Enregistrement de la pression intracaverneuse dans un modèle de rat de lésion nerveuse caverneuse

Résumé

Ce protocole décrit l’élaboration d’un modèle de prostatectomie radicale chez le rat de lésion nerveuse caverneuse bilatérale stable associée à la dysfonction érectile et à la mesure de la pression intracaverneuse.

Résumé

Le modèle de rat de lésion bilatérale du nerf caverneux (CN) a été largement utilisé pour simuler des lésions cliniques du nerf caverneux associées à la dysfonction érectile (DE) afin d’évaluer l’effet des méthodes thérapeutiques cliniques. Cependant, les méthodes de construction des modèles de lésions du CN sont imparfaites et variées dans le domaine de la recherche sur les DE. C’est l’écrasement du CN qui est la méthode la plus couramment utilisée ces dernières années. Cette étude vise à fournir une description détaillée de la procédure de construction bilatérale du modèle de rat blessé du CN et de mesure de l’enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP), fournissant ainsi un modèle fiable et reproductible du rat blessé du CN. Ce travail a permis de mettre au point la méthode de lésion par écrasement de l’hémostat en utilisant une aiguille de seringue comme support dur et un hémostat avec un manchon en caoutchouc. De plus, cette méthode conclut qu’une tension de 1,0 V, une fréquence de 20 Hz et une largeur d’impulsion de 5 ms sont les paramètres de stimulation optimisés pour l’enregistrement ICP dans un modèle bilatéral de rat blessé au CN.

Introduction

La dysfonction érectile est l’une des maladies les plus courantes chez les hommes adultes. On estime que le nombre de patients atteints de dysfonction érectile dans le monde atteindra 322 millions d’ici 2025¹. Une enquête multicentrique menée auprès d’un échantillon en Chine montre que la proportion de dysfonction érectile causée par une chirurgie pelvienne ou un traumatisme est d’environ 8 %². Malgré l’amélioration continue des techniques chirurgicales et des instruments chirurgicaux, l’incidence de la dysfonction érectile reste élevée. Il a été considéré que le développement et la progression de la dysfonction érectile après une prostatectomie radicale (RP) épargnant les nerfs contribuent à une lésion nerveuse caverneuse entraînant une atrophie du muscle lisse du corps caverneux, l’apoptose des cellules endothéliales et un remodelage pathologique ^3,4.

Pour étudier le mécanisme des changements hémodynamiques et histopathologiques des lésions du CN associées à la DE, plusieurs types différents de modèles animaux de lésions du CN ont été développés et évalués, y compris les rongeurs, les chiens, les chats et les singes ^5,6,7. S’appuyant sur les avantages en termes de dépense et de reproductibilité, le modèle bilatéral de rat blessé en CN est devenu le modèle le plus courant pour évaluer la dysfonction érectile après une chirurgie pelvienne radicale⁸. Cependant, diverses formes de lésions nerveuses ont été signalées dans de nombreuses publications dont les principales différences sont les approches de lésions nerveuses (écrasement, congélation, transection et excision)^9,10,11. De plus, la diversité des approches de lésions nerveuses pourrait entraîner une incohérence dans les paramètres d’enregistrement de la pression intracaverneuse (ICP) dans le modèle de rat, qui détermine la précision et l’évaluation de l’ICP⁸. Néanmoins, il n’existe pas encore de méthode standardisée pour induire des lésions nerveuses et enregistrer l’ICP du modèle.

Par conséquent, cette étude vise à construire un modèle bilatéral plus fiable et reproductible de rats blessés à la CN. Cette méthode fournit une description détaillée de la procédure de construction du modèle et de mesure ICP, ce qui pourrait être bénéfique pour étudier les mécanismes de la dysfonction érectile et développer des traitements efficaces à l’avenir.

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Protocole

Quinze rats Sprague-Dawley mâles adultes (âgés de 3 mois) pesant entre 300 et 350 g ont été utilisés dans cette étude. Toutes les procédures sur les animaux ont été effectuées conformément aux directives des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire et avec l’approbation du cinquième hôpital affilié du comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Sun Yat-Sen. Les animaux étaient logés dans une installation confortable avec une température et une lumière contrôlées.

1. Préparation du matériel de l’intervention chirurgicale

1. Préparez les instruments suivants : scalpel, ciseaux à tissus, ciseaux à fil, pince à plier, pince à tissus, pince à microchirurgie, pince hémostatique pour moustiques Hartman, feuilles chirurgicales stériles, porte-micro-aiguilles, écarteurs abdominaux de rat et système d’acquisition et de traitement du signal biologique (voir le tableau des matériaux).
   1. Stérilisez tous les instruments chirurgicaux avant l’opération. Utilisez des lingettes imbibées d’alcool (70 % d’éthanol) pour nettoyer la zone chirurgicale.
      REMARQUE : Les instruments chirurgicaux doivent être stérilisés par immersion dans l’alcool pendant la nuit.
2. Préparer le système d’enregistrement de la pression
   1. Connectez une seringue de 10 mL contenant du sérum salin d’héparine et une aiguille hypodermique de 25 g à un robinet d’arrêt à 3 voies avec un tube (longueur de 20 cm). Rincer le tube stérilisé avec une solution saline d’héparine stérile (200 U/mL).
      REMARQUE : Le remplissage du tube avec une solution saline à l’héparine évite d’introduire des bulles d’air dans le système.
3. Soulevez l’aiguille de 25 G à 20 cm (juste la longueur du tube) au-dessus du tampon de commande de l’animal. Examinez ensuite la précision de mesure du système d’enregistrement de la pression par rinçage ou taraudage.

2. Préparation de l’animal

1. Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital de sodium (60 mg/kg) (voir le tableau des matériaux).
   REMARQUE : Pour confirmer une profondeur suffisante de l’anesthésie, une évaluation du rythme respiratoire spontané et des réflexes d’un rat en pinçant la patte arrière a été effectuée.
2. Appliquez une pommade sur les yeux bilatéraux pour éviter la sécheresse cornéenne.
3. Après avoir confirmé une anesthésie appropriée, rasez la moitié inférieure de l’abdomen, du cou et du périnée à l’aide d’un rasoir électrique. Placez le rat en position couchée sur un coussin chauffant (37 °C). Portez des gants médicaux pour maintenir des conditions stériles pendant les interventions chirurgicales.

3. Procédure d’isolement et de blessure du CN

1. À l’aide d’un scalpel, faites une incision de 4 cm à travers la peau au niveau de la partie inférieure de l’abdomen médian. Pour exposer complètement la vessie et la prostate, utilisez des ciseaux à tissus et des pinces à tissus pour faire une incision de longueur appropriée à travers le fascia sous-cutané, le tissu musculaire et le péritoine.
2. Utilisez un écarteur abdominal de rat pour agrandir la carte de terrain opérationnelle. Utilisez des cotons-tiges absorbants pour séparer la prostate des tissus adjacents, tels que les ligaments.
   REMARQUE : Le ganglion pelvien majeur (MPG) et le CN peuvent être trouvés dans l’une des deux zones dorsolatérales de la prostate.
3. Utilisez des micro-ciseaux coudés pour inciser le fascia qui recouvre CN de 1 à 6 mm distal à MPG. Ensuite, glissez une suture 9-0 sous le CN à l’aide d’une pince de microchirurgie.
4. Placez une aiguille de seringue (25 G) sous le CN, 5 mm distale par rapport au MPG. Ensuite, placez l’hémostat à la lumière de la structure sandwich « embout d’hémostat-aiguille-aiguille-nerf-embout d’hémostat » (Figure 1 et Figure 2).
   REMARQUE : L’aiguille de la seringue doit être meulée à plat.
5. Appliquez l’hémostat avec la fermeture complète de l’extrémité à 5 mm distal du ganglion pendant 1 min, puis retirez l’hémostat et l’aiguille de la seringue (Figure 2).
6. Soulevez légèrement le nerf à l’aide d’une suture 9-0 et placez les crochets de l’électrode bipolaire (voir le tableau des matériaux) autour du CN distal de 2 à 4 mm par rapport au MPG (Figure 3).
   REMARQUE : Deux paires de MPG et de CN ont été utilisées de la même manière.

4. Cathétérisme du corps caverneux et stimulation de la NC pour la mesure ICP

1. Rincer le tube avec une solution saline d’héparine stérile (200 U/mL) avant de l’introduire dans les corps caverneux.
2. Tenez l’aiguille de 25 G et maintenez la direction de l’insert parallèle au parcours du corps caverneux (Figure 3).
   REMARQUE : La tunique albuginée doit être étirée pour faciliter l’insertion.
3. Enfoncez l’aiguille de 25 G à 6 mm dans le corps caverneux (Figure 3). Rincez le tube et appuyez légèrement sur les corps caverneux pour évaluer la sensibilité de la sonde (Figure 4). Pour éviter toute chute accidentelle, fixez le tuyau sur la table de travail avec du ruban adhésif.
4. Utilisez les paramètres suivants pour la stimulation CN : tension à 1,0 V, fréquence à 20 Hz, largeur d’impulsion à 5 ms. Appliquez 1 min de stimulation avec 5 min de repos entre la stimulation suivante.
   REMARQUE : Tournez le robinet d’arrêt à 3 voies sur le canal du transducteur de pression au début de la mesure.

5. Soins postopératoires

1. Placez les rats sur un coussin chauffé (37 °C) et surveillez-les attentivement pour la récupération de l’anesthésie.
2. Pour le contrôle de la douleur postopératoire, fournissez des anti-inflammatoires non stéroïdiens (tels que le carprofène, 0,5 mg/kg, injection sous-cutanée) (voir le tableau des matériaux) lorsque les rats se rétablissent complètement.
3. Déplacez les rats dans la cage aseptique et surveillez-les pendant 2 jours pour évaluer l’état nutritionnel, l’état mental et l’infection de la plaie incisionnelle.

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Résultats

La procédure chirurgicale a produit une courbe de réponse ICP typique en utilisant ce protocole avec les paramètres de stimulation recommandés. La courbe de réponse ICP augmente instantanément lors de la stimulation du nerf et diminue lorsque la stimulation est retirée (Figure 5). Il est essentiel d’examiner la conduite de pression intracaverneuse avant de mesurer l’ICP, qui affecte l’évaluation de l’augmentation des valeurs ICP (

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Discussion

La dysfonction érectile est une complication grave d’une chirurgie pelvienne ou d’un traumatisme. Bien qu’il s’agisse d’une opération épargnant les nerfs, le taux d’incidence de la dysfonction érectile est d’environ 14 à 90 % dans la prostatectomie radicale (RP)¹². En raison de la régénération problématique de la lésion CN, l’effet curatif clinique est loin d’être satisfaisant. Ainsi, il est essentiel de disposer d’un modèle animal ...

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matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
25 G needle	BD Bioscience	367391
Abdominal retractor	RWD Life Science	R22009-01
Animal operating pad	Provided by Guangdong Provincial Key Laboratory of Biomedical Imaging	NA
Bending forceps	RWD Life Science	F12011-10
Biological signal acquisition and processing system	Techman Software	BL-420S
Bipolar electrode	Techman Software	AC0047
Carprofen	Sigma-Aldrich	MFCD00079028
HARTMAN mosquito hemostatic forceps	RWD Life Science	F22002-10
Heparin	Shanghai Aladdin Biochemical Technology	2608411
Micro needle holder	RWD Life Science	F31047-12
Microsurgery forceps	RWD Life Science	F11001-11
Scalpel	RWD Life Science	S32003-12
Sodium pentobarbital	Guangdong Provincial Key Laboratory of Biomedical Imaging	NA
Sprague–Dawley rat	Guangdong Medical Laboratory Animal Center	GDMLAC-035
Thread scissors	RWD Life Science	S15001-11
Tissue forceps	RWD Life Science	F13019-12
Tissue scissors	RWD Life Science	S13029-14