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  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Ce manuscrit fournit une méthode novatrice pour développer une interface biologique des nerfs périphériques appelée Muscle Cuff Regenerative Peripheral Nerve Interface (MC-RPNI). Cette construction chirurgicale peut amplifier les signaux efférents moteurs de son nerf périphérique associé pour faciliter la détection précise de l’intention motrice et le contrôle potentiel des dispositifs exosquelette.

Résumé

Les exosquelettes robotiques ont récemment été acclamés dans le domaine de la médecine de réadaptation en tant que modalité prometteuse pour la restauration fonctionnelle des personnes présentant une faiblesse des extrémités. Cependant, leur utilisation reste largement confinée aux institutions de recherche, fonctionnant souvent comme un moyen de soutien statique des extrémités car les méthodes de détection motrice restent peu fiables. Les interfaces nerveuses périphériques sont apparues comme une solution potentielle à cette lacune; Cependant, en raison de leurs faibles amplitudes intrinsèques, ces signaux peuvent être difficiles à différencier du bruit de fond, ce qui réduit leur précision globale de détection du moteur. Comme les interfaces actuelles reposent sur des matériaux abiotiques, la dégradation inhérente des matériaux peut se produire parallèlement à la réaction des tissus corporels étrangers au fil du temps, ce qui a un impact supplémentaire sur leur précision. L’interface du nerf périphérique régénératif de la coiffe musculaire (MC-RPNI) a été conçue pour surmonter ces complications notées. Constituée d’un segment de greffe musculaire libre fixé circonférentiellement à un nerf périphérique intact, la construction se régénère et devient réinnervée par le nerf contenu au fil du temps. Chez le rat, cette construction a démontré sa capacité à amplifier les potentiels d’action efférente motrice d’un nerf périphérique jusqu’à 100 fois la valeur normale grâce à la génération de potentiels d’action musculaire composés (CMAP). Cette amplification du signal facilite la détection de haute précision de l’intention du moteur, permettant potentiellement une utilisation fiable des dispositifs exosquelettes.

Introduction

Rien qu’aux États-Unis, environ 130 millions de personnes sont touchées par des troubles neuromusculaires et musculo-squelettiques, ce qui entraîne un impact économique annuelde plus de 800 milliards de dollars 1,2. Ce groupe de troubles est typiquement secondaire à une pathologie au sein du système nerveux, à la jonction neuromusculaire, ou au sein du muscle lui-même3. Malgré la variété des origines pathologiques, la majorité partage un certain degré de faiblesse des extrémités 1,3. Malheureusement, cette faiblesse est souvent permanente compte tenu des limites de la régénération des tissus neuronaux et musculaires, en particulier dans le cadre d’un traumatisme grave 4,5,6.

Les algorithmes de traitement de la faiblesse des extrémités se sont classiquement concentrés sur des mesures de réadaptation et de soutien, s’appuyant souvent sur l’exploitation des capacités des membres intacts restants (cannes, fauteuils roulants, etc.). 7. Cette stratégie est toutefois insuffisante pour ceux dont la faiblesse ne se limite pas à une seule extrémité. Avec les innovations récentes dans les technologies robotiques, des dispositifs d’exosquelette avancés ont été développés pour restaurer la fonctionnalité des extrémités chez les personnes vivant avec une faiblesse des extrémités 8,9,10,11,12,13. Ces exosquelettes robotiques sont souvent des dispositifs portables alimentés qui peuvent aider à initier et à terminer le mouvement ou à maintenir la position des membres, fournissant une quantité variable de force qui peut être adaptée individuellement à l’utilisateur 8,9,10,11,12,13 . Ces dispositifs sont classés comme passifs ou actifs en fonction de la façon dont ils fournissent une assistance motrice à l’utilisateur: les dispositifs actifs contiennent des actionneurs électriques qui augmentent la puissance de l’utilisateur, tandis que les dispositifs passifs stockent l’énergie des mouvements de l’utilisateur afin de la restituer à l’utilisateur si nécessaire14. Comme les dispositifs actifs ont la capacité d’augmenter les capacités d’alimentation d’un utilisateur, ces dispositifs sont utilisés beaucoup plus fréquemment dans le cadre de la faiblesse des extrémités[14].

Afin de déterminer l’intention motrice dans cette population, les exosquelettes modernes s’appuient généralement sur des algorithmes de reconnaissance de formes générés par électromyographie (EMG) des muscles distauxdes membres 8,15,16,17 ou électroencéphalographie de surface (sEEG) du cerveau18,19,20 . Malgré la promesse de ces modalités de détection, les deux options présentent des limites importantes qui empêchent une utilisation généralisée de ces dispositifs. Comme sEEG détecte des signaux de niveau microvolt de manière transcrânienne18,19,20, les critiques se concentrent souvent sur l’incapacité de différencier ces signaux du bruit de fond 21. Lorsque le bruit de fond est similaire au signal d’enregistrement souhaité, cela produit de faibles rapports signal/bruit (SNR), ce qui entraîne une détection et une classification du moteur inexactes22,23. La détection précise du signal repose en outre sur un contact stable et à faible impédance du cuir chevelu21, qui peut être considérablement affecté par la présence de poils grossiers / épais, l’activité de l’utilisateur et même la transpiration22,24. En revanche, les signaux EMG ont une amplitude plusieurs amplitudes supérieure, ce qui facilite une plus grande précision de détection des signaux moteurs15,18,25. Cela a cependant un coût, car les muscles voisins peuvent contaminer le signal, diminuant les degrés de liberté pouvant être contrôlés par l’appareil 16,17,25 et une incapacité à détecter les mouvements musculaires profonds25,26,27,28. Plus important encore, l’EMG ne peut pas être utilisé comme méthode de contrôle en cas de compromis musculaire important et d’absence totale de tissu29.

Afin de faire progresser le développement d’exosquelettes robotiques, une détection cohérente et précise de l’intention motrice de l’utilisateur prévu est nécessaire. Les interfaces qui utilisent le système nerveux périphérique sont apparues comme une technique d’interface prometteuse, compte tenu de leur accès relativement simple et de leur sélectivité fonctionnelle. Les méthodes actuelles d’interfaçage des nerfs périphériques peuvent être invasives ou non invasives et appartiennent généralement à l’une des trois catégories suivantes: électrodes extraneurales 30,31,32,33, électrodes intrafasciculaires 34,35,36 et électrodes pénétrantes37,38,39,40 . Comme les signaux nerveux périphériques sont généralement au niveau des microvolts, il peut être difficile de différencier ces signaux du bruit de fond d’amplitude similaire41,42, ce qui réduit les capacités globales de précision de détection du moteur de l’interface. Ces faibles rapports signal/bruit (SNR) s’aggravent souvent avec le temps à la suite d’une aggravation de l’impédance des électrodes 43 produite soit par la dégradation du dispositif39,43, soit par une réaction locale de corps étrangers produisant du tissu cicatriciel autour du dispositif et/ou une dégénérescence axonale locale37,44. Bien que ces lacunes puissent généralement être résolues par la réopération et l’implantation d’une nouvelle interface nerveuse périphérique, il ne s’agit pas d’une solution viable à long terme, car des réactions associées à des corps étrangers continueraient de se produire.

Pour éviter ces réactions tissulaires locales générées par l’interaction des nerfs périphériques avec les interfaces abiotiques, une interface intégrant une composante biologique est nécessaire. Pour remédier à cette lacune, l’interface des nerfs périphériques régénératifs (RPNI) a été développée pour intégrer les nerfs périphériques transectés dans les membres résiduels des personnes amputées avec des prothèses45,46,47,48. La fabrication du RPNI implique l’implantation chirurgicale d’un nerf périphérique transecté dans un segment de greffe musculaire libre autologue, avec revascularisation, régénération et réinnervation se produisant au fil du temps. Grâce à la génération de potentiels d’action musculaire composés (CMAP) de niveau millivolt, le RPNI est capable d’amplifier le signal de niveau de micro-volt de son nerf contenu de plusieurs magnitudes, facilitant ainsi la détection précise de l’intention motrice45,48,49. Il y a eu un développement considérable du RPNI au cours de la dernière décennie, avec un succès notable dans l’amplification et la transmission de signaux nerveux moteurs efférents dans les essaisanimaux 50,51 et humains47, facilitant le contrôle de dispositifs prothétiques de haute précision avec plusieurs degrés de liberté.

Les personnes présentant une faiblesse des extrémités mais des nerfs périphériques intacts bénéficieraient également d’une détection de haute précision de l’intention motrice par le biais d’interfaces nerveuses périphériques afin de contrôler les dispositifs exosquelettes. Comme le RPNI a été développé pour l’intégration avec les nerfs périphériques transectés, comme chez les personnes amputées, des modifications chirurgicales ont été nécessaires. S’appuyant sur l’expérience acquise avec l’IARP, l’interface des nerfs périphériques régénératifs de la coiffe musculaire (MC-RPNI) a été développée. Constitué d’un segment similaire de greffe musculaire libre comme dans l’IARP, il est plutôt fixé circonférentiellement à un nerf périphérique intact (Figure 1). Au fil du temps, il se régénère et se réinnerve par germination axonale collatérale, amplifiant et traduisant ces signaux nerveux moteurs efférents en signaux EMG qui sont plusieurs ordres de grandeur plus grands52. Comme le MC-RPNI est d’origine biologique, il évite l’inévitable réaction de corps étrangers qui se produit avec les interfaces nerveuses périphériques actuellement utilisées52. En outre, le MC-RPNI confère la capacité de contrôler plusieurs degrés de liberté simultanément, car ils peuvent être placés sur des nerfs disséqués disséqués disséquement à des muscles individuels sans diaphonie significative, comme cela a été démontré précédemment dans les IPRA49. Enfin, le MC-RPNI peut fonctionner indépendamment de la fonction musculaire distale car il est placé sur le nerf proximal. Compte tenu de ses avantages par rapport aux interfaces nerveuses périphériques actuelles, le MC-RPNI est très prometteur pour fournir une méthode sûre, précise et fiable de contrôle de l’exosquelette.

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Protocole

Toutes les procédures et expériences sur les animaux ont été effectuées avec l’approbation du Comité des soins institutionnels et de l’utilisation des animaux (IACUC) de l’Université du Michigan. Les rats Fischer F344 et Lewis mâles et femelles (~200-300 g) âgés de 3 à 6 mois sont le plus souvent utilisés dans les expériences, mais n’importe quelle souche peut théoriquement être utilisée. Si vous utilisez des rats donneurs au lieu de greffes musculaires autologues, les rats donneurs doivent être isogéniques à la souche expérimentale. Les rats ont libre accès à la nourriture et à l’eau avant et après l’opération. Après les évaluations terminales, l’euthanasie est réalisée sous anesthésie profonde avec injection intracardiaque de chlorure de potassium suivie d’une méthode secondaire de pneumothorax bilatéral.

1. Préparation expérimentale du rat

  1. Anesthésier le rat expérimental en utilisant une solution d’isoflurane à 5% dans de l’oxygène à 0,8-1,0 L/min dans une chambre à induction. Une fois que l’anesthésie adéquate est réalisée et confirmée par l’absence de réflexe cornéen, placez le rat sur un cône nasal recycleur avec de l’isoflurane abaissé à 1,75%-2,25% pour le maintien de l’anesthésie.
  2. Injecter une solution de 0,02 à 0,03 mL de carprofène (50 mg/mL) dans 0,2 mL de solution saline stérile avec une aiguille de 27 G dans le plan sous-cutané entre les omoplates pour l’analgésie péri- et postopératoire.
  3. Appliquez une pommade oculaire stérile sur les deux yeux pour prévenir les ulcères cornéens pendant l’anesthésie.
  4. À l’aide d’un rasoir électrique, rasez la partie latérale des membres inférieurs bilatéraux, s’étendant de l’articulation de la hanche, sur la cuisse et jusqu’à la surface dorsale de la patte.
  5. Stériliser le site chirurgical en essuyant d’abord avec un tampon de préparation à l’alcool, puis en appliquant une solution de povidone iodée, se terminant par un nettoyage final avec un nouveau tampon de préparation à l’alcool pour éliminer la solution résiduelle de povidone iodée. Répétez ce processus de nettoyage alterné trois fois pour maintenir la stérilité.
    REMARQUE: Cela peut être un irritant dermatologique; Assurez-vous que la majorité de la solution est supprimée.

2. Préparation de la greffe musculaire

  1. Placez le rat sur un coussin chauffant sous un microscope chirurgical avec une sonde de température corporelle intrabuccale de choix pour la surveillance de la température corporelle. Maintenir l’isoflurane à 1,75 %-2,25 % et l’oxygène à 0,8-1,0 L/min.
  2. Faites une incision longitudinale le long de la face antérieure du membre postérieur du donneur désiré s’étendant de juste au-dessus de la cheville à juste en dessous du genou avec un scalpel #15.
  3. Disséquer à travers le tissu sous-cutané sous-jacent à l’aide de ciseaux à iris tranchants pour exposer la musculature sous-jacente et les tendons distaux juste à proximité de l’articulation de la cheville. Le tibial antérieur (TA) est le plus grand et le plus antérieur des muscles; le muscle extenseur digitorum longus (EDL) se trouve juste en profondeur et en arrière de ce muscle. Isoler le muscle EDL et son tendon distal de la musculature environnante.
  4. Assurez-vous d’isoler le tendon correct en insérant les deux dents d’une pince ou d’un ciseau d’iris sous le tendon distal juste à proximité de l’articulation de la cheville. Exercez une pression vers le haut sur le tendon en ouvrant les pinces ou les ciseaux à iris. Ce mouvement devrait produire une extension simultanée de tous les orteils simultanément. Si une dorsiflexion isolée de la cheville, une éversion de la cheville ou une dorsiflexion du pied unique se produit, le mauvais tendon a été isolé.
  5. Effectuer une ténotomie distale du muscle EDL au niveau de la cheville avec des ciseaux à iris tranchants et disséquer le muscle libre des tissus environnants travaillant proximal vers son origine tendineuse.
  6. Une fois le tendon proximal visualisé, effectuez une ténotomie proximale à l’aide de ciseaux d’iris tranchants pour libérer le greffon.
  7. Coupez les deux extrémités tendineuses de la greffe musculaire et coupez à la longueur désirée avec des ciseaux d’iris tranchants.
    NOTE: Des greffons mesurant 8-13 mm ont été utilisés avec succès; Cependant, la longueur la plus couramment utilisée est de 10 mm.
  8. D’un côté de la greffe musculaire, faites une incision longitudinale sur toute la longueur parée pour faciliter le placement du nerf dans la greffe musculaire et assurer le contact du nerf avec l’endomysium.
  9. Placez la greffe musculaire préparée dans une gaze imbibée de solution saline pour éviter la dessiccation des tissus.
  10. Fermez la peau recouvrant le site donneur avec une suture chromique 4-0 en courant.

3. Isolement et préparation communs du nerf péronier

  1. Marquez l’incision chirurgicale, qui s’étendra d’une ligne ~ 5 mm de l’encoche sciatique, s’étendant juste en dessous de l’articulation du genou. Assurez-vous que ce marquage est inférieur et incliné loin du fémur qui peut être palpé en dessous.
  2. Inciser à travers la peau et les tissus sous-cutanés le long de la ligne d’incision marquée avec une lame #15. Inciser soigneusement à travers le fascia biceps fémoral sous-jacent, en prenant soin de ne pas s’étendre sur toute la profondeur du muscle car le nerf sciatique se trouve juste en dessous.
  3. À l’aide de petits ciseaux à pointe émoussée ou d’un hémostatique, disséquez soigneusement le muscle biceps féminis.
    REMARQUE: Le nerf sciatique se déplace dans cet espace sous-jacent au biceps, orienté approximativement dans la même direction que l’incision marquée sur la peau. Il existe trois branches notables du nerf sciatique: le nerf sural (le plus postérieur et le plus petit des nerfs), le tibial (généralement le plus antérieur, mais ce nerf plonge toujours profondément dans l’articulation du genou) et le péronier commun (généralement situé entre tibial et sural, se déplace toujours au-dessus de l’articulation du genou).
  4. Identifiez le nerf péronier commun (CP) et isolez-le soigneusement des nerfs environnants à l’aide d’une paire de micro-pinces et de micro-ciseaux. Retirez tout tissu conjonctif environnant des 2 cm du milieu du nerf. Veillez à ne pas écraser le nerf CP avec une pince dans ce processus, car une blessure par écrasement peut modifier les résultats finaux.
  5. Sur la partie la plus centrale du nerf CP libéré, effectuez une fenêtre épineuriale en retirant 25% de l’épineurium le long de la longueur du nerf qui correspond à la longueur souhaitée de la greffe musculaire.
  6. Pour ce faire, tenez l’épineurium proximal avec des micro-pinces, coupez dans l’épineurium immédiatement sous-jacent avec des ciseaux de micro-dissection et retirez ~25% de l’épineurium se déplaçant distalement le long du nerf. Prenez soin de retirer ce segment en un seul morceau, car plusieurs tentatives peuvent entraîner une ablation irrégulière de l’épineurie, ce qui augmente le risque de lésion nerveuse.
    REMARQUE: Le tissu nerveux sous-jacent à l’épineurium aura une texture semblable à celle d’une oie; Noter cette qualité de nerf garantit que le plan tissulaire correct a été retiré.

4. Fabrication de construction MC-RPNI

  1. Retirez la greffe musculaire de la gaze humidifiée au sérum physiologique et placez-la sous la partie centrale du nerf CP où la fenêtre épineuriale a été créée. Faites pivoter le nerf de 180° afin que la section de la fenêtre épineuriale entre en contact avec le muscle intact et ne sous-tende pas la ligne de suture éventuelle.
  2. Utilisation d’un 8-0 suture en nylon, suture de l’épineurium du nerf CP à la fois proximale et distale à la greffe musculaire dans le sillon créé à l’étape 2.8 en utilisant de simples sutures interrompues pour fixer l’épineurium à l’endomysium.
    REMARQUE: Placez ces points de suture, en vous assurant que le muscle est à la longueur de repos normale. Étirer ou trop comprimer le muscle peut avoir un impact sur les capacités de régénération et de signalisation plus tard.
  3. Envelopper circonférentiellement les bords de la greffe musculaire entourant le nerf et la suture maintenant sécurisés en place en utilisant un simple 8-0 interrompu points de nylon (~4-6 selon la longueur).
  4. Une fois l’hémostase atteinte, fermez le fascia du fémur du biceps sur la construction avec une suture chromique 5-0 en mode course.
  5. Fermez la peau sus-jacente en mode course à pied avec une suture chromique 4-0.
  6. Nettoyez la zone chirurgicale avec un tampon de préparation à l’alcool et appliquez une pommade antibiotique.
  7. Mettre fin à l’anesthésie par inhalation et placer le rat dans une cage propre isolée des compagnons de cage et laisser récupérer avec de la nourriture et de l’eau ad lib.
  8. Une fois que le rat s’est convenablement rétabli, replacez-le avec ses compagnons de cage dans une cage propre.
    REMARQUE: Ces constructions nécessitent une maturation de trois mois au minimum pour produire une amplification adéquate du signal nerveux.

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Résultats

La fabrication chirurgicale du MC-RPNI est considérée comme un échec périopératoire si les rats ne survivent pas à l’émergence de l’anesthésie chirurgicale ou ne développent pas une infection dans la semaine suivant l’opération. Des recherches antérieures ont indiqué qu’une période de maturation de 3 mois entraînerait une amplification fiable du signal à partir de ces constructions42,45,48,49

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Discussion

Le MC-RPNI est une nouvelle construction qui permet d’amplifier les potentiels d’action efférents d’un nerf moteur périphérique intact afin de contrôler avec précision un dispositif exosquelette. Plus précisément, le MC-RPNI confère un avantage particulier aux personnes présentant une faiblesse des extrémités causée par une maladie musculaire importante et / ou l’absence de muscle où les signaux EMG ne peuvent pas être enregistrés. Réduire la fonction musculaire déjà compromise serait dévastate...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucune divulgation.

Remerciements

Les auteurs remercient Jana Moon pour son expertise en gestion de laboratoire et son assistance technique et Charles Hwang pour son expertise en imagerie. Les expériences de cet article ont été en partie financées par des subventions de la Fondation de chirurgie plastique à SS (3135146.4) ainsi qu’à l’Institut national de la santé infantile et du développement humain sous le numéro d’attribution 1F32HD100286-01 à SS, et à l’Institut national de l’arthrite et des maladies musculo-squelettiques et cutanées des National Institutes of Health sous le numéro d’attribution P30 AR069620.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
#15 ScalpelAspen Surgical, IncRef 371115Rib-Back Carbon Steel Surgical Blades (#15)
2-N-thin film load cell (S100)Strain Measurement Devices, IncSMD100-0002Measures force generated by the attached muscle
4-0 Chromic SutureEthiconSKU# 1654GP-3 Reverse Cutting Needle
5-0 Chromic SutureEthiconSKU# 687GP-3 Reverse Cutting Needle
8-0 Monofilament SutureAROSurgicalT06A08N14-13Black polyamide monofilament suture on a threaded tapered needle
Experimental RatsEnvigoF344-NH-sdRats are Fischer F344 Strain
Fine Forceps - mirror finishFine Science Tools11413-11Fine tipped forceps with mirror finish ideal for handling delicate structures like nerves
Fluriso (Isofluorane)VetOne13985-528-40Inhalational Anesthetic
Force Measurement JigRed Rockn/aCustom designed force measurement jig that allows for immobilization of hindlimb to allow for accurate muscle force recording
MATLAB softwareMathworks, IncPR-MATLAB-MU-MW-707-NNUCalculates active force for each recorded force trace from passive and total force measurements
Nicolet Viasys EMG EP SystemNicoletMFI-NCL-VIKING-SELECT-2CH-EMGPortable EMG and nerve signal recording system capable of simultaneous 2 channel recordings from nerve and/or muscle
OxygenCryogenic GasesUN1072Standard medical grade oxygen canisters
Potassium ChlorideAPP Pharmaceuticals63323-965-20Injectable form, 2 mEq/mL
Povidone Iodine USPMediChoice65517-0009-110% Topical Solution, can use one bottle for multiple surgical preps
Puralube Vet Opthalmic OintmentDechra17033-211-38Corneal protective ointment for use during procedure
Rimadyl (Caprofen)Zoetis, Inc.NADA# 141-199Injectable form, 50 mg/mL
Stereo MicroscopeLeicaModel M60User can adjust magnification to their preference
Surgical InstrumentsFine Science ToolsVariousUser can choose instruments according to personal preference or from what is currently available in their lab
Triple Antibiotic OintmentMediChoice39892-0830-2Ointment comes in sterile, disposable packets
Vannas Spring Scissors - 2mm cutting edgeFine Science Tools15000-04Curved micro-dissection scissors used to perform the epineurial window
VaporStick 3SurgivetV7015Anesthesia tower with space for isofluorane and oxygen canister
Webcol Alcohol PrepCovidenRef 6818Alcohol prep wipes; use a new wipe for each prep

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