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  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Les métastases cérébrales sont une cause de morbidité et de mortalité sévères chez les patients atteints de cancer. La plupart des modèles murins de métastases cérébrales sont compliqués par des métastases systémiques confondant l’analyse de la mortalité et des résultats des interventions thérapeutiques. Présenté ici est un protocole pour l’injection carotidienne interne de cellules cancéreuses qui produit des tumeurs intracrâniennes cohérentes avec des tumeurs systémiques minimales.

Résumé

Les métastases cérébrales sont une cause de morbidité et de mortalité sévères chez les patients atteints de cancer. Les aspects critiques des maladies métastatiques, tels que le microenvironnement neuronal complexe et l’interaction des cellules stromales, ne peuvent pas être entièrement reproduits avec des essais in vitro ; Ainsi, les modèles animaux sont essentiels pour étudier et comprendre les effets de l’intervention thérapeutique. Cependant, la plupart des méthodes de xénogreffe de tumeurs cérébrales ne produisent pas de métastases cérébrales de manière cohérente en termes de délai et de charge tumorale. Les modèles de métastases cérébrales générés par injection intracardiaque de cellules cancéreuses peuvent entraîner une charge tumorale extracrânienne involontaire et entraîner une morbidité et une mortalité métastatiques non cérébrales. Bien que l’injection intracrânienne de cellules cancéreuses puisse limiter la formation de tumeurs extracrâniennes, elle présente plusieurs mises en garde, telles que les cellules injectées forment souvent une masse tumorale singulière au site d’injection, une implication leptoméningée élevée et des dommages au système vasculaire cérébral lors de la pénétration de l’aiguille. Ce protocole décrit un modèle murin de métastases cérébrales générées par injection d’artère carotide interne. Cette méthode produit des tumeurs intracrâniennes de manière cohérente sans l’implication d’autres organes, ce qui permet l’évaluation des agents thérapeutiques pour les métastases cérébrales.

Introduction

Les métastases cérébrales sont une tumeur maligne prévalente associée à un très mauvais pronostic 1,2. La norme de soins pour les patients atteints de métastases cérébrales est multimodale, comprenant la neurochirurgie, la radiothérapie du cerveau entier et / ou la radiochirurgie stéréotaxique en fonction de l’état de santé général des patients, de la charge de morbidité extracrânienne et du nombre et de l’emplacement des tumeurs dans le cerveau 3,4. Les patients présentant jusqu’à trois lésions intracrâniennes sont éligibles pour une résection chirurgicale ou une radiochirurgie stéréotaxique, tandis que la radiothérapie du cerveau entier est recommandée pour les patients présentant des lésions multiples afin d’éviter le risque d’infection et d’œdème liés à la chirurgie5. Cependant, la radiothérapie du cerveau entier peut infliger des dommages aux structures cérébrales radiosensibles, contribuant ainsi à une mauvaise qualité de vie6.

La thérapie systémique est une approche alternative non invasive et logique pour traiter les patients présentant des lésions multiples7. Cependant, il est moins pris en compte en raison de la notion de longue date selon laquelle les thérapies systémiques ont une faible efficacité parce que l’administration passive de médicaments cytotoxiques par la circulation sanguine ne peut pas atteindre des niveaux thérapeutiques dans le cerveau sans risque de toxicité dangereuse8. Ce paradigme commence à changer avec le traitement systémique récemment approuvé par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis (tucatinib avec trastuzumab et capécitabine indiqué pour les métastases cérébrales métastatiques du cancer du sein HER2+)9,10,11,12 et la mise à jour des lignes directrices de traitement pour inclure la prise en compte des options de traitement systémique pour les patients atteints de métastases cérébrales13,14.

Dans ce contexte, les développements dans le domaine de la thérapie moléculaire ciblée, de l’immunothérapie et des systèmes alternatifs d’administration de médicaments, tels qu’un nano-transporteur de médicaments ciblé, peuvent potentiellement surmonter les défis du traitement des métastases cérébrales15,16,17,18. En outre, des approches chimiques et mécaniques visant à améliorer l’administration de médicaments par perméabilisation de la barrière cérébrale-tumorale sont également à l’étude19,20. Pour étudier et optimiser ces approches afin qu’elles soient adaptées à l’objectif, il est crucial d’utiliser des modèles précliniques qui non seulement reflètent la physiologie complexe des métastases cérébrales, mais permettent également une analyse objective de la réponse intracrânienne aux médicaments.

De manière générale, les approches actuelles pour modéliser les métastases cérébrales in vivo impliquent l’injection intracardiaque (ventricule gauche), intraveineuse (habituellement la veine de la queue), intracrânienne ou intracarotide (artère carotide commune) de cellules cancéreuses chez la souris 21,22,23,24,25,26,27 . Outre les stratégies de greffe de tumeur, les modèles murins génétiquement modifiés où la formation tumorale est déclenchée par l’élimination des gènes suppresseurs de tumeurs ou l’activation des oncogènes sont utiles pour la modélisation tumorale. Cependant, seuls quelques modèles de souris génétiquement modifiés produiraient des tumeurs secondaires et encore moins produiraient de manière fiable des métastases cérébrales28,29,30.

Les méthodes de greffe telles que l’injection intracardiaque (ventricule gauche) et intraveineuse (généralement la veine de la queue) imitent la dissémination systémique du cancer. Ces modèles produisent généralement des lésions dans plusieurs organes (par exemple, cerveau, poumons, foie, reins, rate) en fonction du lit capillaire qui piège la plupart des cellules tumorales lors de leur « premier passage » circulatoire31. Cependant, des taux irréguliers de greffe de cerveau nécessiteront plus d’animaux pour atteindre la taille de l’échantillon pour la puissance statistique souhaitée. Le nombre de cellules tumorales qui finissent par s’établir dans le cerveau via ces méthodes d’injection intracardiaque et intraveineuse est variable. Par conséquent, la charge tumorale des métastases cérébrales peut varier d’un animal à l’autre et la différence de progression peut rendre difficile la normalisation du calendrier expérimental et de l’interprétation des résultats. La charge tumorale extracrânienne peut entraîner une mortalité par métastases non cérébrales, rendant ces modèles impropres à l’évaluation de l’efficacité intracrânienne. Des lignées cellulaires tropiques cérébrales ont été établies à l’aide de processus de sélection clonale artificielle pour réduire l’établissement extracrânien, mais les taux de prise ont été incohérents et le processus de sélection clonale peut réduire l’hétérogénéité normalement trouvée dans les tumeurs humaines32.

Les méthodes de greffe spécifiques au cerveau telles que l’injection intracrânienne et intracarotidienne permettent une modélisation plus cohérente et efficace des métastases cérébrales. Dans la méthode intracrânienne33, les cellules cancéreuses sont généralement injectées dans le cortex cérébral frontal, ce qui génère une excroissance tumorale rapide et reproductible avec une faible atteinte systémique. Bien que la procédure soit bien tolérée avec une faible mortalité33, les mises en garde sont qu’il s’agit d’une approche relativement rudimentaire qui introduit rapidement un bolus (localisé) de cellules dans le cerveau et ne modélise pas la pathogenèse précoce des métastases cérébrales. L’aiguille endommage le système vasculaire du tissu cérébral, ce qui provoque alors une inflammation localisée 5,34. D’après l’expérience, il existe une tendance à l’injection de cellules tumorales au reflux lors du retrait de l’aiguille, conduisant à une atteinte leptoméningée. Alternativement, la méthode intracarotidienne délivre des cellules dans l’artère carotide commune avec la microvascularisation cérébrale comme premier lit capillaire à rencontrer, modélisant la survie dans la circulation, l’extravasation et la colonisation24. En accord avec d’autres25, notre expérience avec cette méthode a révélé qu’elle peut entraîner des tumeurs faciales en raison de l’administration involontaire de cellules cancéreuses via l’artère carotide externe aux lits capillaires de ces tissus (données non publiées). Il est possible de prévenir les tumeurs faciales en ligaturant d’abord l’artère carotide externe avant l’injection commune de l’artère carotide (Figure 1). Dans le reste de l’article, cette méthode est appelée « injection interne de l’artère carotide ». D’après l’expérience, la méthode d’injection de l’artère carotide interne génère systématiquement des métastases cérébrales avec très peu d’événements systémiques et a réussi à générer des modèles de métastases cérébrales de différents cancers primitifs (p. ex. mélanome, cancers du sein et du poumon) (Figure 1). Les inconvénients sont qu’il est techniquement difficile, long, invasif et nécessite une optimisation minutieuse du nombre de cellules et un calendrier de surveillance. En résumé, les méthodes d’injection intracrânienne et interne de l’artère carotide produisent des modèles murins adaptés à l’évaluation de l’impact thérapeutique sur le bénéfice de survie lié aux tumeurs cérébrales.

Ce protocole décrit la méthode d’injection de l’artère carotide interne pour produire un modèle murin de métastases cérébrales avec presque aucune atteinte systémique et donc adapté à l’évaluation préclinique de la distribution des médicaments et de l’efficacité des thérapies expérimentales.

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Figure 1 : Représentation schématique du protocole d’injection de l’artère carotide interne pour les métastases cérébrales. L’injection interne de l’artère carotide avec ligature externe de l’artère carotide peut produire de manière fiable un modèle de métastases cérébrales à partir de divers cancers primaires. Dans ce protocole, trois ligatures sont placées sur l’artère carotide (annotées L1-L3 sur la figure). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Protocole

Toutes les études ont été menées conformément aux lignes directrices du Comité d’éthique animale de l’Université du Queensland (UQCCR/186/19) et au Code australien pour le soin et l’utilisation des animaux à des fins scientifiques.

1. Préparation des cellules cancéreuses pour injection

REMARQUE: Dans cette étude, la lignée cellulaire du cancer du sein humain, BT-474 (BT474), a été utilisée. BT474 a été cultivé dans un milieu de croissance complet comprenant un milieu RPMI 1640 complété par 10% de sérum fœtal bovin et 1% d’insuline. Les cellules ont été maintenues dans un incubateur à 37 °C avec 5% de dioxyde de carbone dans l’atmosphère de l’air. Authentifier la lignée cellulaire par des tests de répétition en tandem satellite35, confirmer l’expression de la protéine rapporteur (p. ex. luciférase), le cas échéant, et vérifier la présence d’une infection à mycoplasmes.

  1. Ensemencer des cellules cancéreuses BT474 à une densité d’ensemencement de 2,0 x 106 cellules dans une fiole T75 en utilisant 10 ml de milieu de croissance complet et de culture (à 37 °C avec 5 % de CO2) à 70 % à 80 % de confluence avant l’injection.
  2. Le jour de l’injection, jetez le milieu de croissance et lavez deux fois la monocouche cellulaire avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS).
  3. Ajouter 5 mL de réactif de dissociation de culture cellulaire préchauffé (voir le tableau des matières) et incuber à 37 °C pendant 5 minutes ou jusqu’à ce que les cellules se soient détachées. Après 5 min, tapoter doucement la fiole pour faciliter le détachement de la cellule.
  4. Ajouter 5 mL de milieu de croissance complet contenant 10 % de sérum fœtal bovin pour éteindre l’activité du réactif de dissociation.
  5. Remettez doucement les cellules en suspension par pipetage pour réduire les amas cellulaires.
  6. Transférer la suspension cellulaire dans un tube de 50 ml et centrifuger à 180 x g pendant 3 min à température ambiante.
  7. Décanter le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 10 ml de solution saline équilibrée de Hank (HBSS) sans calcium ni magnésium pour minimiser l’agglutination cellulaire.
  8. Centrifuger la suspension cellulaire à 180 x g pendant 3 min à température ambiante.
  9. Décanter le surnageant pour éliminer le sérum/réactif de dissociation résiduel et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 3 mL de HBSS.
  10. Placez une crépine cellulaire de 100 μm sur un tube conique frais de 50 ml et passez la suspension cellulaire pour éliminer les amas cellulaires.
    REMARQUE: Une suspension unicellulaire est essentielle pour minimiser l’occlusion des vaisseaux sanguins et le risque d’accident vasculaire cérébral lors de l’injection.
  11. Calculer le nombre de cellules viables en utilisant l’exclusion du bleu de trypan et un hémocytomètre avec des méthodes standard.
  12. Diluer la suspension cellulaire avec HBSS à une concentration cellulaire de 2,5 x 106 cellules/mL.
  13. Gardez le tube horizontal sur la glace et secouez-le doucement périodiquement pour minimiser l’agglutination. La suspension cellulaire peut être stockée sur de la glace pendant un maximum de 6 h.
    REMARQUE: Le basculement a été fait manuellement, mais cela peut également être fait à l’aide d’un agitateur à bas régime.

2. Préparation de la souris pour la procédure

REMARQUE: Dans cette étude, des souris femelles SCID NOD âgées de 4 à 5 semaines ont été utilisées. Introduire des aliments de récupération à régime doux (p. ex. gel diète, hydrogel, purée de souris) aux souris 3 jours avant l’intervention pour encourager l’alimentation après l’intervention.

  1. Outils chirurgicaux en autoclave. Vaporisez et essuyez la zone chirurgicale et l’équipement avec un désinfectant de surface, suivi d’éthanol à 70%.
  2. Placez un tapis chauffant pour animaux sous la planche chirurgicale pour prévenir l’hypothermie. Allumez-le 30 minutes avant la chirurgie. Vaporiser et essuyer la planche chirurgicale avec un désinfectant de surface suivi d’éthanol à 70%.
  3. Préparez une cage propre pour le logement des animaux et un coussin chauffant chaud pour la récupération.
  4. Mettez de l’équipement de protection individuelle propre (blouse, masque, filet à cheveux et gants). Maintenez la stérilité tout au long de la procédure en utilisant des gants d’examen propres et une technique de « pointe d’instruments seulement ».
  5. Anesthésier la souris avec une chambre anesthésique en utilisant 5% d’isoflurane avec un débit d’oxygène de 2 L / min jusqu’à ce que la souris perde le réflexe de pédale.
  6. Sortez l’animal de la chambre et placez-le dans un cône nasal délivrant 2% d’isoflurane à un débit d’oxygène de 2 L / min pour le reste de l’intervention chirurgicale.
  7. Souris perforatrice pour l’identification et utilisez des tondeuses électriques pour raser la fourrure de la région du cou. Nettoyez l’excès de poils de la peau exposée à l’aide de ruban adhésif.
  8. Pesez la souris pour calculer les doses de médicament anesthésique et analgésique requises. Administrer la buprénorphine et le méloxicam à 50 μg/kg et 1 mg/kg, respectivement, par injection sous-cutanée.
  9. Transférez la souris sur une planche chirurgicale chaude et fixez le cône nasal avec du ruban adhésif.
  10. Appliquez un lubrifiant oculaire sur les yeux pour éviter le dessèchement.
  11. Fixez doucement la souris en accrochant d’abord les incisives supérieures à l’aide de fil collé à la planche chirurgicale, puis en collant les pattes avant et postérieures. Cette étape étend le corps et maintient le cou droit pendant la procédure.
  12. Effectuer la préparation préopératoire de la peau comme décrit ci-dessous.
    1. Essuyez le cou avec un antiseptique topique (povidone-iode) pour réduire la charge de la microflore cutanée et enlever les poils lâches. Nettoyer du centre de la peau, en travaillant vers l’extérieur pour prévenir la recontamination du site d’incision. Répétez le processus en utilisant 70% d’éthanol. Effectuer trois cycles alternés d’iode et d’éthanol pour la désinfection.
    2. Posez un champ chirurgical sur l’animal. Celui-ci est coupé et façonné à partir d’un morceau de serviette en papier stérile ou d’un sac d’autoclave.
  13. Disposez des serviettes en papier stériles ou des sacs d’autoclave pour les outils chirurgicaux.
  14. Vérifiez le réflexe via le « test de pincement » pour assurer une anesthésie suffisante avant de poursuivre la procédure.

3. Injection interne de carotides

REMARQUE : Dans cette expérience, une canule de perfusion de 31 G et une configuration de pilote de seringue activée par le pied ont été utilisées pour faciliter la procédure d’injection (Figure supplémentaire 1). Cette configuration est facultative et l’utilisateur peut utiliser une seringue à insuline de 31 G et ignorer les étapes 3.11 et 3.12. Pour préparer la canule de perfusion, tirez et séparez la partie de l’aiguille de la partie d’ajustement de la seringue d’une aiguille de 31 G à l’aide de deux paires de pinces de suture. Ensuite, fixez la partie de l’aiguille à une extrémité d’un tube de perfusion fin d’environ 10 cm de longueur.

  1. Placez le microscope à dissection sur la souris.
  2. À l’aide de ciseaux, faites une incision verticale de 15 mm le long de la ligne médiane dans la région du cou à partir de 5 mm sous la mâchoire jusqu’à l’entrée thoracique.
  3. À l’aide de deux paires de pinces inclinées, séparez la peau et les glandes salivaires sous-jacentes et appliquez des rétracteurs pour maintenir la trachée exposée. L’étape suivante exposera la gaine carotidienne parallèle à la trachée.
  4. À l’aide de deux paires de pinces à angle fin, disséquez carrément le muscle et le tissu adipeux adjacents à la trachée pour exposer la gaine carotidienne droite. La gaine carotide est la couche fibreuse recouvrant l’artère carotide, la veine et le nerf vague communs, et ce faisceau peut être visualisé par l’artère carotide commune rouge vif. Dans cette étude, l’injection a été réalisée sur l’artère carotide droite.
  5. Dégagez un segment de l’artère carotide commune caudale à la bifurcation carotidienne du fascia environnant et séparez-le du nerf vague et des veines.
  6. Isolez et éliminez la bifurcation carotidienne (la jonction qui relie les artères carotides externes et internes) des nerfs et du fascia environnants. Placez une pince fine sous l’artère carotide externe et passez une suture en soie (épaisseur 5-0) sous l’artère. Nœud et resserrer la suture et couper la ligne d’excès.
    NOTE: Cette ligature (L1) empêchera l’injection de transiter par l’artère carotide externe.
  7. Placez une pince fine sous l’artère carotide commune et passez une suture en soie (épaisseur 5-0) sous l’artère. Nouez un nœud et resserrez la suture à une position proximale au site d’injection proposé. Couper l’excès de suture en laissant environ 10 mm de ligne.
    REMARQUE: Cette deuxième ligature (L2) limitera le flux sanguin et les saignements après l’injection. Il est également utilisé pour positionner et maintenir l’artère carotide pendant l’injection.
  8. Couper et humidifier une bande d’essuie-glaces jetables (autoclavés) à faible peluche (voir le tableau des matières) d’environ 10 mm x 5 mm. Pliez la bande en 4 mm x 5 mm, 2-3 mm d’épaisseur, et placez-la sous l’artère carotide au site d’injection proposé. Cela soutiendra le vaisseau pendant l’injection.
  9. Sur l’artère carotide commune rostrale au site d’injection proposé, placer une troisième ligature (L3) avec un nœud lâche. Celui-ci n’est resserré qu’après l’injection (à l’étape 3.16).
  10. Agiter doucement la suspension cellulaire et aspirer 200 μL de suspension cellulaire dans une seringue à insuline (avec une aiguille de 31 G).
  11. Chargez la seringue dans le pilote de seringue connecté à une pédale d’activation.
  12. Fixez une canule fine avec une aiguille de 31 G à la seringue et amorcez la ligne.
  13. Vérifiez si l’artère carotide est bien positionnée et pressurisée.
  14. À l’aide de deux pinces à angle fin, l’une tendant doucement sur l’extrémité de la première ligature et l’autre tenant l’aiguille de 31 G, insérez lentement l’aiguille avec un biseau vers le haut dans la lumière du vaisseau sanguin en prenant soin de ne pas le percer.
  15. Injectez lentement 100 μL de suspension cellulaire (à partir de l’étape 1.13) dans l’artère carotide commune à 10 μL/s. Cela délivrera 2,5 x 105 cellules dans le vaisseau sanguin. L’injection réussie est visualisée par l’élimination du sang du vaisseau sanguin carotidien.
  16. Soulevez et serrez doucement la ligature lâche (L3) (à partir de l’étape 3.9) immédiatement après le retrait de l’aiguille pour éviter le reflux et les saignements. Couper l’excès de suture.
    REMARQUE: Il est normal d’observer une petite quantité de sang jaillir après le retrait de l’aiguille. Cependant, il ne doit pas y avoir de saignement actif après le resserrement de la troisième ligature.
  17. Retirez le morceau d’essuie-glaces jetables humides à faible peluche.
  18. À l’aide d’une pipette P200, rincer la cavité chirurgicale deux fois avec 150 à 200 μL d’eau stérile ou de solution saline.
  19. Vérifiez à nouveau s’il y a des saignements, puis retirez les rétracteurs.
  20. Repositionnez les tissus mous, les glandes salivaires et la peau sur l’artère carotide et la trachée.
  21. Fermez la couche cutanée de l’incision à l’aide d’un porte-aiguille de suture, d’une pince et d’une suture monofilament 6/0 résorbable ou non résorbable selon un motif continu.
  22. Jetez la seringue à aiguille de canule et préparez une nouvelle configuration pour la souris suivante. L’utilisation d’une nouvelle seringue garantira que le nombre de cellules injectées dans chaque souris est constant.
    REMARQUE : Des instantanés représentatifs de la procédure figurent à la figure supplémentaire 2. Si le vaisseau est perforé ou déchiré par l’aiguille, indiqué par la fuite d’injecter ou le saignement, la procédure est considérée comme infructueuse. Après cela, l’aiguille doit être retirée et la troisième ligature doit être immédiatement resserrée pour éviter d’autres saignements. Si le saignement persiste après le resserrement de la suture, l’animal doit être euthanasié avec du pentobarbital.

4. Récupération post-injection

  1. Injecter de la buprénorphine (50 μg/kg) et du méloxicam (1 mg/kg) par injection sous-cutanée pour soulager la douleur post-chirurgicale.
  2. Déplacez l’animal dans une cage chaude et propre pour récupérer de l’anesthésie. Il est normal qu’un animal ait une activité modérée (blotti et inactif ou se déplaçant lentement) après son réveil.
  3. Après 30-45 min, transférer les souris dans une installation de détention à long terme.
  4. Fournir aux souris une alimentation molle (gel diététique, hydrogel, purée) pendant au moins une semaine après la chirurgie et vérifier l’état physique quotidiennement avec une attention particulière pour détecter les signes d’accident vasculaire cérébral, d’infection, de saignement autour du site de la plaie.
  5. Deux jours après la chirurgie, il est typique que l’animal ait une activité réduite, une légère fourrure ébouriffée et une perte de 15% de son poids corporel préopératoire. Administrer un analgésique (méloxicam) quotidiennement pendant 2-3 jours après la chirurgie pour gérer la douleur et aider à la récupération.
  6. À partir du jour 3, les animaux doivent avoir repris de l’activité, augmenté la fréquence d’alimentation et de toilettage et repris du poids. Euthanasier les animaux présentant des déficits persistants de condition physique (douleur, blottis ou inactifs, perte de poids) 4 jours après la chirurgie en injectant du pentobarbital sodique à raison de 200 mg/kg par injection intrapéritonéale.
  7. La greffe et la progression de la tumeur peuvent être surveillées à l’aide d’une anesthésie et d’une modalité d’imagerie de choix telle que l’imagerie bioluminescente, l’IRM ou la TEP / IRM. L’exigence et la capacité d’entreprendre une telle imagerie dépendront intrinsèquement des objectifs du projet individuel et de l’installation dans laquelle elle est entreprise, et selon le type d’étiquette de rapporteur les lignées cellulaires utilisées, l’accessibilité des installations pertinentes de radiochimie et d’imagerie nucléaire36,37
    REMARQUE: Certains animaux peuvent ne pas bien répondre et subir un accident vasculaire cérébral malgré une procédure réussie. Après la procédure, les animaux qui présentent des symptômes de détresse neurologique (tourner la tête et tirer d’un côté, comportement circulaire, rouler, battre, perte de la fonction motrice) doivent être euthanasiés immédiatement.

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Résultats

Comparaison de l’injection courante de l’artère carotide avec ou sans ligature de l’artère carotide externe
Lorsque des cellules cancéreuses ont été injectées via l’artère carotide commune sans d’abord ligaturer l’artère carotide externe24, des tumeurs faciales ont été trouvées chez 77,8% des souris greffées (n = 7/9 animaux). Un exemple de tumeur faciale est illustré dans la figure supplémentaire 3. La méthode décr...

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Discussion

Les métastases cérébrales sont un processus complexe par lequel les cellules cancéreuses se propagent de leur site primaire au cerveau. Différents modèles animaux sont disponibles qui reflètent certaines étapes de ce processus en plusieurs étapes et il existe des considérations physiologiques et pratiques dans la conception d’études précliniques sur les métastases41,42. La plupart des études publiées sur l’utilisation de la nanomédecine pour l...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts. Les bailleurs de fonds n’ont joué aucun rôle dans la conception de l’étude; dans la collecte, l’analyse ou l’interprétation de données; dans la rédaction du manuscrit, ou dans la décision de publier l’article.

Remerciements

Cette recherche a été financée par le Conseil national australien de la santé et de la recherche médicale (NHMRC), numéro de subvention APP1162560. ML a été financé par une bourse de recherche de troisième cycle UQ. Nous tenons à remercier tous ceux qui ont aidé à l’élevage et à l’imagerie in vivo des animaux. Nous remercions le Royal Brisbane and Women’s Hospital d’avoir fait don d’aliquotes de zirconium pour cette étude.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
100µm cell strainerCorningCLS431752
30G Microlance needleBD23748
31G Ultra-Fine II insulin syringeBD326103
Angled forcepsProscitechT67A-SSFine pointed, angled without serrations, 18mm tip, length 128 mm
Animal heat mat
Antibiotic and antimycoticThermoFisher Scientific15240062
Autoclave bags
BT-474 (HTB-20) breast cancer cell lineATCCHTB-20
Buprenorphine (TEMGESIC)
Countess cell counterThermoFisher ScientificC10227
Diet-76AClearH2O72-07-5022
Dissection microscope
Ear puncher
Electric clippers
Fine angled forcepsProscitechDEF11063-07Angled 45°, Tip smooth, Tip width: 0.4 mm, Tip dimension: 0.4 x 0.3 mm, length 9cm
Fine tubing for cannula, Tubing OD (in) 1/32, Tubing ID (in) 1/100inCole ParmerEW-06419-00
Foetal bovine serumThermoFisher Scientific26140079
Hank's Balanced Salt Solution without calcium and magnesiumThermoFisher Scientific14170120
HydrogelClearH2O70-01-5022
Isoflurane
Kimwipes Low lint disposable wipersKimberly Clark- KimwipesZ188964
Mashed mouse chow
Meloxicam (METACAM)
Nose coneFashioned out of a microfuge tube
PAA ocular lubricant (Carbomer 2mg/g) Bausch and lomb
Povidone-iodine solutionBetadine2505692
PPE (glove, mask, gown, hairnet)
RetractorsKent ScientificSURGI-5001
RPMI 1640 MediaThermoFisher Scientific11875093
Silk suture 13mm 5-0, P3, 45cmEthiconJJ-640G
Sterile normal salineThermoFisher ScientificTM4469
Sticky tape
Surgical boardA chopping board wrapped with autoclavable bag.
Surgical scissorsProscitechT104Tip Dimensions (LxD): 38x7mm, Length 115mm
Suture forcep/ Curved Brophy forcepsProscitechT113CCurved, Rounded narrow 2 mm tip, with serrations, length 165 mm
Suture needle holder (Olsen Hegar needle holder)ProscitechTC1322-180length 190 mm, ratchet clamp
Syringe driver with foot pedal/ UMP3 Ultra micro pumpWorld Precision InstrumentsUMP3-3
T75 tissue culture flaskThermoFisher Scientific156499
Thread
Trigene II surface disinfectantCeva
Trypan Blue and Cell Counting Chamber SlidesThermoFisher ScientificC10228
TrypLE Express dissociating mediumThermoFisher Scientific12605010

Références

  1. Nayak, L., Lee, E. Q., Wen, P. Y. Epidemiology of brain metastases. Current Oncology Reports. 14 (1), 48-54 (2012).
  2. Australian Institute of Health and Welfare. Cancer in Australia. , Canberra: AIHW. (2017).
  3. Maher, E. A., Mietz, J., Arteaga, C. L., DePinho, R. A., Mohla, S. Brain metastasis: opportunities in basic and translational research. Cancer Research. 69 (15), 6015-6020 (2009).
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