Évaluation des dépôts pulmonaires régionaux à l’aide de modèles pulmonaires imprimés 3D spécifiques au patient

Résumé

Nous présentons une méthode in vitro à haut débit pour quantifier le dépôt pulmonaire régional au niveau du lobe à l’aide de modèles pulmonaires imprimés 3D dérivés de la Tomodensitométrie avec des profils de flux d’air tunable.

Résumé

Le développement de thérapies ciblées pour les maladies pulmonaires est limité par la disponibilité de méthodes d’essai précliniques avec la capacité de prédire l’administration régionale d’aérosols. En tirant parti de l’impression 3D pour générer des modèles pulmonaires spécifiques aux patients, nous décrivons la conception d’une configuration expérimentale in vitro à haut débit pour quantifier le dépôt pulmonaire lobulaire. Ce système est fabriqué avec une combinaison de composants imprimés disponibles dans le commerce et 3D et permet de contrôler indépendamment le débit à travers chaque lobe du poumon. La livraison d’aérosols fluorescents à chaque lobe est mesurée à l’aide d’une microscopie par fluorescence. Ce protocole a le potentiel de promouvoir la croissance de la médecine personnalisée pour les maladies respiratoires grâce à sa capacité à modéliser un large éventail de données démographiques des patients et les états de la maladie. La géométrie du modèle pulmonaire imprimé en 3D et le réglage du profil du flux d’air peuvent être facilement modulés pour refléter les données cliniques pour les patients dont l’âge, la race et le sexe varient. Les dispositifs d’administration de médicaments cliniquement pertinents, tels que le tube endotrachéal montré ici, peuvent être incorporés dans la configuration d’essai pour prédire plus exactement la capacité d’un dispositif à cibler l’accouchement thérapeutique à une région maladie du poumon. La polyvalence de cette configuration expérimentale lui permet d’être personnalisé pour refléter une multitude de conditions d’inhalation, améliorant la rigueur des tests thérapeutiques précliniques.

Introduction

De nombreuses maladies pulmonaires comme le cancer du poumon et la bronchopneumopathie chronique obstructive (MPOC) présentent des différences régionales dans les caractéristiques de la maladie; cependant, il y a un manque de techniques thérapeutiques disponibles pour cibler l’administration de drogue aux régions seulement maladies du^{poumon 1.} Plusieurs modèles de dynamique des fluides computationnels (CFD) ont démontré qu’il est possible de moduler les profils de dépôt de médicaments en identifiant des rationalisations spécifiques dans^{le poumon 2,3}. Le développement d’inhalateurs et d’adaptateurs de tubes ensotrachés (ET) dotés de capacités de ciblage régional est en cours dans notre laboratoire pour contrôler la distribution des aérosols dans les régions pulmonaires touchées. L’extension de ces principes à l’utilisation clinique est limitée par la capacité actuelle d’essai préclinique. L’emplacement précis qu’un médicament dépose dans le poumon est connu pour être le meilleur prédicteur de l’efficacité; toutefois, les évaluations pharmaceutiques actuelles des traitements inhalables sont le plus souvent prédites à l’aide de corrélations in vitro-in vivo de la taille des particules à un dépôt approximatif^{simple 4}. Cette technique ne permet aucune analyse spatiale pour déterminer les effets des différentes géométries des voies respiratoires sur la distribution régionale à travers les différents lobes du poumon. De plus, ces tests n’ont pas de géométries pulmonaires anatomiquement précises, ce qui, selon les chercheurs, peut avoir un impact significatif sur les profils de^{dépôt 5}. Certains efforts ont été faits pour intégrer des géométries pulmonaires spécifiques au patient dans les protocoles d’essai grâce à l’ajout des voies respiratoires supérieures; cependant, la plupart de ces approches échantillon aérosol livraison à différentes générations du poumon plutôt que chaque lobe^{pulmonaire 6,7,8}. Le protocole suivant présente une méthode à haut débit de génération de modèles pulmonaires spécifiques au patient avec la capacité de quantifier le dépôt relatif de particules dans chacun des cinq lobes du poumon⁹.

Les poumons modèles anatomiquement précis sont générés par des tomodensitogrammes calculés par le patient en 3D. Lorsqu’ils sont utilisés conjointement avec un système d’écoulement facilement assemblé, les débits relatifs à travers chacun des lobes du poumon modèle peuvent être contrôlés indépendamment et adaptés pour imiter ceux des différents états démographiques et/ou de la maladie des patients. Avec cette méthode, les chercheurs peuvent tester l’efficacité des méthodes thérapeutiques potentielles dans une géométrie pulmonaire pertinente et corréler la performance de chaque méthode avec la progression de la morphologie maladie. Ici, deux conceptions d’appareil développées dans notre laboratoire sont testées pour leur capacité à augmenter le dépôt dans un lobe pulmonaire désiré en contrôlant l’emplacement de la libération d’aérosols dans la bouche ou la trachée. Ce protocole a également le potentiel d’avoir un impact significatif sur le développement de procédures personnalisées pour les patients en facilitant la prédiction rapide de l’efficacité du traitement dans un poumon modèle spécifique aux données de tomodensitométrie de ce patient.

Protocole

1. Préparation de composants expérimentaux imprimés en 3D

REMARQUE : Tous les logiciels utilisés dans le protocole sont indiqués dans le Tableau des matériaux. En outre, le logiciel de tranchage utilisé est spécifique à l’imprimante 3D répertoriée dans le Tableau des matériaux; toutefois, ce protocole peut être étendu à un large éventail d’imprimantes 3D stéréolithographie (SLA).

1. Convertir les tomodensitogrammes des patients en objets 3D (fichiers.stl).
   REMARQUE : Pour une discussion plus détaillée des caractéristiques géométriques du modèle pulmonaire spécifique utilisé dans ces études, reportez-vous à Feng et coll.⁵.
   1. Rendre les tomodensitogrammes dans un objet 3D à l’aide d’un logiciel de tomodensitométrie (voir tableau des matériaux). Ouvrez la tomodensitométrie et créez un masque sur l’espace aérien à l’aide de l’outil Threshold avec un réglage de l’âge de -800 à -1000. À l’aide de l’outil Preview 3D, visualisez le rendu 3D et exportezl’objet (File | Exportation) comme un fichier .stl.
   2. L’importation des fichiers dans un logiciel d’édition en maille (voir tableau des matériaux),supprimer toutes les fonctionnalités déchiquetées à l’aide de l’outil Select (Sculpt | Brosses: « Shrink/Smooth » | Propriétés: Force (50), Taille (10), Profondeur (0)). Lisser la surface(Ctrl+A | Déformer | Lisse | Lissage (0,2), Balance de lissage (1)).
   3. Dans le logiciel d’édition en maille, étendre le mur de ces objets de 2 mm(Ctrl+A | Modifier | Offset), et permettre à l’objet intérieur de rester creux de telle sorte que seul le mur reste. Trancher l’objet(Sélectionnez | Modifier | Plane Cut) à la trachée pour former une entrée et aux générations 2 ou 3 où l’objet se ramifie à chaque lobe pour créer des points de vente (Figure 1A).
      REMARQUE : L’épaisseur de 2 mm a été choisie en fonction des tailles de fonctionnalités acceptables spécifiées par le fabricant de l’imprimante 3D répertoriée dans le Tableau des matériaux. Cette épaisseur peut être ajustée en fonction des spécifications de l’imprimante 3D disponible si la géométrie intérieure du modèle est maintenue.
2. Modifier les géométries de sortie du modèle pulmonaire du patient pour qu’elles soient compatibles avec les composants du bouchon de sortie du lobe précédemment conçus (figure 1B,C) énumérés dans le Tableau des matériaux.
   1. Importer l’objet 3D, qui reproduit le tomodensitogramme à l’intérieur, a une épaisseur de mur de 2 mm, et est ouvert à l’entrée et les prises, dans le logiciel de modélisation 3D (voir Tableau des matériaux) comme un corps solide (Open | Fichiers Mesh | Options | Corps solide).
   2. Créez un plan en fonction d’un visage à chacune des prises(Insérer | Géométrie de référence | Avion). À l’aide de l’outil d’épissage, tracez le mur intérieur et le mur extérieur de la prise dans un croquis sur le plan(Croquis | Spline).
   3. Loft un cylindre (OD 18,5 mm, ID 12,5 mm, H 15,15 mm) pour se connecter à la paroi intérieure et extérieure du modèle, prolongeant ainsi la sortie pour être uniforme à chaque lobe(Caractéristiques | Lofted Boss/Base). Ajouter un cran autour du bord de la prise pour correspondre avec le bouchon(Caractéristiques | Coupe extrudée | Offset).
      REMARQUE : Le bouchon (Figure 1D) est un cylindre creux correspondant aux dimensions des prises et ayant une étagère qui s’interconnecte avec l’encoche de la prise du modèle. Une extrémité du bouchon est bloquée de telle sorte que l’ID est plus petit que le reste de la pièce, ce qui assure un ajustement serré autour de la connexion de tubes barbelés (Figure 1E). La connexion de tubes barbelés est une forme de cône barbelé de telle sorte que le barbing s’adapte à travers l’ouverture du bouchon, mais le reste de la partie ne le fait pas, permettant à la connexion de tube de s’insérer solidement dans le bouchon. Ainsi, le capuchon s’adapte étroitement autour de la connexion de tube barbelé et le modèle pulmonaire (Figure 1F,G).
   4. Modifier l’entrée du modèle pulmonaire en fonction des conditions expérimentales souhaitées. Les régions de la gorge et du glottal peuvent être incluses pour imiter un patient qui peut respirer par lui-même( figure 1B). Les régions au-dessus de la trachée peuvent être enlevées à l’aide d’une coupe extrudée pour imiter un patient intubé sur le supportdu ventilateur (caractéristiques | Coupe extrudée) (Figure 1C).
3. Orientez et soutenez les composants expérimentaux dans le logiciel de tranchage fourni par le fabricant d’imprimantes 3D.
   1. Importer des fichiers de pièce 3D dans un logiciel de tranchage d’imprimante 3D et choisir la résine appropriée. Utilisez une résine dure pour imprimer les modèles pulmonaires et les connexions de tubes barbelés, et une résine douce pour imprimer les bouchons.
      REMARQUE : La résine utilisée pour l’impression des bouchons doit avoir des propriétés élastiques pour lui permettre de s’étirer au-dessus de la sortie du lobe et de créer un joint hermétique.
   2. Définissez l’orientation des parties de telle sorte que toutes les « îles » et les volumes non ventilés soient réduits au minimum. La meilleure orientation pour les modèles pulmonaires est avec les prises de lobe face à la plate-forme d’impression. Assurez-vous à la fois les connexions de tubes barbelés et les bouchons ont les parties plus larges face à la plate-forme d’impression.
      REMARQUE : Des tranches individuelles peuvent être visualisées pour vérifier l’apparence des « îles », sections de la pièce qui apparaissent d’abord dans une tranche sans être reliées au corps principal de la pièce. La fonction d’examen peut être utilisée pour vérifier les tranches avec des volumes non ventilés, les zones où la résine non durcie peut se coincer à l’intérieur de la pièce pendant l’impression. Les volumes « îles » et non ventilés diminuent la qualité de l’impression et pourraient entraîner une défaillance de l’impression.
   3. En regardant chaque tranche individuellement, ajouter des supports à toutes les « îles » restantes dans la pièce ainsi que toutes les zones avec des surplombs importants. Exportez et visualisez les tranches pour l’impression afin de vérifier que toutes les zones sont correctement prises en charge.
4. Imprimez des composants expérimentaux et terminez le post-traitement selon les instructions du fabricant.
   REMARQUE : Toutes les étapes de post-traitement décrites ci-dessous sont spécifiques à l’imprimante 3D répertoriée dans le Tableau des matériaux. Lorsque vous utilisez d’autres imprimantes ou matériaux, ajustez ces étapes pour refléter les instructions du fabricant.
   1. Pour les pièces imprimées en résine molle, laver avec ≥ de l’alcool isopropylique de pureté de 99 % (IPA) pour éliminer l’excès de résine non durcie et la cure thermique dans un four à convection de 8 h selon les spécifications du fabricant.
      REMARQUE : Les pièces imprimées en résine douce peuvent être très délicates immédiatement après l’impression, de sorte qu’un soin particulier doit être pris pendant les étapes de nettoyage. L’exposition à l’API doit être maintenue en deçà de la limite d’exposition aux solvants du matériau afin d’éviter la dégradation des parties.
   2. Pour les pièces imprimées en résine dure, laver avec de l’IPA pour enlever l’excès de résine non durcie et guérir dans un four UV (365 nm de lumière à 5-10 mW/cm²⁾pendant 1 min de chaque côté.
      REMARQUE : Pour évaluer l’exactitude de la réplique imprimée en 3D, il est recommandé d’utiliser la numérisation μCT de la pièce imprimée et du logiciel de balayage CT pour comparer, quantitativement, les variations entre le rendu 3D original et la réplique imprimée en 3D.

2. Assemblage du système de tubes pour le contrôle des débits

1. Vis 1/4 " raccords de tube barbelé dans le côté du collecteur avec 6 ports (Figure 2A-6) et un tube barbelé de 3/8 " raccord dans le port restant.
2. Coupez le tube de 1/4 " aux longueurs désirées et insérez dans chaque extrémité des vannes push-to-connect(figure 2A-5). Attachez chaque vanne à l’un des raccords de 1/4 » insérés dans le collecteur.
3. Connectez un débitmètre (figure 2A-4) à l’autre extrémité de chaque soupape.
4. Placez le système de tuyaux sur le dessus de la planche en bois de sorte que le raccord unique du collecteur de 3/8 " s’étend au-delà du bord de la planche. Pour fixer en place, ajouter deux vis sur le côté de la planche de bois et attacher le collecteur aux vis à l’aide de fil.
5. Ajouter quatre vis placées autour de chacune des vannes et des compteurs d’écoulement et utiliser du fil pour fixer chacune d’entre elles à la planche de bois (figure 2E).
6. Avec environ 6 " de tube d’identification de 3/8 », connectez le collecteur à un filtre de qualité vide en ligne de 0,1 μm de taille pore. Connectez l’autre extrémité du filtre au contrôleur de débit à l’aide d’un autre tube d’identification de 6 " de 3/8 »
   REMARQUE : Le système de tubes n’a besoin d’être assemblé qu’une seule fois.

3. Assemblage des chapeaux de sortie de lobe avec le modèle patient de poumon

REMARQUE : Cette partie du protocole doit être complétée avant chaque course expérimentale.

1. Insérez la connexion de tube barbelé dans le bouchon avec la buse qui dépasse à travers l’ouverture dans la base du bouchon. Tout d’abord, insérez une extrémité de la base ovale de raccordement de tube barbelé dans le chapeau. Ensuite, étirez soigneusement le capuchon flexible à l’autre extrémité de la base ovale, en prenant un soin particulier à ne pas casser la base mince.
   REMARQUE : Les bouchons nouvellement imprimés peuvent être plus rigides que désiré et peuvent être étirés en exécutant deux doigts le long de l’intérieur du capuchon.
2. Coupez du papier filtre de 10 μm de sorte qu’il soit légèrement plus grand que la zone de sortie. Pliez le papier filtre sur la sortie du lobe et maintenez-le en place d’une seule main.
3. D’autre part, utilisez des pinces à épiler pour étirer le bouchon avec une connexion de tubes barbelés au-dessus de la sortie. Appuyez sur le bouchon jusqu’à ce que l’encoche du bouchon corresponde à l’encoche correspondante sur la sortie du lobe (Figure 2C).
   REMARQUE : Déchirer le papier filtre dans cette étape peut invalider les résultats, de sorte qu’un soin particulier doit être pris pour éviter une force excessive lorsque vous appuyez sur le bouchon sur la prise.
4. Répétez l’répéter pour tous les points de vente restants de lobe( Figure 2D).

4. Génération d’un profil de flux d’air cliniquement pertinent

REMARQUE : Cette partie du protocole doit être complétée avant chaque course expérimentale.

1. Connectez chaque sortie de lobe de modèle pulmonaire au tube du compteur d’écoulement et de la valve correspondants, en prenant soin de ne pas appliquer trop de pression latérale à la connexion barbelée de tube. Fixez le compteur d’écoulement électronique à l’entrée de bouche du modèle pulmonaire pour mesurer le débit total d’air du modèle pulmonaire.
2. Allumez le contrôleur de débit (figure 2A-7) et la pompe à vide (figure 2A-8). Sélectionnez leparamètre « configuration de test» sur le contrôleur de débit et augmentez lentement le débit jusqu’à ce que le débit électronique affiche le débit total désiré.
3. À l’aide des valves(figure 2E-5),ajuster le débit à travers chacun des cinq lobes pulmonaires : supérieur droit (RU), milieu droit (RM), bas droit (RL), supérieur gauche (LU) et bas gauche (LL). Une fois que les débits de lobe indiqués sur les débitomètres (figure 2E-4) sont stables à la valeur désirée, vérifiez à nouveau le débit global sur le débit électronique pour vérifier qu’il n’y a pas de fuites dans le système.
   1. S’il y a un écart dans le débit total, abaissez le débit avec le contrôleur de débit, réglez toutes les vannes à la configuration entièrement ouverte et répétez les étapes 4.2 et 4.3.
      REMARQUE : Les résultats présentés ici ont été obtenus à l’aide de profils de débit d’air basés sur les données rapportées par Sul et coll.¹⁰ Ces fractions de débit lobar ont été calculées à l’aide d’images de tomographie calculée en fines tranches des poumons des patients à pleine inspiration et expiration, comparant les changements relatifs dans le volume de chaque lobe pulmonaire. Les résultats sont présentés pour deux conditions d’écoulement distinctes, à la fois à un débit global d’entrée de 1 L/min. Le profil sain d’écoulement de sortie de lobe de poumon est distribué à chaque sortie par le pourcentage suivant du flux d’entrée : LL-23.7%, LU-23.7%, RL-18.7%, RM-14.0%, RU-20.3%. Le profil de débit de sortie du lobe COPD est réparti entre chaque prise par le pourcentage suivant du flux d’entrées : LL-10,0%, LU-29,0%, RL-13,0%, RM-5,0%, RU-43,0%^9,10.
4. Quittez la fonction« configuration detest » du contrôleur d’écoulement, mais laissez la pompe à vide en place.
   REMARQUE : L’éteignement de la pompe à vide entre le réglage des débits et l’exécution de l’expérience de dépôt peut entraîner des inexactitudes dans le profil d’écoulement généré. Il est recommandé de laisser la pompe à vide sur une fois que les débits souhaités sont réglés pour compléter les essais de dépôt d’aérosols.

5. Livraison d’aérosol au modèle pulmonaire

REMARQUE : Les expériences doivent être effectuées dans un capot de fumée avec la ceinture fermée pour minimiser l’exposition aux aérosols générés par le nébuliseur.

1. Remplissez le nébuliseur avec la solution des particules fluorescentes désirées (figure 2A-1) et connectez-vous à l’entrée du modèle pulmonaire (Figure 2B).
   REMARQUE : Les résultats présentés ici ont été obtenus à l’aide de 30 mL d’une dilution de 1 100 de particules fluorescentes de polystyrène de μm dans le méthanol.
   1. Pour valider la configuration expérimentale, connectez le nébuliseur directement à l’entrée du modèle pulmonaire sans aucun dispositif de ciblage.
   2. Pour mesurer l’efficacité d’un dispositif de ciblage, connectez le nébuliseur à l’appareil et insérez l’appareil dans le modèle pulmonaire.
2. Connectez la ligne d’air comprimé au nébuliseur et fermez autant que possible la ceinture du capot de fumée.
3. Réglez le contrôleur de débit pour exécuter pour un essai de 10 s. Avant de presser le démarrage, ouvrez légèrement la soupape d’air comprimé pour commencer à produire un aérosol à l’intérieur du nébuliseur.
4. Appuyez sur démarrer sur le contrôleur de débit et ouvrez immédiatement la soupape d’air comprimé complètement. Une fois que le contrôleur de débit atteint environ 9 s, commencez à fermer la soupape d’air comprimé.
5. Une fois que la vanne d’air comprimé est complètement fermée, déconnecter le nébuliseur de la ligne d’air comprimé, fermer complètement la ceinture du capot de fumée, éteindre la pompe à vide et laisser les aérosols se dégager du capot de fumée pendant environ 10 minutes.
   REMARQUE : Il est important d’éteindre la pompe à vide après avoir terminé une course afin d’éviter qu’un vide ne s’insurisse dans le système de tuyaux.
6. Après avoir attendu un temps suffisant, déconnecter le modèle pulmonaire du système de tubes, en prenant un soin particulier à ne pas casser les connexions de tubes barbelés.
7. Retirez les bouchons de sortie du lobe en exécutant une pince à épiler sous le bord du capuchon et soulevez-le doucement du modèle pulmonaire.
8. Retirez le papier filtre du bouchon et placez-le dans une plaque de puits 24 avec le côté sur lequel les particules déposées étant sur le fond face au puits de la plaque. Répétez l’répétition pour les points de vente restants et étiquetez le puits correspondant à chaque lobe.
   REMARQUE : Pour éviter que tout dépôt de particules résiduelles n’ait un impact sur les expériences subséquentes, il est important de rincer à la fois le modèle pulmonaire et les composants du capuchon avec de l’API ou du solvant approprié entre les séries. Cela peut être recueilli et inclus dans l’analyse comme vous le souhaitez. En outre, un journal est conservé pour s’assurer que toutes les répliques utilisées ont été minimalement exposées à l’API pour maintenir l’intégrité des parties, et l’inspection des parties visuelles est recommandée avant utilisation.

6. Imagerie de papier filtre de sortie

1. Placez la plaque de puits dans le microscope à fluorescence numérique et réglez le microscope au grossissement 4x et au canal de fluorescence approprié.
2. Identifiez visuellement le papier filtre du lobe qui a la plus grande quantité de dépôt de particules et utilisez lafonction « Auto Expose». Prenez note des valeurs de temps d’exposition et d’intégration qui en résultent.
3. Appliquez cette exposition à tous les filtres pour la course et évaluez si le paramètre produit une image satisfaisante pour toutes les zones de dépôt élevé des filtres.
   REMARQUE : Les paramètres de mise au point peuvent être modifiés d’un filtre à l’autre; toutefois, tous les filtres d’une course donnée doivent être analysés dans les mêmes paramètres d’exposition. Il n’est possible d’avoir qu’un seul cadre de mise au point à la fois, de sorte que les plis ou les déchirures dans le papier filtre peuvent empêcher toutes les particules déposées dans la vue d’être au point. Ceci peut être évité en s’assurant que le papier filtre est plat contre le fond de la plaque de puits.
4. Prenez au moins trois images du papier filtre de chaque lobe à des endroits aléatoires et enregistrez comme .tiff fichiers.

7. Quantification des dépôts de particules

1. Importez toutes les images papier filtre pour une course donnée dans une session ImageJ.
2. Changez le type de chaque image en 8 bits en sélectionnant image | Type | 8-bit.
3. Ouvrez l’image avec la fluorescence la plus élevée et sélectionnez Image | Ajuster | Seuil pour ouvrir une fenêtre de seuil. Ajustez les valeurs de seuil pour minimiser le signal de fond du papier filtre et définissez clairement les bords des particules. Voir la figure 3 pour les représentations de seuils de bonne qualité et de mauvaise qualité.
   REMARQUE : Pour les filtres ayant des niveaux élevés de dépôt, une « couronne » de fluorescence, causée par la diffraction de la lumière par les fibres de papier filtre, peut être observée autour de grands groupes de particules. Lors du seuil de ces images, une plage trop grande affiche de petits points ou des formes « plumes » autour de ces groupements, comme on l’observe dans les images seuil « pauvres » de la figure 3. Cela peut être amélioré en augmentant progressivement la limite inférieure du seuil jusqu’à ce que le signal des fibres de papier filtre soit minimisé sans obscurcir le signal des particules elles-mêmes.
4. Propagez les paramètres de seuil de l’image de fluorescence la plus élevée à toutes les autres images.
5. Quantifier le nombre de particules et la surface fluorescente totale en sélectionnant Analyser | Analyser les particules.
   REMARQUE : Les ensembles de données sont comparés à l’aide du test de comparaisons multiples de Sidak et d’un ANOVA dans les deux sens. En outre, le dépôt dans le lobe d’intérêt est comparé à l’aide d’un test T étudiant en supposant une variance égale.

Résultats

Les particules de cette taille (1-5 μm) et les conditions d’écoulement (1-10 L/min) suivent les lignes de flux fluides en fonction à la fois de leur nombre théorique de Stokes et des données in vivo; par conséquent, en l’absence d’un dispositif de livraison ciblé, les particules libérées dans le modèle pulmonaire devraient se déposer en fonction du pourcentage du flux total d’air détourné vers chaque lobe. Les quantités relatives d’administration de particules à chaque lobe peuvent ensuite être ...

Discussion

Le dispositif actuel de pointe pour les essais pharmaceutiques pulmonaires d’une dose complète d’inhalation est le Next Generator Impactor (NGI), qui mesure le diamètre aérodynamique d’un aérosol⁴. Ces données de dimensionnement sont ensuite utilisées pour prédire la génération pulmonaire à laquelle l’aérosol se déposera en fonction d’une corrélation développée pour un mâle adulte^{en bonne santé 11}. Malheureusement, cette méthode est limitée dans...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
1/4" Plastic Barbed Tube Fitting	McMaster Carr	5372K111
10 um Filter Paper	Fisher	1093-110
1um Fluorescent Polystyrene Particles	Polysciences	15702-10
1um Non-Fluorescent Polystyrene Particles	Polysciences	8226
2-Propanol	Fisher	A516-4	Referred to in protocol as "IPA"
3/8" Plastic Barbed Tube Fitting	McMaster Carr	5372K117
Air Flow Meter (1 - 280 mL/min)	McMaster Carr	41695K32	Referred to in protocol as "flow meter"
Carbon M1 3D Printer	Carbon 3D		https://www.carbon3d.com/, Associated software referred to in protocol as "slicing software"
Collison Jet Nebulizer	CH Technologies	ARGCNB0008 (CN-25)	6 Jet MRE style horizontal collision with glass jar, Referred to in protocol as "nebulizer", http://chtechusa.com/Manuals/MRE_Collison_Manual.pdf
Convection Oven	Yamato	DKN602
Copley Critical Flow Controller TPK2000 Reve 120V	MSP Corp	0001-01-9810	Referred to in protocol as "flow controller"
Copley High Capacity Pump Model HCP5	MSP Corp	0001-01-9982	Referred to in protocol as "vacuum pump"
Cytation	BioTek	CYT5MPV	Multifunctional Spectrophotometer/Fluorescent imager equiped with 4x/20x/40x objectives and DAPI/GFP/TexasRed laser/filter cubes
EPU40 Resin	Carbon 3D		https://www.carbon3d.com/materials/epu-elastomeric-polyurethane/, Referred to in protocol as "soft resin"
Filter for vacuum pump	Whatman	6722-5000
Flow Meter Model DFM 2000	MSP Corp	0001-01-8764	Referred to in protocol as "electronic flow meter"
ImageJ Software	ImageJ		https://imagej.nih.gov/ij/download.html
Inline Air Flow Control Valve (Push-to-Connect)	McMaster Carr	62005K333	Referred to in protocol as "valve"
Inline Filter Devices	Whatman	WHA67225000
Marine-Grade Plywood Sheet	McMaster Carr	62005K333	Referred to in protocol as "wooden board"
Materialise Mimics Software	Materialise		https://www.materialise.com/en/medical/mimics-innovation-suite, Referred to in protocol as "CT scan software"
Meshmixer Software	Autodesk		http://www.meshmixer.com/, Referred to in protocol as "mesh editing software"
Methanol	Fisher	A454-4
Opticure LED Cube	APM Technica	102843	Referred to in protocol as "UV oven"
PR25 Resin	Carbon 3D		https://www.carbon3d.com/materials/uma-urethanemethacrylate, /Referred to in protocol as "hard resin"
PVC Tube for Chemicals	McMaster Carr	5231K161	1/4" ID
Screws
SolidWorks Software	Dassault Systèmes SolidWorks Corporation		https://www.solidworks.com/, Referred to in protocol as "3D modeling software"
Straight Flow Rectangular Manifold	McMaster Carr	1125T31
Tubing to Flow Controller	McMaster Carr	5233K65	3/8" ID
Wire