC 4.0 - Homology Arms for Gene Deletion par Allelic Exchange

  1. Seed McCoy cells, mouse fibroblasts standardly used for cultivating Chlamydia, into two 6 well plates (1 x 106 cells/well) with growth media #1. Incuber les plaques à 37 oC avec 5 % de CO2 jusqu'à ce que la monocouche soit confluente (environ 24 h).
  2. Dans un tube de 1,5 ml, ajouter un volume de C. trachomatis WT serovar L2 corps élémentaires (EBs) qui est suffisant pour infecter 12 puits d'une plaque de 6 puits à un MOI de 2. Pelletles les EB à 20 000 x g pendant 30 min, puis jetez le supernatant.
  3. Initier la transformation chlamydiale en rependant doucement les EBs dans 600 'L de caCl2 tampon, puis ajouter 24 g de pSUmC-4.0 - bras d'homologie au tube. Mélanger délicatement la solution en clignotant. Incuber le tube à RTpendant 30 min et faire glisser pour mélanger toutes les 10 minutes.
  4. Ajoutez la solution de transformation à 24 ml de la solution de sel équilibrée (HBSS) de Hanks et mélangez en pipetting délicatement. Transférer 2 ml de l'inoculum dans chaque puits de cellules McCoy confluentes dans les 6 plaques de puits et infecter par centrifugation à 900 x g pour 1 h à 20 oC.
  5. Retirez l'inoculum et remplacez-le par un support de croissance RPMI de 2 mL/puits #2. Incuber les plaques à 37 oC avec 5 % de CO2.
  6. Après un minimum de 7 h, mais pas plus de 12 h, remplacez les médias par 2 mL/puits de #1 de sélection. Poursuivre l'incubation à 37 oC pendant 48 h à partir du moment de l'infection.
  7. Récolteet et passage de la bactérie sur une monocouche fraîche de cellules McCoy.
    1. À l'aide d'un grattoir cellulaire, gratter délicatement la monocouche McCoy pour soulever les cellules dans les médias. Transférer le matériau de chaque puits dans un tube de 2 ml. Pelleter le matériel cellulaire à 20 000 x g dans un microcentrifugependant pendant 30 min à 4 oC.
    2. Retirez et jetez le supernatant. Resuspendre la pastille cellulaire dans 1 ml de HBSS en pipetting doucement.
    3. Pelleter les débris cellulaires à 200 x g pendant 5 min à 4 oC. Transférer le supernatant sur un puits frais de cellules McCoy confluentes. Ajouter 1 ml de HBSS supplémentaire à chaque puits pour un volume total de 2 ml/puits.
    4. Infecter par centrifugation à 900 x g pendant 1 h à 20 oC. Remplacer l'inoculum par des #1 de médias de sélection immédiatement après l'infection.
  8. Continuer à transmettre les bactéries sur une monocouche fraîche de cellules McCoy (section 2.7) tous les 48 h pour trois passages ou plus jusqu'à ce que les inclusions rouges et vertes soient détectées à l'aide d'un microscope inversé épifluorescence 24 h post-infection (24 hpi).
  9. Une fois que les inclusions rouges et vertes sont détectées, continuez à passer le monocouche (section 2.7) à l'aide des #2 de médias de sélection.
  10. Continuer à passer le monocouche jusqu'à ce que les inclusions vertes seulement soient détectées 24 hpi (passage #3 ou plus tard), ce qui indique la perte du vecteur pSUmC-4.0 et l'incorporation de la cassette de sélection loxP dans le génome.
  11. Choisissez un puits d'inclusions vertes uniquement à enrichir en passant. Récolter et congeler tous les autres puits qui contiennent également des inclusions vertes seulement dans le tampon saccharose-phosphate-glutamate (SPG).
    1. Pour enrichir les inclusions vertes seulement, passer la monocouche d'un puits d'une plaque de 6 puits comme fait à l'étape 2.7, mais après pelletage des débris cellulaires (étape 2.7.3), transférer le supernatant dans un conique avec 12 ml de HBSS. Utilisez cet inoculum pour infecter deux plaques de 6 puits en ajoutant 2 ml par puits, puis faites tourner les plaques à 900 x g pendant 60 min à 20 oC.
    2. Pour congeler d'autres puits, récoltez la monocouche comme à l'étape 2.7.1, mais suspendez les granulés dans 1 ml de SPG au lieu de HBSS. Pelleter les débris cellulaires (étape 2.7.3) et transférer le supernatant dans un cryotube de 1,5 ml. Congeler le matériau à -80 oC.
  12. Après avoir enrichi les inclusions vertes seulement à un MOI de 0,5 à 1,0 (un à deux passages de plus après la détection), récoltez les monocouches en SPG tel que décrit à l'étape 2.11.2. Obtenir des aliquots de 50 oL dans des tubes de 1,5 ml et congeler à -80 oC.
  13. Bactéries vertes pour déterminer l'inclusion, formant des unités/L, selon un protocole de titration standard17.

3. Isolement clonal de Green-only C. trachomatis Deletion Mutant Contenant la Cassette de sélection flanquée loxP en limitant la dilution

  1. Ensemencer une plaque de culture de tissu de puits de 384 avec 50 l de cellules De McCoy à 2 000 cellules/puits dans les #1 de médias de croissance. Incuber à 37 oC avec 5 % de CO2 pendant 24 h ou jusqu'à confluent.
  2. Diluer un aliquot de bactéries vertes seulement dans HBSS pour atteindre 50 EBs par 20 ml. Transférer l'inoculum dilué sur un plateau de réservoir.
    1. Retirez le support de la plaque de puits 384 en faisant glisser fermement toute la plaque à l'envers dans un contenant à déchets. À l'aide d'une pipette multicanal, ajouter 50 oL d'inoculum C. trachomatis à chaque puits. Infecter par centrifugation à 900 x g pendant 1 h à 20 oC.
      REMARQUE: Soyez attentif à ne pas clignoter si fort que le monocouche se détache. Si les cellules sont trop confluentes, elles se détachent plus facilement.
  3. Retirez l'inoculum en clignotant et remplacez-le par un #2 de support de croissance de 50 l/puits. Incuber les plaques à 37 oC avec 5 % de CO2.
    REMARQUE : À ce stade, l'intégration de la cassette de sélection dans le génome est stable, de sorte que la sélection d'antibiotiques avec la spectinomycine n'est plus nécessaire.
  4. Après avoir incubé la plaque pendant 5 à 12 jours, identifiez les puits individuels à l'aide d'inclusions fluorescentes vertes à l'aide d'un microscope inversé à l'épifluorescence ou d'une plate-forme de dépistage à haute teneur.
  5. Récoltez les puits avec des inclusions vertes seulement en grattant la monocouche avec une pointe p-10 et en transférant tout le contenu du puits dans un tube contenant 2 ml de HBSS. Mélanger délicatement et appliquer les 2 ml d'inoculum sur une monocouche McCoy confluente fraîche dans une plaque de 6 puits pour l'infection.
    REMARQUE : Lors de l'identification des puits individuels avec inclusions, les inclusions seront dans un cluster en raison de l'expansion de l'inclusion initiale. Si un puits a plusieurs grappes, il est probable que plus d'un EB initialement infecté ce puits. Ces puits ne devraient pas être récoltés et, dans certains cas, plusieurs cycles d'isolement clonal par dilution en série peuvent être nécessaires.
  6. Infecter la plaque de 6 puits par centrifugation à 900 x g pendant 1 h à 20 oC. Remplacer l'inoculum par un #2 de 2 mL/puits de support de croissance. Incuber à 37 oC avec 5 % de CO2 pour 48 h.
  7. Répétez les étapes 2.11-2.13 pour enrichir, congeler et titer les populations clonales.
  8. Confirmer la suppression des gènes ciblés de C. trachomatis isolé sérodement en utilisant qPCR comme décrit précédemment12.

4. Transformation de C. trachomatis FRAEM Mutant avec pSU-Cre pour initier l'enlèvement de la cassette de sélection flanquée de loxP

  1. Répétez le processus de transformation dans une plaque de 6 puits comme décrit précédemment (étapes 2.1-2.8) en utilisant le mutant C. trachomatis FRAEM isolé par le cononal, le vecteur pSU-Cre et les #3 de médias de sélection.
    REMARQUE : Une transformation réussie est indiquée par des inclusions qui sont fluorescentes rouges et vertes.
    1. Passer la monocouche jusqu'à ce que les inclusions rouges seulement soient détectées à l'aide d'un microscope inversé à l'épifluorescence, ce qui indique la perte de la cassette de sélection (deux à trois passages). Continuer à passer le monocouche jusqu'à ce que les inclusions rouges seulement soient enrichies en un MOI de 0,5.
  2. Isoler les inclusions rouges uniquement en limitant la dilution dans une plaque de puits de 384 comme décrit précédemment (étapes 3.1-3.8); cependant, utilisez les #3 de médias de sélection pour toutes les étapes.
  3. Enrichir les populations clonales en passant jusqu'à un MOI de 0,1. Une fois enrichis, remplacez les supports de section par des #2 de médias de croissance pour initier la perte du vecteur pSU-Cre (environ trois à quatre passages).
  4. Isoler les bactéries non fluorescentes (étapes 3.1-3.8); cependant, scannez manuellement la plaque avec un microscope de brightfield pour détecter des inclusions. Enrichir et congeler les bactéries (étape 2.11-2.12).
  5. Dépistage de la souche mutante à l'aide de PCR quantitatif en temps réel, de ballonnements occidentaux et de séquençage de l'ADN du génome entier tel que décrit précédemment12.

Résultats

La méthode pour la suppression de gène sans marqueur dans C. trachomatis utilisant FLAEM dépend des techniques soigneuse de clonage et de transformation. La recombinaison allélique réussie est une première étape essentielle et nécessite l'identification et l'insertion de bras homologiques dans le vecteur de clonage pSUmC-4.0 (Figure 1). Une deuxième étape essentielle pour la suppression de gène sans marqueur est l'enlèvement du journaliste de fluorescence et de la casset...

Discussion

Le protocole décrit ici pour la génération des suppressions de gènes sans marqueurdans C. trachomatis par FLAEM permet la suppression ciblée des gènes non essentiels et élimine les effets polaires induits par cassette. Le protocole repose sur la conception soignée de 5' et 3' bras d'homologie insérés dans le vecteur de suicide pSUmC 4.0, la transformation efficace de C. trachomatis, et le dépistage minutieux des souches mutantes isolées. L'ingénierie génomique réussie par cette méthode a...

Déclarations de divulgation

Les auteurs n'ont aucun conflit d'intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions du Service de santé publique du National Institute of Health, NIAID (subventions A1065530 et Al124649), à K.A. Fields.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
AgaroseKSE ScientificBMK-A1705Molecular Biology Grade
Anhydrotetracycline hydrochlorideACROS Organics233131000
CaCl2 Buffer10 mM Tris pH 7.4, 50 mM Calcium Chloride Dihydrate
Calcium Chloride DihydrateSigmaC7902-500GSuitable for cell culture
CycloheximideSigma7698-1G
dam-/dcm- Competent E. coliNew England BioLabsC2925H
DMSOATCC4-XSterile filtered cell culture tested
Glutamic acidSigmaG8415-100GL-Glutamic acid
Growth Media #1RPMI 1640 media supplemented with 10 % (vol/vol) heat-inactivated fetal bovine serum (FBS).
Growth Media #2RPMI 1640 media supplemented with 10 % (vol/vol) heat-inactivated fetal bovine serum (FBS) and 1 µg/mL cycloheximide
Hanks' Balanced Salt Solution (HBSS) (1x)Gibco24020-117
Heat Inactivated Fetal Bovine Serum Qualified One Shot (FBS)GibcoA38402-02
McCoy CellsATCCCRL-1696
Monarch Plasmid Miniprep KitNew England BioLabsT1010SSmall scale DNA purification
NaH2PO4SigmaS3139-250GSodium phosphate monobasic
Na2HPO4SigmaS5136-500GSodium phosphate dibasic
NEB 10-beta Electrocompetent E. coli CellsNew England BioLabsC3020K
NEBuilder HiFi DNA assembly Cloning KitNew England BioLabsE5520SGibson Assembly Kit
Penicillin G sodium saltSigmaP3032-10MUBioreagent suitable for cell culture
QIAGEN Plasmid Maxi KitQIAGEN12162Large scale DNA purification
Q5 Hot Start High-Fidelity DNA PolymeraseNew England BioLabsM0515Fragment PCR Polymerase
RPMI 1640 Medium (1x)Gibco11875-093Containing 2mM L-glutamine
Sall-HFNew England BioLabsR3138S
Sbfl-HFNew England BioLabsR3642S
Selection Media #1RMPI 10 % FBS, 1 µg/mL cycloheximide, 500 µg/mL spectinomycin, and 50 ng/mL anhydrous tetracycline dissolved in DMSO
Selection Media #2RMPI 10 % FBS, 1 µg/mL cycloheximide, 500 µg/mL spectinomycin
Selection Media #3RPMI 10 % FBS, 1 µg/mL cycloheximide, 50 ng/mL aTc, and 0.6 µg/mL penicillin
Sodium Acetate Buffer SolutionSigmaS7899-100ML3M
SOC Outgrowth MediumNew England BioLabsB9020SVIAL
Spectinomycin dihydrochloride pentahydrate, Cell Culture GradeAlfa AesarJ61820
SucroseSigmaS1888-1KGBioreagent suitable for cell culture
Sucrose-Phosphate-Glutamate Buffer (SPG)37.5g sucrose, 1.25 g Na2HPO4, 0.18 g NaH2PO4, 0.36 glutamic acid for 500 ml tissue culture grade water
TrisAMRESCO0497-5KGUltrapure grade
Trypsin-EDTA (1x)Gibco25200-0560.25%
WaterSigmaW3500-500MLSterile-filtered, BioReagent, Suitable for cell culture

Références

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