JoVE Logo
Auteurs
Contactez-nous

S'identifier

Un abonnement à JoVE est nécessaire pour voir ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre essai gratuit.

Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ce protocole montre comment utiliser la plante hôte pour détecter les protéines salivaires de la cicadelle et les protéines virales végétales libérées par les vecteurs de cicadelle.

Résumé

Les insectes vecteurs transmettent horizontalement de nombreux virus végétaux d’importance agricole. Plus de la moitié des virus végétaux sont transmis par des insectes hémiptères qui ont des pièces buccales perçantes-suceuses. Au cours de la transmission virale, la salive de l’insecte relie le virus-vecteur-hôte parce que les virus vecteurs de salive et les protéines d’insectes déclenchent ou suppriment la réponse immunitaire des plantes des insectes aux plantes hôtes. L’identification et les analyses fonctionnelles des protéines salivaires deviennent un nouveau domaine d’intérêt dans le domaine de recherche des interactions arbovirus-hôte. Ce protocole fournit un système pour détecter les protéines dans la salive des cicadelles à l’aide de la plante hôte. Le vecteur cicadelle Nephotettix cincticeps infecté par le virus nain du riz (RDV) en est un exemple. La vitellogénine et la principale protéine de capside externe P8 du RDV vecteur par la salive de N. cincticeps peuvent être détectées simultanément dans la plante de riz dont se nourrit N. cincticeps. Cette méthode est applicable pour tester les protéines salivaires qui sont retenues transitoirement dans la plante hôte après l’alimentation des insectes. On pense que ce système de détection sera bénéfique pour l’étude des interactions hémiptère-virus-plante ou hémiptère-plante.

Introduction

Le mode de transmission vecteur-hôte des arbovirus, problème fondamental, est à la frontière de la science biologique. De nombreux virus végétaux d’importance agricole sont transmis horizontalement par des insectes vecteurs1. Plus de la moitié des virus végétaux sont vecteurs d’insectes hémiptères, y compris les pucerons, les aleurodes, les cicadelles, les cicadelles et les thrips. Ces insectes ont des caractéristiques distinctes qui leur permettent de transmettre efficacement les virus végétaux1. Ils possèdent des pièces buccales perçantes-suceuses et se nourrissent de la sève du phloème et du xylème, et sécrètent leur salive 1,2,3,4. Avec le développement et l’amélioration des techniques, l’identification et les analyses fonctionnelles des composants salivaires deviennent un nouvel axe de recherche intensive. Les protéines salivaires connues dans la salive comprennent de nombreuses enzymes, telles que la pectinestérase, la cellulase, la peroxydase, la phosphatase alcaline, la polyphénol oxydase et la sucrase, entre autres 5,6,7,8,9,10,11,12,13 . Les protéines dans la salive comprennent également des éliciteurs qui déclenchent la réponse de défense de l’hôte, modifiant ainsi la performance des insectes, et des effecteurs qui suppriment la défense de l’hôte, ce qui améliore la condition physique des insectes et les composants qui induisent des réponses pathologiques de l’hôte14,15,16,17. Par conséquent, les protéines salivaires sont des matériaux essentiels pour la communication entre les insectes et les hôtes. Lors de la transmission des virus, la salive sécrétée par les glandes salivaires des insectes virulifères perçants-suceurs contient également des protéines virales. Les composants viraux utilisent le flux de salive pour les libérer de l’insecte à la plante hôte. Par conséquent, la salive de l’insecte relie l’interaction tritrophique virus-vecteur-hôte. L’étude de la fonction biologique des protéines salivaires sécrétées par les insectes virulifères aide à comprendre la relation virus-vecteur-hôte.

Pour les virus animaux, on signale que la salive des moustiques intervient dans la transmission et la pathogénicité du virus du Nil occidental (VNO) et du virus de la dengue (DENV). La protéine salivaire AaSG34 favorise la réplication et la transmission du virus de la dengue-2, tandis que la protéine salivaire AaVA-1 favorise la transmission du DENV et du virus Zika (ZIKV) en activant l’autophagie18,19. La protéine salivaire D7 des moustiques peut inhiber l’infection par le DENV in vitro et in vivo par interaction directe avec les virions DENV et la protéine d’enveloppe DENVrecombinante 20. Dans les virus végétaux, le virus de l’enroulement jaune des feuilles de la tomate bégomovirus (TYLCV) induit la protéine salivaire Bsp9 de l’aleurode, qui supprime l’immunité médiée par WRKY33 de la plante hôte, pour augmenter la préférence et la performance des aleurodes, augmentant éventuellement la transmission des virus21. Étant donné que les études sur le rôle que jouent les protéines salivaires des insectes dans les plantes hôtes ont pris du retard par rapport à celles des hôtes animaux, un système stable et fiable pour détecter les protéines salivaires dans les plantes hôtes est nécessaire de toute urgence.

Le virus végétal connu sous le nom de virus nain du riz (RDV) est transmis par la cicadelle Nephotettix cincticeps (Hemiptera: Cicadellidae) avec une grande efficacité et une propagation persistante22,23. Le RDV a d’abord été signalé comme étant transmis par un insecte vecteur et provoque une maladie grave du riz en Asie24,25. Le virion est icosaédrique et sphérique à double couche, et la couche externe contient la protéine de capside externeP8 22. La période de transmission circulative du RDV chez N. cincticeps est de 14 jours 26,27,28,29,30. Lorsque le RDV arrive aux glandes salivaires, les virions sont libérés dans les cavités stockées dans la salive des glandes salivaires via un mécanisme semblable à l’exocytose23. La vitellogénine (Vg) est le précurseur de la protéine vitelline essentiel au développement des ovocytes chez les insectes femelles31,32,33. La plupart des espèces d’insectes ont au moins un transcrit Vg de 6-7 kb, qui code pour une protéine précurseur d’environ 220 kDa. Les précurseurs protéiques de Vg peuvent généralement être clivés en gros (140 à 190 kDa) et petits (<50 kDa) fragments avant d’entrer dans l’ovaire18,19. Une analyse protéomique antérieure a révélé la présence de peptides dérivés de Vg dans la salive sécrétée de la cicadelle Recilia dorsalis, bien que leur fonction soit inconnue (données non publiées). Il est récemment rapporté que Vg, qui est sécrété par voie orale par les cicadelles, fonctionne comme un effecteur pour endommager les défenses des plantes34. On ne sait pas si la Vg de N. cincticeps pourrait également être libérée à la plante hôte avec un flux salivaire, puis pourrait jouer un rôle dans la plante pour interférer avec les défenses de la plante. Pour déterminer si N. cincticeps exploite les protéines salivaires, telles que Vg, pour inhiber ou activer les défenses des plantes, la première étape consiste à identifier les protéines libérées par la plante pendant l’alimentation. Comprendre la méthode d’identification des protéines salivaires présentes dans la plante est potentiellement essentiel pour expliquer la fonction des protéines salivaires et les interactions entre les hémiptères et les plantes.

Dans le protocole présenté ici, N. cincticeps est utilisé comme exemple pour fournir une méthode permettant d’examiner la présence de protéines salivaires dans la plante hôte introduites par l’alimentation des insectes. Le protocole détaille principalement la collecte et la détection des protéines salivaires et est utile pour des recherches plus approfondies sur la plupart des hémiptères.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocole

Les cicadelles adultes non virulifères ont été multipliées au Centre de recherche sur les virus à transmission vectorielle de l’Université d’agriculture et de foresterie du Fujian, en Chine.

1. Élevage d’insectes non virulifères

  1. Élever les adultes sur des plants de riz dans une cage cubique de 40 cm x 35 cm x 20 cm (longueur x largeur x hauteur). Gardez un côté de la cage recouvert d’un filet à l’épreuve des insectes pour la ventilation.
    1. Gardez les cages avec cicadelles dans un incubateur qui contient un régulateur d’humidité intégré à 26 ° C avec une humidité relative de 60-75% sous une photopériode de 16 h de lumière et 8 h d’obscurité.
  2. Utilisez un aspirateur pour transférer doucement tous les adultes de leur cage dans une nouvelle cage contenant des plants de riz frais chaque semaine.
    1. Laissez plus de 200 adultes s’accoupler et pondre des œufs dans le riz.
    2. Conservez les vieux plants de riz pour que les nymphes émergent. Élevez ces nouvelles nymphes non virulifères au stade 2 stades.

2. Acquisition de virus et collecte d’insectes virulifères

  1. Transférer soigneusement les nymphes non virulifères de 2 stades dans un tube de culture en verre (2,5 cm de diamètre sur 15 cm de haut) pendant 1-2 h pour mourir de faim à l’aide de l’aspirateur.
    1. Relâchez les nymphes dans une cage contenant un plant de riz infecté par le RDV cultivé dans un pot.
    2. Laissez les nymphes se nourrir du plant de riz infecté pendant 2 jours.
      NOTE: Arrosez soigneusement le plant de riz et évitez de laver les nymphes. Les nymphes à 2 stades mesurent environ 1,6 à 2 mm de long.
  2. Transférez soigneusement ces nymphes dans une nouvelle cage contenant des plants de riz frais exempts de virus avec une humidité relative de 60 à 75% sous une photopériode de 16 h de lumière et 8 h d’obscurité. Laissez les nymphes se nourrir du plant de riz infecté pendant 12 jours pour terminer la période de transmission circulative du RDV.

3. Collecte de protéines salivaires à l’aide d’une cage d’alimentation

  1. Préparez cinq petites cages d’alimentation en forme de tuyaux (2,5 cm de diamètre sur 4 cm de hauteur) dont une extrémité est recouverte d’un filet à l’épreuve des insectes.
  2. Confinez 15 à 20 cicadelles dans chaque cage d’alimentation, puis couvrez l’autre extrémité de la cage avec un mince tapis en mousse.
    1. Fixez un plant de riz (5-6 cm de haut) entre l’extrémité de la cage et un tapis de mousse avec des rubans. S’assurer que les cicadelles dans la cage d’alimentation peuvent se nourrir des plants de riz exposés à l’intérieur de la cage.
  3. Immergez les racines des plantules dans l’eau afin que le plant de riz reste vivant. Laissez les cicadelles s’en nourrir pendant 2 jours.
  4. Retirez les cicadelles de leurs cages d’alimentation et ramassez les plants de riz dont ils se nourrissaient. Coupez les parties des semis à l’extérieur de la cage et récupérez les régions d’alimentation des semis.
    REMARQUE: Cet échantillon peut être conservé à -80 ° C pendant 3 mois au maximum, s’il n’est pas utilisé instantanément pour la détection.

4. Préparation du réactif

  1. Dissoudre 15,1 g de Tris-base, 94 g de glycine et 5 g de SDS dans 1 L d’eau stérile pour préparer un tampon 5xTris-glycine. Diluer 200 mL de tampon 5xTris-glycine avec 800 mL d’eau stérile pour préparer le tampon 1xTris-glycine (voir le tableau 1 pour la composition du tampon).
  2. Dissoudre 80 g de NaCl, 30 g de Tris-base et 2 g de KCl dans 1 L d’eau stérile pour préparer un tampon de solution saline tamponnée 10xTris (TBS). Autoclaver la solution à 121 °C pendant 15 min.
  3. Dissoudre 8 g de SDS, 4 mL de ß-mercaptoéthanol, 0,02 g de bleu de bromophénol et 40 mL de glycérol dans 40 mL de 0,1 M de Tris-HCl (pH 6,8) pour préparer 4x tampon d’échantillon de protéines.
  4. Mélanger 800 mL de tampon de tris-glycine avec 200 ml de méthanol pour préparer le tampon de transfert.
  5. Ajouter 100 mL de solution 10xTBS et 3 mL de Tween 20 à 900 mL d’eau stérile pour préparer le tampon TBS avec la solution Tween 20 (TBST).

5. Western blot pour détecter la salive et les protéines virales

  1. Broyer 0,1 g des échantillons de riz avec de l’azote liquide jusqu’à ce que le tissu devienne une poudre. Ajouter 200 μL de tampon d’échantillon de protéines 4x à l’échantillon et faire bouillir pendant 10 min. Centrifuger les échantillons à 12 000 x g pendant 10 min à température ambiante.
    1. Retirez le surnageant et placez-le dans un nouveau flacon. Chargez 10 μL de l’échantillon dans un gel SDS-PAGE et faites-le passer dans un tampon de tris-glycine à 150 V pendant 45 à 60 min.
      NOTE: Le résidu après centrifugation peut être éliminé.
  2. Placez une membrane de nitrocellulose de 0,45 μm et d’autres fournitures sandwich dans le tampon de transfert pendant 30 minutes.
    REMARQUE: Cette étape peut être effectuée avant que le gel ait terminé sa course.
  3. Sandwich du gel et transfert pendant 90-120 min à 100 V dans le tampon de transfert.
  4. Prenez la membrane et placez-la dans une solution de blocage de lait en poudre écrémé à 7% dans une solution de TBST pendant 20 min. Ajouter l’anticorps spécifique contre le RDV P8 ou Vg à une solution à 7% de lait en poudre écrémé dans TBST. Incuber avec l’anticorps pour colorer la membrane pendant 2 h ou toute la nuit.
  5. Lavez la membrane avec la solution TBST trois fois, avec 5 minutes de lavage à chaque fois.
  6. Ajouter les IgG anti-lapin de chèvre comme anticorps secondaire au lait en poudre écrémé à 7 % avec TBST. Incuber avec l’anticorps pendant 60-90 min à température ambiante.
  7. Laver la membrane avec la solution TBST trois fois pendant 5 minutes à chaque fois.
  8. Utilisez le kit ECL Western pour la méthode chimioluminescente. Mélanger les réactifs de détection 1 et 2 dans le kit à un rapport de 1:1 dans un tube. Mettez le réactif mixte sur la membrane et incuber le transfert pendant 5 min.
  9. Égoutter l’excès de réactif et prendre une image colorimétrique de l’image chimioluminescente. Combinez-les pour voir l’échelle avec des bandes de protéines.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Résultats

La figure 1 illustre toutes les étapes de ce protocole : l’élevage des insectes, l’acquisition du virus, la collecte des protéines salivaires par l’alimentation du riz et le transfert Western. Les résultats des transferts Western ont montré que des bandes spécifiques et attendues d’environ 220 kDa ont été observées dans les échantillons de riz nourricier et de glandes salivaires d’insectes sur la membrane incubée avec des anticorps contre Vg. En revanche, aucune...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

La salive directement sécrétée par les glandes salivaires des insectes perçants-suceurs joue un rôle central car elle prédigère et détoxifie les tissus hôtes et les facteurs biologiques inter-règnes des vecteurs dans les hôtes 1,3,4. Les facteurs biologiques inter-règnes, y compris les éliciteurs, les effecteurs et les petits ARN, sont essentiels à la communication insecte-hôte14,15,16...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31772124 et 31972239) et de l’Université d’agriculture et de foresterie du Fujian (subvention KSYLX014).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
Reagents
Tris baseRocheD609K69032For 5×Tris-glycine buffer and 10×TBS buffer preparation
glycineSigma-AldrichWXBD0677VFor 5×Tris-glycine buffer preparation
SDSSigma-AldrichSLCB4394For 5×Tris-glycine buffer preparation
NaClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019318For 10×TBS buffer preparation
KClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10016318For 10×TBS buffer preparation
ß-mercaptoethanolXiya ReagentB14492For 4× protein sample buffer preparation
bromophenol blueSigma-AldrichSHBL3668For 4× protein sample buffer preparation
glycerolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10010618For 4× protein sample buffer preparation
methanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10014118For transfer buffer preparation
Tween 20Coolaber SCIENCE&TeCHNoLoGYCT30111220For TBST preparation
non-fat dry milkBecton.Dickinso and company252038For membrane blocking, antibodies dilution
goat anti-rabbit IgGSangon BiotechD110058-0001Recognization of the primary andtibody
ECL Western kitThermoFisher Scientific32209Chemiluminescent substrate
nitrocellulose membranePall Corporation25312915For proteins transfer
Buffers and Solutions
BufferCompositionComments/Description
 5×Tris-glycine buffer15.1 g Tris base
94 g glycine
 5 g SDS in 1 L sterile water		 Stock solution
1×Tris-glycine buffer200 mL of 5×Tris-glycine buffer
800 mL sterile water		Work solution, for SDS-PAGE
10×Tris-buffered saline (TBS) buffer80 g NaCl
30 g Tris base
2 g KCl
in 1 L sterile water		Stock solution
TBS with Tween 20 (TBST) solution100 mL 10×TBS solution
3 mL Tween 20
900 mL sterile water		Work solution
4× protein sample buffer8 g SDS
4 mL ß-mercaptoethanol
0.02 g bromophenol blue
40 mL glycerol
in 40 mL 0.1 M Tris-HCl (pH 6.8)		For protein extraction
Transfer buffer800 mL Tris-glycine buffer
200 mL methanol		For protein transfer
Instruments
Bromophenol blueSigma-AldrichSHBL3668For 4x protein sample buffer preparation
Constant temperature incubatorNingbo Saifu Experimental Instrument Co., Ltd.PRX-1200BFor rearing leafhoppers
ElectrophoresisTanon Science & Technology Co.,Ltd.Tanon EP300For SDS-PAGE
Electrophoretic transfer core moduleBIO-RAD1703935For SDS-PAGE
glycerolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10010618For 4x protein sample buffer preparation
glycineSigma-AldrichWXBD0677VFor 5x Tris-glycine buffer preparation
goat anti-rabbit IgGSangon BiotechD110058-0001Recognization of the primary andtibody
High-pass tissue grinding instrumentShanghai Jingxin Industrial Development Co., Ltd.JXFSIPRP-24For grinding plant tissues
KClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10016318For 10x TBS buffer preparation
methanolSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10014118For transfer buffer preparation
Mini wet heat transfer troughBIO-RAD1703930For SDS-PAGE
NaClSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd10019318For 10x TBS buffer preparation
nitrocellulose membranePall Corporation25312915For proteins transfer
non-fat dry milkBecton.Dickinso and company252038For membrane blocking, antibodies dilution
Pierce ECL Western kitThermoFisher Scientific32209Chemiluminescent substrate
Protein color instrumentGE Healthcare bio-sciences ABAmersham lmager 600For detecting proteins
SDSSigma-AldrichSLCB4394For 5x Tris-glycine buffer preparation
Tris baseRocheD609K69032For 5x Tris-glycine buffer and 10×TBS buffer preparation
Tween 20Coolaber SCIENCE&TeCHNoLoGYCT30111220For TBST preparation
Vertical plate electrophoresis tankBIO-RAD1658001For SDS-PAGE
Water bathShanghai Jinghong Experimental equipment Co., Ltd.XMTD-8222For boil the protein samples
β-mercaptoethanolXiya ReagentB14492For 4x protein sample buffer preparation

Références

  1. Hogenhout, S. A., Ammar el, D., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annual Review of Phytopathology. 46, 327-359 (2008).
  2. Cranston, P. S., Gullan, P. J. Phylogeny of insects. Encyclopedia of Insects. Resh, V. H., Carde, R. T. , Academic. Amsterdam. (2003).
  3. Ammar el, D., Tsai, C. W., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G., Hogenhout, S. A. Cellular and molecular aspects of rhabdovirus interactions with insect and plant hosts. Annual Review of Entomology. 54, 447-468 (2009).
  4. Wei, T., Li, Y. Rice reoviruses in insect vectors. Annual Review of Phytopathology. 54, 99-120 (2016).
  5. Hattori, M., Konishi, H., Tamura, Y., Konno, K., Sogawa, K. Laccase-type phenoloxidase in salivary glands and watery saliva of the green rice leafhopper, Nephotettix cincticeps. Journal of Insect Physiology. 51 (12), 1359-1365 (2005).
  6. Ma, R., Reese, J. C., William, I. V., Bramel-Cox, P. Detection of pectinesterase and polygalacturonase from salivary secretions of living greenbugs, schizaphis graminum (Homoptera: aphididae). Journal of Insect Physiology. 36 (7), 507-512 (1990).
  7. Miles, P. W. Dynamic aspects of the chemical relation between the rose aphid and rose buds. Entomologia Experimentalis et Applicata. 37 (2), 129-135 (2011).
  8. Urbanska, A., Tjallingii, W. F., Dixon, A., Leszczynski, B. Phenol oxidising enzymes in the grain aphid's saliva. Entomologia Experimentalis et Applicata. 86 (2), 197-203 (1998).
  9. Miles, P. W., Peng, Z. Studies on the salivary physiology of plant bugs: detoxification of phytochemicals by the salivary peroxidase of aphids. Journal of Insect Physiology. 35 (11), 865-872 (1989).
  10. Will, T., van Bel, A. Physical and chemical interactions between aphids and plants. Journal of Experimental Botany. 57 (4), 729-737 (2006).
  11. Ma, R. Z., Reese, J. C., Black, W. C., Bramel-Cox, I. Chlorophyll loss in a greenbug-susceptible sorghum due to pectinases and pectin fragments. Journal of the Kansas Entomological Society. 71 (1), 51-60 (1998).
  12. Madhusudhan, V. V., Miles, P. W. Mobility of salivary components as a possible reason for differences in the responses of alfalfa to the spotted alfalfa aphid and pea aphid. Entomologia Experimentalis et Applicata. 86 (1), 25-39 (1998).
  13. Funk, C. J. Alkaline phosphatase activity in whitefly salivary glands and saliva. Archives of Insect Biochemistry & Physiology. 46 (4), 165-174 (2010).
  14. Hogenhout, S. A., Bos, J. I. Effector proteins that modulate plant-insect interactions. Current Opinion in Plant Biology. 14 (4), 422-428 (2011).
  15. Tomkins, M., Kliot, A., Maree, A. F., Hogenhout, S. A. A multi-layered mechanistic modelling approach to understand how effector genes extend beyond phytoplasma to modulate plant hosts, insect vectors and the environment. Current Opinion in Plant Biology. 44, 39-48 (2018).
  16. Huang, H. J., Lu, J. B., Li, Q., Bao, Y. Y., Zhang, C. X. Combined transcriptomic/proteomic analysis of salivary gland and secreted saliva in three planthopper species. Journal of Proteomics. , (2018).
  17. Hogenhout, S. A., Bos, J. I. Effector proteins that modulate plant--insect interactions. Current Opinion in Plant Biology. 14 (4), 422-428 (2011).
  18. Sun, P., et al. A mosquito salivary protein promotes flavivirus transmission by activation of autophagy. Nature Communications. 11 (1), 260(2020).
  19. Sri-In, C., et al. A salivary protein of Aedes aegypti promotes dengue-2 virus replication and transmission. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 111, 103181(2019).
  20. Conway, M. J., et al. Aedes aegypti D7 saliva protein inhibits dengue virus infection. Plos Neglected Tropical Diseases. 10 (9), 0004941(2016).
  21. Wang, N., et al. A whitefly effector Bsp9 targets host immunity regulator WRKY33 to promote performance. Philosophical Transactions of the Royal Society of London. Series B, Biological Sciences. 374 (1767), 20180313(2019).
  22. Omura, T., Yan, J. Role of outer capsid proteins in transmission of phytoreovirus by insect vectors. Advances in Virus Research. 54, 15-43 (1999).
  23. Chen, Q., Liu, Y., Long, Z., Yang, H., Wei, T. Viral release threshold in the salivary gland of leafhopper vector mediates the intermittent transmission of rice dwarf virus. Frontiers in Microbiology. 12, 639445(2021).
  24. Fukushi, T. Further studies on the dwarf disease of rice plant. Journal of the Faculty of Agriculture, Hokkaido Imperial University. 45 (3), 83-154 (1940).
  25. Miyazaki, N., et al. The functional organization of the internal components of rice dwarf virus. Journal of Biochemistry. 147, 843-850 (2010).
  26. Wei, T., Shimizu, T., Hagiwara, K., Kikuchi, A., Omura, T. Pns12 protein of rice dwarf virus is essential for formation of viroplasms and nucleation of viral-assembly complexes. Journal of General Virology. 87, 429-438 (2006).
  27. Chen, Q., Zhang, L., Chen, H., Xie, L., Wei, T. Nonstructural protein Pns4 of rice dwarf virus is essential for viral infection in its insect vector. Virology Journal. 12, 211(2015).
  28. Chen, Q., et al. Nonstructural protein Pns12 of rice dwarf virus is a principal regulator for viral replication and infection in its insect vector. Virus Research. 210, 54-61 (2015).
  29. Chen, Q., Zhang, L., Zhang, Y., Mao, Q., Wei, T. Tubules of plant reoviruses exploit tropomodulin to regulate actin-based tubule motility in insect vector. Scientific Reports. 7, 38563(2017).
  30. Wei, T., et al. The spread of Rice dwarf virus among cells of its insect vector exploits virus-induced tubular structures. Journal of Virology. 80 (17), 8593-8602 (2006).
  31. Mao, Q., et al. Insect bacterial symbiont-mediated vitellogenin uptake into oocytes to support egg development. mBio. 11 (6), 01142(2020).
  32. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  33. Sappington, T. W., Raikhel, A. S. Molecular characteristics of insect vitellogenins and vitellogenin receptors. Insect Biochemistry and Molecular Biology. 28 (5-6), 277-300 (1998).
  34. Ji, R., et al. Vitellogenin from planthopper oral secretion acts as a novel effector to impair plant defenses. New Phytologist. , (2021).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Réimpressions et Autorisations

Demande d’autorisation pour utiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demande d’autorisation

Explorer plus d’articles

Ce mois ci dans JoVEnum ro 175

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Contactez-nous

RECOMMANDER À LA BIBLIOTHÈQUE

NEWSLETTERS JoVE

Recherche

Enseignement

Auteurs

Bibliothécaires

À PROPOS DE JoVE

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.