Atténuation de l’attachement cellulaire transmissible par le sang aux implants métalliques grâce à l’immobilisation du peptide dérivé du CD47

Résumé

Présenté ici est un protocole pour l’appending peptide CD47 (pepCD47) aux endonts métalliques utilisant la chimie de polybisphosphonate. La fonctionnalisation des enprothents métalliques à l’aide de pepCD47 empêche l’attachement et l’activation des cellules inflammatoires améliorant ainsi leur biocompatibilité.

Résumé

Les complications clés associées aux endos métalliques nus et aux endosseurs d’échappement de drogue sont la restenose en stent et la thrombose en stent tardive, respectivement. Ainsi, l’amélioration de la biocompatibilité des enprothents métalliques reste un défi de taille. Le but de ce protocole est de décrire une technique robuste de modification de surface métallique par peptides biologiquement actifs pour augmenter la biocompatibilité des implants médicaux de contact avec le sang, y compris les enprotes endovasculaires. CD47 est un marqueur immunologique spécifique aux espèces de soi et a des propriétés anti-inflammatoires. Des études ont montré qu’un peptide de 22 acides aminés correspondant au domaine Ig de CD47 dans la région extracellulaire (pepCD47), a des propriétés anti-inflammatoires comme la protéine pleine longueur. Les études in vivo chez les rats, et les études ex vivo dans les systèmes expérimentaux de lapin et de sang humain de notre laboratoire ont démontré que l’immobilisation pepCD47 sur les métaux améliore leur biocompatibilité en empêchant l’attachement et l’activation inflammatoires de cellules. Cet article décrit le protocole étape par étape pour la fonctionnalisation des surfaces métalliques et de l’attachement peptidique. Les surfaces métalliques sont modifiées à l’aide de bisphosphate de polyallylamine avec des groupes de thiol latents (PABT) suivis de la dépprotection des thiols et de l’amplification des sites thiol-réactifs par réaction avec la polyéthylènemine installée avec des groupes pyridyldithio (PEI-PDT). Enfin, pepCD47, incorporant des résidus terminals de cystéine reliés à la séquence du peptide central par un double espaceur 8-amino-3,6-dioxa-octanoyl, sont fixés à la surface métallique par des liaisons de disulfide. Cette méthodologie d’attachement peptidique à la surface métallique est efficace et relativement peu coûteuse et peut donc être appliquée pour améliorer la biocompatibilité de plusieurs biomatériaux métalliques.

Introduction

L’intervention coronaire percutanée est la première ligne de thérapie pour traiter des maladies coronaires (CAO) et implique principalement enfiler les artères maladie. Cependant, la restenose en stent (ISR) et la thrombose stent sont des complications communes liées au déploiement de stent^1. L’interaction sanguine à l’interface sang-stent se caractérise par une adsorption presque immédiate des protéines plasmatiques à la surface métallique, suivie de l’attachement et de l’activation des cellules plaquettaire et inflammatoire². La libération des cytokines inflammatoires et des chimiokines des cellules inflammatoires activées conduit à la modification phénotypique des cellules musculaires lisses vasculaires (VSMC) dans le média tunica et déclenche leur migration centripète vers le compartiment intimal. La prolifération du VSMC activé dans l’intima a comme résultat l’épaississement intimal de couche, le rétrécissement de lumen et la restenosis in-stent^3. Des endossés d’échappement de drogue (DES) ont été développés pour empêcher la prolifération de VSMC ; cependant, ces médicaments ont un effet cytotoxique hors cible sur les cellules endothéliales^4,5. Par conséquent, la thrombose stent tardive est une complication commune liée au DES^6,7. Les endoprothènes faits de polymères biodégradables, tels que le poly-L-lactide, se sont montrés très prometteurs dans les expériences animales et les premiers essais cliniques, mais ont finalement été rappelés lorsque l’utilisation clinique « réelle » a démontré leur infériorité par rapport à la^3e génération des DES^8. Par conséquent, il est nécessaire d’améliorer la biocompatibilité des enfiles métalliques nues pour de meilleurs résultats pour les patients.

CD47 est une protéine transmembrane omniprésente qui inhibe la réponse immunitaire innée lorsqu’elle est liée à son récepteur cognate Signal Regulatory Protein alpha (SIRPα)⁹. Le récepteur SIRPα a un domaine de motif inhibiteur de la tyrosine des cellules immunitaires (ITIM) et les événements de signalisation sur SIRPα - interaction CD47 aboutit finalement à la downregulation de l’activation des cellules^{inflammatoires 10,11,12,13}. La recherche dans notre laboratoire a prouvé que le CD47 recombinant ou son dérivé de peptide, correspondant au domaine ig d’acide aminé 22 de la région extracellulaire de CD47 (pepCD47), peut réduire la réponse immunisée d’hôte à une gamme de biomatériaux^{médicalement pertinents 14,,15,,16.} Récemment, nous avons démontré que le pepCD47 peut être immobilisé sur des surfaces en acier inoxydable et réduire considérablement la réponse pathophysiologique associée à la restenose. Il convient de noter que les surfaces modifiées pepCD47 sont favorables à des conditions d’utilisation pertinentes telles que le stockage à long terme et la stérilisation à l’oxyde^{d’éthylène 17}. À cette fin, pepCD47 peut être une cible thérapeutique utile pour répondre aux limitations cliniques des enfilents endovasculaires.

La stratégie pour l’attachement covalent du pepCD47 à une surface métallique implique une série de nouvelles modifications chimiques de la surface métallique. Les surfaces métalliques sont d’abord recouvertes de bisphosphonate de polyallylamine avec des groupes de thiol latents (PABT), suivies de la dépprotection des thiols et de l’attachement de la polyéthylèneeimine (Î.-P.-É.) aux groupes pyridyldithio installés (PDT). Les groupes PDT de l’Î.-P.-É. non consommés dans la réaction avec des thiols pabt déprotégés sont alors réagis avec pepCD47 incorporant des thiols dans les résidus terminals de cystéine, ayant pour résultat le pepCD47 liant à la surface de métal par l’intermédiaire d’un lien de disulfide^14,,17,18. Nous avons utilisé un pepCD47 conjugué au fluorophore (TAMRA-pepCD47) pour déterminer la concentration d’intrants du peptide qui entraîne l’immobilisation maximale du peptide à la surface. Enfin, nous avons évalué la capacité anti-inflammatoire aiguë et chronique des surfaces métalliques enduites pepCD47, ex vivo, à l’aide de l’appareil de boucle Chandler, et de l’essai d’expansion de l’attachement monocyte/macrophage, respectivement.

Cet article fournit un protocole systématique pour l’attachement des peptides thiolated à la surface en métal ; déterminer la densité maximale d’immobilisation du peptide; et évaluer les propriétés anti-inflammatoires des surfaces métalliques enduites pepCD47 exposées au sang entier et aux monocytes isolés.

Protocole

Tous les échantillons humains pour cette expérience ont été obtenus conformément à la CISR du Children’s Hospital de Philadelphie. Toutes les expériences sur les animaux ont été réalisées sur approbation de l’IACUC du Children’s Hospital de Philadelphie.

1. Revêtement des surfaces métalliques nues avec PEI-PDT

1. Laver les coupons en papier d’aluminium inoxydable (1 cm x 1 cm ou 0,65 cm x 1 cm) ou les disques en maille en acier inoxydable avec 2 isopropanol dans un shaker (60 °C, vitesse de 200 rpm) pendant 5 min. Effectuez cette étape 2x. Laver ensuite 2x avec du chloroforme (60 °C, vitesse de 200 rpm) pendant 10 min chacun.
2. Placer les échantillons d’acier inoxydable nettoyés dans un four à 220 °C pendant 30 min.
3. Préparer 5 mL de 0,5% de solution PABT en dissolvant 25 mg de bisphosphonate de polyallylamine avec des groupes latents de thiol (PABT) et 5 mg de bicarbonate de potassium (KHCO₃₎dans 5 mL de DDW et incuber à 72 °C dans un shaker à 200 rpm pendant 30 min.
   NOTE : Pour la synthèse de PABT se réfèrent à la littérature précédemment^{éditée 18.}
4. Immerger les feuilles cuites au four ou les disques en maille dans une solution 0,5% aqueuse de PABT et incuber dans un shaker (72 °C, vitesse de 200 rpm) pendant 1 h.
5. Laver les échantillons modifiés par pabt avec de l’eau distillée déionisée (DDW) pour 5x, transférer les spécimens dans un nouveau flacon et laver à nouveau avec DDW pour 5x.
6. Préparer un total de 5 mL de solution TCEP (12 mg/mL) en dissolvant 60 mg d’hydrochlorure de phosphine Tris (2 carboxyethyl) (TCEP) en 5 mL de tampon acétique de 0,1 M (0,57 mL d’acide acétique glaciaire, 820 mg d’acétate de sodium dans 100 mL de DDW).
7. Traiter les échantillons modifiés par pabt avec tcep pendant 15 min à température ambiante (RT) sur un shaker.
   REMARQUE : Le TCEP est utilisé pour dépectecter les groupes de thiol.
8. Degas DDW dans un flacon de fond rond à l’aide d’un dispositif générateur de vide, comme un lyophilisateur et laver les feuilles traitées tcep ou disques en maille avec dégazé DDW pour 5x. Transférer les échantillons dans un nouveau flacon, et en outre laver 5x avec dégazé DDW.
   REMARQUE : Il est primordial de travailler rapidement pour empêcher l’oxydation des thiols à la surface métallique par l’oxygène atmosphérique.
9. Préparer 5 mL de solution PEI-PDT à 1 % en diluant 212,5 μL de stock PEI-PDT et 125 μL d’acétate de sodium de 0,4 M dans du DDW dégazé. Effectuez l’étape 1.9 simultanément à l’étape 1.8 afin de minimiser l’exposition des échantillons à l’air atmosphérique.
   REMARQUE : La synthèse de pei-PDT est décrite dans la littérature précédemment éditée^18.
10. Incuber les spécimens en acier inoxydable lavés avec 1 % de PEI-PDT. Remplacer l’air par du gaz argon, sceller les flacons étanches à l’air et mélanger sur un shaker à RT pendant 1 h. Soit procéder immédiatement avec la conjugaison peptidique ou stocker à 4 °C jusqu’à 1 semaine.

2. Fixation et évaluation qualitative/quantitative de la rétention conjuguée de pepCD47 de fluorophore sur la surface métallique utilisant la microscopie et la fluorimétrie de fluorescence

1. Laver les coupons de papier d’aluminium ou les disques en maille préparés comme décrit dans la section 1, étapes 1.1-1.10 ci-dessus avec DDW 5x. Transférer les échantillons sur un nouveau flacon et laver avec DDW pour 5x supplémentaires. Enfin laver 2x avec de l’éthanol dégazé et 2x avec du formamide de diméthyle dégazé (DMF).
2. Préparer la solution de bouillon pepCD47 conjuguée à la tétraméthylrhodamine (TAMRA) en dissolvant la poudre de pepCD47 conjuguée TAMRA dans du diméthylformamide dégazé (DMF) à une concentration finale de 1 mg/mL. Aliquot la solution d’actions en allotissements de 1 mL. Conserver dans des tubes bien scellés sous atmosphère argon à -20 °C.
3. Diluer 1 mg/mL de la solution de stock du pepCD47 conjugué TAMRA à l’aide de DMF dégazé pour préparer les concentrations suivantes de pepCD47 conjugué au fluorophore - 10, 30, 100 et 200 μg/mL.
   REMARQUE : Si tamra-conjugué pepCD47 semble être précipité, réduisez le stock TAMRA-conjugué pepCD47 solution utilisant des perles de TCEP dans le rapport 1:1, à RT pendant 20 min. Notez qu’avant d’ajouter le pepCD47 conjugué TAMRA aux perles TCEP, faites tourner la solution de perles TCEP, retirez le supernatant, puis procédez à l’ajout du pepCD47 conjugué TAMRA.
4. Incuber les coupons de papier d’aluminium modifiés PEI-PDT avec 10, 30, 100 ou 200 μg/mL de pepCD47 conjugué tamra dans des triplicates pour chaque condition sur un shaker à RT sous atmosphère argon pendant 1 heure. Incuber les disques à mailles modifiées PEI-PDT, ainsi que le disque en maille non modifié au-delà de l’étape 1.2 (commandes métalliques nues) avec 100 μg/mL de pepCD47 conjugué TAMRA dans des triplicates à RT sous atmosphère argon sur un shaker pendant 1 h.
   REMARQUE : À partir de cette étape, les flacons sont enveloppés dans du papier d’aluminium pour protéger le contenu de la lumière.
5. Laver les surfaces conjuguées au fluorophore pour enlever le peptide non covalent dans l’ordre suivant : DMF (3x), DMF/DDW à 1:1, DDW (3x), 0.3% SDS en 20 mM Tris pH 7.4 (3x, 5 min chacun à 70 °C sur un shaker), DDW (3x), flacons de changement, et un lavage final de DDW.
6. Placez le contrôle et les disques en maille conjugués de façon covalente sur un verre microscope, ajoutez 50 μL de PBS et placez un coverslip. Disques de maille d’image à l’aide d’un microscope à fluorescence inversé équipé d’un ensemble de filtre rhodamine. Prenez des images représentatives au grossissement 100x.
7. Préparer 15 mL de solution TCEP de 12 mg/mL en dissolvant 180 mg de TCEP en mélange 1:1 v/v de méthanol et 0,1 M de tampon acétique.
8. Incuber chaque feuille lavée avec 1 mL de solution TCEP sur un shaker à RT pendant 15 min.
9. Préparez les normes suivantes en diluant en série le bouillon pepCD47 conjugué tamra (1 mg/mL) – 100 μg/mL, 10 μg/mL, 1 μg/mL, 0,1 μg/mL et 0,01 μg/mL. Utilisez la solution TCEP comme diluant.
10. Analyser le pepCD47 conjugué TAMRA libéré de la surface métallique par rapport à la courbe d’étalonnage générée à l’aide des normes par fluorure à 544/590 nm excitation et longueurs d’onde d’émission.

3. Attacher le pepCD47 humain aux surfaces modifiées de l’Î.-P.-É.

1. Laver les échantillons recouverts de P.-É.-P.-É. formulés comme décrit dans la section 1, les étapes 1.1-1.10 ci-dessus, avec le DDW 5x dégazé, changer le flacon et laver avec du DDW 5x dégazé.
2. Préparez la solution humaine de stock pepCD47 (1 mg/mL) en dissolvant la poudre humaine de pepCD47 dans l’acide acétique dégazé de 50% pour réaliser une concentration 1 mg/mL.
3. Préparer la concentration de travail du pepCD47 humain (100 μg/mL) en dissolvant 500 μL du stock de pepCD47 humain dans 4 500 μL de salin tamponné 1x phosphate dégazé (PBS).
4. Incuber les échantillons recouverts de PEI-PDT lavés avec 100 μg/mL de pepCD47 à RT avec secousses pendant 1 h.
5. Lavez les échantillons humains recouverts de pepCD47 pour éliminer l’excès de peptide dans l’ordre suivant PBS (3x), DDW (3x), 0,2% Tween-20 (3x, 5 min chacun), DDW (3x), changer les flacons et le lavage final DDW.
   REMARQUE : Les surfaces enduites de pepCD47 humain peuvent être conservées à sec à 4 °C jusqu’à 6 mois.

4. Enduire les surfaces modifiées de l’Î.-P.-É. et de la séquence brouillée (Scr)

1. Dissoudre la poudre de séquence brouillée dans de l’acide acétique dégazé de 0,1 % pour préparer une solution de stock de 1 mg/mL.
2. Préparer une solution de 100 μg/mL de peptide brouillé en dissolvant 500 μL de l’acide acétique dégazé de 4 500 μL.
3. Enduire les spécimens lavés de PEI-PDT de 100 μg/mL de peptide brouillé à RT en secouant pendant 1 h.
4. Pour éliminer le peptide brouillé non attaché, lavez les surfaces dans l’ordre suivant 0,01 % d’acide acétique (3x), de DDW (3x), de 0,2 % de Tween-20 (3x, 5 min), de DDW (3x), de flacons de changement et d’un lavage DDW.

5. Boucle chandler pour analyser l’attachement cellulaire aux surfaces métalliques

1. Enduire les feuilles métalliques (0,65 cm x 1 cm) de pepCD47 humain ou de peptide brouillé selon la description de la section 1 suivie de 3 ou 4.
2. Couper les tubes en PVC de 1/4 po en trois morceaux de 38 cm de long.
3. Insérez jusqu’à 8 feuilles métalliques modifiées non modifiées, brouillées ou pepCD47 dans trois tubes différents.
4. Recueillir 30 mL de sang auprès de donneurs humains en bonne santé exempts de tout médicament anti-plaquettaire selon le protocole institutionnel de la CISR. Précharger la seringue avec 1 mL de citrate de sodium à 4 % pour prévenir la coagulation du sang recueilli.
5. Mettez 10 mL de sang dans chaque tube à l’aide d’une seringue de 10 mL et connectez les extrémités avec des adaptateurs métalliques. Placez les tubes remplis de sang sur les roues de l’appareil de boucle Chandler.
6. Passez le sang le long des feuilles métalliques par rotation des roues à 37 °C à la vitesse calculée pour produire le cisaillement de 25 dyns/cm² pendant 4 h.
7. Drainer le sang des tubes et éliminer le sang selon les exigences de la CISR.
8. Couper les tubes à l’aide du scalpel pour récupérer les feuilles de chaque tube.
9. Préparer une solution de glutaraldehyde de 2 % en diluant la solution de glutaraldehyde de 10 ml de 4 % à l’aide de 10 ml de tampon cacodylate de sodium avec du chlorure de sodium de 0,1 M.
10. Incuber les feuilles dans une solution de glutaraldehyde à 2 % pendant 15 min et les conserver à 4 °C pendant la nuit. Avant d’analyser, laver les feuilles métalliques 3x avec PBS.

6. Analyser l’attachement cellulaire aux surfaces métalliques à l’aide du colorant CFDA

1. Chauffer 8 mL de PBS dans un tube de 15 mL dans un bain d’eau réglé à 37 °C.
2. Préparez la solution de colorant CFDA (carboxy-fluorescéine, succinimidyl ester) comme suit - ajouter 90 μL de DMSO à un flacon de colorant CFDA pour atteindre une concentration de stock de 10 mM. Ensuite, préparez la concentration de travail de 93,75 μM en ajoutant 75 μL du stock CFDA à 8 mL de PBS chaud. Mélanger en inversant les tubes à quelques reprises et couvrir le tube de papier d’aluminium.
   REMARQUE : Il est conseillé de préparer fraîchement le colorant CFDA avant chaque utilisation.
3. Incuber chaque feuille avec 1 mL de colorant CFDA dans une assiette de 24 puits. Couvrir la plaque de papier d’aluminium et incuber la plaque à 37 °C pendant 15 min.
4. Laver les feuilles métalliques 3x avec PBS pour enlever l’excès de colorant. Image utilisant le microscope inversé de fluorescence.

7. Fixation des monocytes et expansion du macrophage sur les surfaces métalliques modifiées et nues pepCD47

1. Recueillir 10 mL de sang périphérique via l’accès vena cava lors du sacrifice d’un rat Sprague-Dawley mâle de 400-450 g. Mélanger immédiatement avec 1 000 UI d’héparine de sodium pour prévenir la coagulation.
2. Pipette 10 mL de dénivelé moyen dans un tube conique de 50 mL. Mélanger le sang avec 5 mL de PBS, et superposer soigneusement le sang dilué sur le milieu de gradient de densité à l’aide d’une pipette Pasteur. Centrifugeuse dans un rotor balançant de seau à 800 x g et 18-25 °C pendant 20 min avec des réglages minimaux d’accélération et de décélération.
3. À l’aide d’une pipette Pasteur, recueillir une couche opaque de manteau bouffi sur l’interface entre le plasma et Ficoll. Diluer le pelage bouffi 1:3 avec le PBS et la centrifugeuse à 550 x g et 4 °C pendant 10 min pour polir les cellules du pelage.
4. Suspendre à nouveau les cellules du pelage buffy dans 3 mL de tampon de lyse ACK pour contaminer les érythrocytes. Incuber sur la glace pendant 4 min. Ajouter 12 mL de tampon de séparation cellulaire (CSB; 0,5% BSA, 0,5% FBS, 2 mM EDTA/PBS).
5. Centrifugeuse à 550 x g et 4 °C pendant 10 min. Suspendre à nouveau la pastille dans 10 mL de CSB.
6. Centrifugeuse à 200 x g et 4 °C pendant 10 min pour éliminer les plaquettes. Répétez deux fois.
7. Suspendre à nouveau la pastille dans 500 μL de CSB. Ajoutez 10 μg de chacun des anticorps anti-rats de souris suivants : CD8a (clone OX-8), anti-CD5 (clone OX-19), anti-CD45RA (clone OX-33) et anti-CD6 (clone OX-52).
8. Incuber à 4 °C sur un rotateur à tube vertical pendant 1 h. Ajouter 9,5 mL de CSB. Centrifugeuse à 300 x g et 4 °C pendant 10 min. Jeter le supernatant, suspendre à nouveau la pastille dans 10 mL de CSB et répéter la centrifugation.
9. Suspendre à nouveau la pastille dans 500 μL de CSB. Ajouter 150 μL de microbilles IgG anti-souris de chèvre. Incuber à 4 °C sur un rotateur à tube vertical pendant 20 min. Ajouter 9,5 mL de CSB. Centrifugeuse à 300 x g et 4 °C pendant 10 min.
10. Jeter le surnatant. Suspendre à nouveau la pastille dans 1 mL de CSB.
11. Placez une colonne LS dans un séparateur magnétique.  Primez la colonne LS avec 3 mL de CSB. Jetez le débit de la colonne. Ajouter 1 mL de granulés cellulaires re-suspendus de l’étape 7.10. Commencez à collecter le débit. Après l’arrêt du débit, ajouter 5 mL de CSB et continuer à recueillir le débit de la colonne jusqu’à ce que le débit s’arrête.
12. Centrifugeuse le débit de la colonne (6 mL) contenant des monocytes sélectionnés négativement à 300 x g et 4 °C pendant 10 min. Suspendre à nouveau la petite pastille résultante dans 2 mL de RPMI-1640 moyen complété par 10% FCS, 1% stylo / streptocoque et 100 ng / mL rat macrophage colonie facteur stimulant (M-CSF).
13. Comptez les monocytes à l’aide d’hémocytomètre. Ajuster la concentration des monocytes à 5 x 10⁵ cellules/mL.
14. Ajouter 1 mL de suspension monocyte aux puits individuels d’une plaque de 12 puits avec les échantillons de papier d’aluminium en acier inoxydable nu (N=3) ou les échantillons d’acier inoxydable modifiés avec le pepCD47 de rat (N=3) selon 1.1-1.10 et 3.1-3.6.
15. Changer le milieu les jours 3 et 5 après l’ensemencement. Le jour 6 après l’ensemencement laver les cellules avec PBS et fixer avec 4% de paraformaldéhyde à température ambiante pendant 15 min. Laver deux fois avec PBS pendant 5 min.
16. Retirer les feuilles d’acier inoxydable et les placer individuellement dans une nouvelle plaque de 12 puits. Ne retournez pas les feuilles.
17. Incuber en 0,5% Tween-20/PBS pendant 15 min pour perméabiliser les cellules. Laver deux fois avec PBS pendant 5 min.
18. Bloquer dans 10% sérum de chèvre / PBS pendant 20 min. Aspirez le sérum. Ne vous lavez pas. Ajouter l’anticorps cd68 anti-rat de souris (dilué 1:100 dans 1%BSA/PBS). Incuber à température ambiante pendant 1 h. Laver 3x en PBS pendant 5 min chacun.
19. Ajouter chèvre anti-souris IgG Alexa Fluor 546 (dilué 1:200 en 1% BSA / PBS). Incuber dans l’obscurité à température ambiante pendant 45 min. Laver en PBS pendant 5 min. Counterstain avec 1 μg/mL Hoechst 33342 colorant dans l’obscurité à température ambiante pendant 10 min. Laver 3x en PBS pendant 5 min chacun.
20. Retournez les feuilles et l’image à l’aide d’un microscope fluorescent avec l’optique inversée. Capturez des images au grossissement 200x avec des paramètres de filtre bleu et rouge.
21. Comptez les monocytes ci-joints dans les images individuelles et calculez les moyennes du groupe et les écarts types.

Résultats

Les surfaces métalliques sont rendues thiol-réactives pour l’attachement au peptide par une série de modifications chimiques, comme l’illustre la figure 1. L’incubation pabt suivie d’un traitement PEI-PDT rend la surface métallique utilisable pour l’attachement au peptide. Peptide CD47 (pepCD47) contenant des résidus de cystéine à C-terminus joints à la séquence pepCD47 de base par un pont AEEAc double flexible est covalently attaché aux surfaces thiol-réactives par des ...

Discussion

Nous démontrons et décrivons une stratégie chimique relativement nouvelle pour annexer les moieties thérapeutiques de peptide à une surface en acier inoxydable avec l’objectif global de réduire la réactivité de la surface avec les cellules inflammatoires trouvées dans le sang. La chimie du bisphosphonate décrite dans le ci-après implique la formation de liaisons coordonnées entre les oxydes métalliques et les groupes de bisphosphonate de PABT. L’épaisseur du monomère polybisphosphonate formé sur la su...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1 M Tris-HCL	Invitrogen	15567-027	pH - 7.5
4% Glutaraldehyde	Electron Microscopy Sciences	16539-07
4% Sodium Citrate	Sigma	S5770
ACK lysing buffer	Quality Biologicals	118-156-721
anti-CD45RA Ab (mouse anti-rat; clone OX-19)	Biolegend	202301
anti-CD5 Ab (mouse anti-rat; clone OX-19)	Biolegend	203501
anti-CD6 Ab (mouse anti-rat; clone OX-52)	BD Biosciences	550979
anti-CD68 Ab (mouse anti-rat; clone ED-1)	BioRad	MCA341
anti-CD8a Ab (mouse anti-rat; clone OX-8)	Biolegend	201701
Chloroform Certified ACS	Fisher Chemical	C298-500
Dimethyl Formammide (DMF)	Alfa Aesar	39117
Embra stainless steel grid	Electron Microscopy Sciences	E200-SS	stainless steel mesh mesh disks
Ficoll Hypaque	GE Healthcare	17-1440-02
Glacial acetic acid	ACROS organic	148930025
goat anti-mouse IgG Alexa Fluor	ThermoFisher	A11030
Heparin sodium	Sagent Pharmaceuticals	402-01
Human pepCD47	Bachem	4099101
Isopropanol	Fisher Chemical	A426P-4
Metal adapters	Leur Fitting	6515IND	1 way adapter 316 ss 1/4"-5/16" hoes end
Methanol	RICCA chemical company	4829-32
Microscope	Nikon Eclipse	TE300
Phosphate buffered saline (PBS)	Gibco	14190-136
Pottasium Bicarbonate (KHCO3)	Fisher Chemical	P184-500
PVC tubes	Terumo-CVS	60050	1/4" X 1/16 8'
sodium cacodylate buffer with 0.1M sodium chloride	Electron Microscopy Sciences	11653
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS)	Bio-Rad laboratories	161-0302
Sodum actetate (C2H3NaO2)	Alfa Aesar	A13184
Src peptide	Bachem	4092599
Stainless steel (AISI 304) cylinder-shaped samples with a lumen	Microgroup, Medway, MA	20097328	1 cm X 6 mm OD
Stainless steel foils (AISI 316L)	Goodfellow, Coraopolis, PA		100 mm X 100 mm X 0.05 mm
Tetramethylrhodamine-conjugated pepCD47 (TAMRA-pepCD47)	Bachem	4100277
TMB (3,3’ ,5,5’ -tetramethylbenzidine) substrate and tris (2-carboxyethyl) phosphine hydrochloride (TCEP)	Thermo Scientific	PG82089
Tween-20	Bio-Rad laboratories	170-6531
Vybrant CFDA SE Cell Tracer Kit	Invitrogen	V12883