Résection ganglionnaire vasculaire poplitée dans le membre postérieur du lapin pour l’induction d’un lymphœdème secondaire

Résumé

Ici, l’induction chirurgicale d’un lymphœdème acquis stable dans la patte postérieure du lapin est décrite. Cet animal de laboratoire peut être utilisé pour étudier plus en détail l’effet du traitement du lymphœdème par des techniques microchirurgicales.

Résumé

Le lymphœdème est une affection courante souvent associée au cancer et à son traitement, qui entraîne des dommages au système lymphatique, et les traitements actuels sont principalement palliatifs plutôt que curatifs. Son incidence élevée chez les patients oncologiques indique la nécessité d’étudier à la fois la fonction lymphatique normale et le dysfonctionnement pathologique. Pour reproduire un lymphœdème chronique, il est nécessaire de choisir un animal de laboratoire approprié. Les tentatives d’établir des modèles animaux sont limitées par la capacité de régénération du système lymphatique. Parmi les candidats potentiels, la patte postérieure du lapin est facile à manipuler et à extrapoler au scénario clinique humain, ce qui la rend avantageuse. De plus, la taille de cette espèce permet une meilleure sélection des vaisseaux lymphatiques pour la résection des ganglions lymphatiques vascularisés.

Dans cette étude, nous présentons une procédure de résection ganglionnaire vasculaire dans la patte postérieure du lapin pour induire un lymphœdème secondaire. Les animaux anesthésiés ont été soumis à une mesure circonférentielle, à une infiltration en V bleu perméable et à une lymphographie vert d’indocyanine (ICG-L) à l’aide de la fluorescence proche infrarouge en temps réel, une technique qui permet l’identification de ganglions poplités uniques et de canaux lymphatiques. L’accès aux structures identifiées est réalisé par l’excision du ganglion poplité et la ligature des lymphatiques afférents médiaux et latéraux. Des précautions particulières doivent être prises pour s’assurer que tout vaisseau lymphatique qui rejoint le système lymphatique fémoral à l’intérieur de la cuisse sans pénétrer dans le ganglion poplité puisse être identifié et ligaturé.

L’évaluation postopératoire a été réalisée à 3, 6 et 12 mois après l’induction à l’aide de mesures circonférentielles de la patte postérieure et de l’ICG-L. Comme démontré lors du suivi, les animaux ont développé un reflux dermique qui s’est maintenu jusqu’au 12^e mois, ce qui rend cet animal de laboratoire utile pour de nouvelles évaluations à long terme dans la gestion du lymphœdème. En conclusion, l’approche décrite ici est réalisable et reproductible. De plus, pendant la fenêtre de temps présentée, il peut être représentatif du lymphœdème humain, fournissant ainsi un outil de recherche utile.

Introduction

Le lymphœdème est une maladie chronique qui mérite une attention particulière, en raison de son incidence dans le monde entier, de l’absence de traitement curatif et standardisé et de son impact grave sur la qualité de vie des^patients1,2.

Dans les pays développés, le lymphœdème est principalement acquis et est secondaire au cancer du sein, en raison de la prévalence élevée de cette tumeur maligne ; L’incidence cumulée du lymphœdème lié au cancer du sein 10 ans après la chirurgie peut atteindre jusqu’à 41,1 %³. Cependant, des maladies telles que le mélanome, les cancers gynécologiques, les tumeurs génito-urinaires et les néoplasmes de la tête et du cou sont également associées à une incidence élevée de cette maladie⁴. La résection ganglionnaire régionale, dans le cadre du traitement oncologique nécessaire pour augmenter les taux de survie, entraîne la perturbation du drainage lymphatique fonctionnel. Dans certains cas, cela se traduit par des mécanismes compensatoires qui préviennent ou retardent l’apparition du lymphœdème⁵. Cependant, lorsque la chimiothérapie et la radiothérapie sont administrées, ces mécanismes ne sont pas en mesure de compenser le changement, et un lymphœdème en résulte Cela a un impact négatif sur la qualité de vie des patients, affectant leur bien-être fonctionnel, social et psychologique ^6,7.

La nécessité d’un traitement efficace du lymphœdème nécessite une compréhension de la physiopathologie du système lymphatique, ainsi qu’une compréhension approfondie des mécanismes cellulaires complexes et de leurs réponses dans les systèmes lymphatiques normaux et dysfonctionnels ^8,9,10. De telles informations peuvent être obtenues initialement à partir de modèles animaux expérimentaux capables de reproduire des maladies humaines chroniques¹¹.

De nombreuses tentatives ont été faites pour reproduire le lymphœdème dans des modèles animaux expérimentaux ; Cependant, la plupart d’entre eux ont été entravés par certaines limitations, notamment l’incapacité à reproduire l’insuffisance lymphatique chronique dans un modèle animal stable, les coûts de l’étude et, surtout, la grande capacité de régénération du système lymphatique, qui lui permet de rétablir la circulation ^12,13.

Cette étude présente l’approche expérimentale pour induire chirurgicalement un lymphœdème acquis stable à l’aide de la patte postérieure de lapin. D’après l’examen de la littérature, cet animal peut être considéré comme optimal pour le développement du lymphœdème en raison de l’anatomie cohérente de son système lymphatique des membres postérieurs, qui comprend un seul ganglion poplité qui draine les membres postérieurs et atteint le système lymphatique fémoral principal dans la jambe^14,15.

L’anatomie spécifique de la patte postérieure du lapin permet la reproduction des interventions chirurgicales pratiquées chez l’homme pour induire un lymphœdème secondaire. Par conséquent, cette procédure peut être utilisée pour la formation microchirurgicale et la recherche préclinique afin d’extrapoler les résultats à la médecine humaine.

Protocole

Toutes les procédures ont été approuvées par le comité d’éthique du Centre de chirurgie mini-invasive Jesús Usón et les directives de bien-être du gouvernement régional, qui sont basées sur la législation européenne.

1. Préparation préchirurgicale et chirurgicale

1. Hébergez neuf lapines blanches de Nouvelle-Zélande pesant 4 à 4,5 kg et âgées de 4 mois dans des cages séparées maintenues à une température de 22-25 °C, avec un accès libre à la nourriture et à l’eau. Assurez-vous que les cages contiennent un plateau en polysulfone d’une surface de 3^m2 et d’une hauteur de 40 cm, ainsi qu’un lit avec des copeaux de bois.
   1. Identifiez les cages à l’aide du code du projet et du numéro d’identification de l’animal.
   2. Acclimatez les animaux pendant 1 semaine avant la chirurgie pour prévenir les problèmes induits par le stress. Prélever les valeurs de laboratoire préopératoires des échantillons de sang pour s’assurer que chaque animal est en bonne santé avant l’anesthésie.
2. Assurez-vous que tous les lapins suivent un jeûne de 12 heures avant chaque intervention chirurgicale.
   1. Après la prémédication, préoxygénez les lapins à l’aide d’un masque facial (masque Hall) pendant 5 min avec 100 % d’oxygène et un débit de gaz frais de 3-5 L/min. Effectuer la phase de co-induction avec du midazolam (0,3 mg/kg) et du propofol (10 mg/kg) par voie intraveineuse.
3. Intuber les lapins à l’aide de 3,0 à 3,5 sondes endotrachéales, avec pneumotaponation, reliées à un circuit circulaire semi-fermé relié à un ventilateur avec un débit de gaz frais à 1 L/min pendant 5 min initialement, puis réglé à 0,5 L/min.
   1. Effectuez une anesthésie d’entretien par inhalation de sévoflurane à une concentration de 3 % à 3,5 % réglée sur le vaporisateur.
4. Administrer une perfusion continue de la solution de lactate de Ringer (2-4 mL/kg/h) par la veine marginale de l’oreille aux lapins anesthésiés tout au long de l’intervention chirurgicale.
   1. Utilisez une pommade protectrice pour les yeux pour protéger la surface oculaire.
5. Surveillance générale de l’anesthésie : utilisez un thermomètre rectal pour surveiller la température à 38,7-39,7 °C, inspectez la couleur de la muqueuse et surveillez la saturation en O₂à >95 % et la fréquence cardiaque à 180-240 bpm à l’aide d’un oxymètre de pouls de lapin.
6. Placez un support thermique pour que l’animal maintienne une température constante tout au long de la procédure.
7. Administrer du kétorolac (1,5 mg/kg) plus du tramadol (3 mg/kg) par voie intraveineuse pour l’analgésie peropératoire.
8. Administrer des antibiotiques (7,5 mg/(kg∙jour) d’enrofloxacine par voie sous-cutanée [s.c.]) avant la chirurgie et 5 jours après la chirurgie, ainsi qu’une analgésie postopératoire (10 μg/(kg∙jour) de buprénorphine s.c.) pendant 5 jours.
9. Placez les lapins en position couchée et rasez les membres postérieurs et les zones inguinales de l’animal. Placez l’animal en position couchée dorsale/couchée et coupez les poils des membres postérieurs et des zones inguinales.
10. Effectuez une antisepsie cutanée en appliquant 0,5 % de chlorhexidine et 70 % d’éthanol sur la peau préalablement rasée. Une fois la zone désinfectée, couvrez le lapin avec un chiffon stérile, à l’exception de la patte postérieure gauche.

2. Chirurgie de résection ganglionnaire vasculaire poplitée (Figure 1)

1. Infiltrer 0,2 à 0,3 mL de vert d’indocyanine (ICG) par voie intradermique dans les deuxième et troisième espaces interdigitaux du membre postérieur gauche. Massez doucement, fléchissez doucement et étendez la patte postérieure pendant quelques minutes pour faciliter l’absorption du colorant dans les vaisseaux lymphatiques. Utilisez le membre controlatéral comme contrôle.
2. À l’aide d’une caméra à fluorescence proche infrarouge en temps réel, vous pouvez visualiser et marquer (à l’aide d’un marqueur chirurgical) les vaisseaux lymphatiques qui se croisent au niveau du genou et le ganglion lymphatique poplité (NPL) sur la peau (Figure 2).
3. Injecter du V bleu verni (0,2 ml) dans la zone interdigitale pour l’identification ultérieure des vaisseaux lymphatiques et des ganglions lymphatiques.
4. Une fois que le PLN est identifié à l’aide d’une caméra de fluorescence proche infrarouge en temps réel (Figure 3), créez une incision de 2 cm au centre de la fosse poplitée, longitudinale à l’axe long du membre postérieur à travers la veine ischiatique, qui est visible à travers la peau.
   1. Pour obtenir des images panoramiques en temps réel du système lymphatique avec la caméra de fluorescence en temps réel dans le proche infrarouge, utilisez la tête optique équipée d’un laser de classe 1 comme source de lumière d’excitation et d’une caméra sensible au proche infrarouge, de la cheville au genou de la patte postérieure de l’animal.
   2. Visualisez les vaisseaux lymphatiques au-dessus du fascia musculaire en réséquant la graisse sous-cutanée⁵. Les vaisseaux lymphatiques apparaissent bleus en raison de la coloration bleue en V perméable à l’étape 2.3.
   3. Utilisez une pince microchirurgicale pour étirer l’incision et exposer le PLN, y compris les pédicules lymphatiques vasculaires et afférents. Assurer une bonne visibilité de toutes les structures lymphatiques et vasculaires (Figure 4).
   4. Identifiez le PLN, d’un diamètre de 0,8 mm, sous la veine ischiatique et entre le biceps fémoral et les muscles ischio-jambiers médiaux.
5. Identifiez les deux principaux vaisseaux lymphatiques sur la face médiale du PLN. Ces vaisseaux sont situés parallèlement à la veine saphène distale et se divisent en un réseau de microvaisseaux à mesure qu’ils s’approchent du PLN (Figure 5).
6. Disséquez le pédicule du ganglion lymphatique tout en évitant d’endommager les tissus et les vaisseaux environnants (Figure 6).
7. Lister l’artère médiale (une branche de l’artère poplitée) et la veine saphène latérale distalement et proximale à l’aide de sutures non résorbables en nylon 10/0.
8. Identifiez et cautérisez les deux groupes de vaisseaux lymphatiques afférents qui rejoignent directement le système lymphatique fémoral à l’intérieur de la cuisse, mais qui n’entrent pas dans le PLN (Figure 7).
   REMARQUE : Le premier groupe correspond aux vaisseaux lymphatiques afférents médiaux qui drainent la lymphe de la jambe supérieure et du mollet. Le deuxième groupe est composé de vaisseaux lymphatiques dans la musculature des membres inférieurs. Ces vaisseaux longent le muscle gastrocnémien, ainsi que la veine saphène.
9. Confirmez la perturbation complète du système lymphatique en répétant l’imagerie par fluorescence proche infrarouge en temps réel.
10. Retirez entièrement le tissu adipeux environnant pour éviter une éventuelle lymphangiogenèse.
11. Suturez l’incision cutanée avec des sutures tressées résorbables à l’acide polyglycolique 4-0 (avec une aiguille triangulaire 3/8 de 16 mm) en utilisant un motif intradermique continu pour éviter l’automutilation postopératoire.
12. loger les lapins individuellement dans des cages après l’opération ; les conserver sous surveillance et à une température ambiante comprise entre 16 et 22 °C.

3. Évaluation postopératoire

1. Effectuez des évaluations postopératoires à 3, 6 et 12 mois après l’induction.
2. Anesthésie les lapins en suivant les étapes utilisées précédemment (étapes 1.2-1.7).
3. Mesurez les périmètres des membres postérieurs des lapins anesthésiés à l’aide d’un mètre ruban. Prenez des mesures tous les 2 cm, le premier point étant au niveau de la cheville et le dernier au niveau du genou. Calculez le volume total à l’aide de la formule du cône tronqué.
4. Utiliser la lymphographie au vert d’indocyanine (ICG-L) pour évaluer la fonction lymphatique.
   1. Infiltrer 0,2 à 0,3 ml d’ICG par voie intradermique dans les deuxième et troisième espaces interdigitaux et masser doucement pendant 1 minute pour faciliter l’absorption de l’ICG dans les vaisseaux lymphatiques.
5. Collectez des images après 15 minutes à l’aide du système de fluorescence proche infrarouge pour évaluer le reflux dermique.
6. Une fois les suivis terminés, euthanasier le lapin en suivant le même protocole d’anesthésie que celui utilisé lors de l’intervention. Une fois que le plan anesthésique souhaité est atteint, administrez du chlorure de potassium par voie intraveineuse dans la veine auriculaire à un taux moyen de 2 meq/kg.

Résultats

Neuf lapins ont subi une induction du lymphœdème dans cette étude, cependant, trois lapins sont morts au cours de la période postopératoire immédiate et n’ont pas pu être évalués. Les données de l’étude ont été obtenues à 3, 6 et 12 mois postopératoires par trois chercheurs indépendants. Des mesures circonférentielles des membres postérieurs et l’ICG-L ont été effectuées sous anesthésie générale pour évaluer la fonction du système lymphatique et le reflux ...

Discussion

La résection du PLN chez un animal de laboratoire est une procédure relativement nouvelle qui peut induire un lymphœdème secondaire dans les membres à des fins d’évaluation et d’étude. Après la résection des ganglions lymphatiques, il y a une période d’altération de la fonctionnalité du système lymphatique, d’accumulation de lymphe et de modifications histologiques des vaisseaux lymphatiques qui semblent dilatés. Lorsque cette accumulation lymphatique atteint des ni...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Bleu Patente V sodique (Guerbet)	Guerbet. Villepinte, France		2.5 g/100 mL
Buprenorphine (Bupaq)	Richter Pharma. Wels, Austria	0820645AA	3 mg/10 mL
Fluobeam	Fluoptics. Grenoble, France		Fluorescence imaging
IBM SPSS software	IBM	version 21.0
Indocyanine green (Verdye, Diagnostic Green GmbH)	Diagnostic Green GmbH. Aschheim-Dornach, Germany		5 mg/mL
Ketorolaco  (Normon)	Normon, S.A. Madrid, Spain	T01H	30 mg/mL
Microsoft Excel	Microsoft	version 16.66.1
Midazolam (Normon)	Normon, S.A. Madrid, Spain	T35M	15 mg/3 mL
Pentero 800 microscope, fluorescence module	Carl Zeiss Meditec AG. Goeschwitzer Strasse 51-52. Jena, Germany	302581-9245-000
Potassium chloride (Braun)	B.Braun. Barcelona, Spain	19262010	20 mmol/10 mL
Propofol (Propomitor, Orion Pharma)	Orion Pharma. Spoo, Finland	20R039B	200 mg/20 mL
RÜSCH endotracheal tubes	Teleflex Medical IDA Business and Technology Park. Athione, Ireland.	12CE 12	Size Tube 4.0 I.D. mm
Sevoflurano (SevoFlo, Zoetis)	Zoetis Belgium. Luvain-la-Neuve, Belgium	6093559	1000 mg/g (250 mL)
Tramadol (Normon)	Normon, S.A. Madrid, Spain	T08U	100 mg/2 mL