Surveillance et modulation en temps réel de la pression artérielle dans un modèle d’AVC ischémique chez le lapin

Résumé

L’enregistrement continu de la pression artérielle permet d’étudier les impacts de divers paramètres hémodynamiques. Ce rapport démontre l’application de la surveillance continue de la pression artérielle dans un modèle animal de grand modèle d’AVC ischémique pour la détermination de la physiopathologie de l’AVC, l’impact de différents facteurs hémodynamiques et l’évaluation de nouvelles approches de traitement.

Résumé

Le contrôle de la pression artérielle, en termes de valeurs absolues et de variabilité, affecte les résultats chez les patients victimes d’un AVC ischémique. Cependant, il demeure difficile d’identifier les mécanismes qui mènent à de mauvais résultats ou d’évaluer les mesures par lesquelles ces effets peuvent être atténués en raison des limites prohibitives inhérentes aux données humaines. Dans de tels cas, des modèles animaux peuvent être utilisés pour effectuer des évaluations rigoureuses et reproductibles des maladies. Nous rapportons ici le raffinement d’un modèle précédemment décrit d’AVC ischémique chez le lapin qui est complété par un enregistrement continu de la pression artérielle pour évaluer les impacts de la modulation sur la pression artérielle. Sous anesthésie générale, les artères fémorales sont exposées par des incisions chirurgicales pour placer les gaines artérielles bilatéralement. Sous la visualisation fluoroscopique et le guidage de la feuille de route, un microcathéter est avancé dans une artère de la circulation postérieure du cerveau. Une angiographie est réalisée en injectant l’artère vertébrale controlatérale pour confirmer l’occlusion de l’artère cible. Le cathéter occlusif restant en position pendant une durée déterminée, la pression artérielle est enregistrée en continu pour permettre un titrage serré des manipulations de la pression artérielle, que ce soit par des moyens mécaniques ou pharmacologiques. À la fin de l’intervalle d’occlusion, le microcathéter est retiré et l’animal est maintenu sous anesthésie générale pendant une durée prescrite de reperfusion. Pour les études aiguës, l’animal est ensuite euthanasié et décapité. Le cerveau est récolté et traité pour mesurer le volume de l’infarctus sous microscopie optique et ensuite évalué avec diverses taches histopathologiques ou une analyse transcriptomique spatiale. Ce protocole fournit un modèle reproductible qui peut être utilisé pour des études précliniques plus approfondies sur les effets des paramètres de pression artérielle pendant l’AVC ischémique. Il facilite également l’évaluation préclinique efficace de nouvelles interventions neuroprotectrices qui pourraient améliorer les soins aux patients victimes d’un AVC ischémique.

Introduction

L’AVC ischémique (IS) est l’une des principales causes de décès et d’invalidité de longue durée dans le monde, et sa prévalence devrait augmenter à mesure que la société vieillit¹. Bien que des progrès substantiels aient été réalisés dans les interventions aiguës et les stratégies de prévention secondaire, les traitements neuroprotecteurs d’appoint n’ont pas suivi rapidement 2,3,4,5,6,7. D’autres recherches sont nécessaires sur la pathobiologie de l’AVC parce que les mécanismes par lesquels les thérapies peuvent ou non s’avérer efficaces sont mal compris. Cela est dû en grande partie à la nature hétérogène de la population de patients victimes d’un AVC, dont beaucoup présentent de nombreuses comorbidités qui confondent l’analyse¹. L’un des facteurs qui expliquent les limites de la recherche est l’absence de données sur les tissus - l’étalon-or de la recherche biomédicale - en raison de la morbidité prohibitive de l’échantillonnage de tissus du système nerveux central humain. Plus précisément, le prélèvement de tissu vasculaire chez un humain vivant provoquerait un accident vasculaire cérébral, de sorte que le tissu vasculaire n’est généralement obtenu qu’à l’autopsie, ce qui est sous-représentatif de la population générale et penche vers une maladie plus avancée chez les patients âgés avec des diagnostics concomitants.

Dans de tels cas, lorsque suffisamment de données humaines ne peuvent pas être utilisées, les modèles animaux peuvent combler les lacunes en matière de données. Les modèles de grands animaux d’AVC sont limités car la plupart des grands animaux utilisés dans la recherche sont des ongulés ayant une maladie qui empêche l’accès endovasculaire direct aux artères cérébrales^{8,9,10,11,12,13,14,15,16,17}. Les lapins ont une longue histoire d’utilisation pour l’investigation des maladies cardiovasculaires, y compris les pathologies intracrâniennes 8,9,10,11,12,13,14,15,16,17. Les lapins présentent un modèle idéal pour les maladies cérébrovasculaires parce qu’ils sont assez grands pour le cathétérisme endovasculaire et n’ont pas le rete mirabile qui empêche l’accès intracrânien chez d’autres grands mammifères 9,15,16,17. Ils ont déjà été utilisés spécifiquement pour l’investigation de l’IS par occlusion précise et bien contrôlée d’une artère intracrânienne avec un microcathéter¹⁸.

Le contrôle de la pression artérielle (PA), à la fois par modulation de la PA absolue ou de la variabilité de la PA (VPP), le degré auquel la PA artérielle fluctue autour d’une PA moyenne, est une cible thérapeutique potentielle émergente pour les patients IS après des rapports de résultats pires chez ceux dont la PA ou le VPP mal contrôlé est de 19,20,21,22 . L’étude mécaniste sur la façon dont les changements conduisent à de mauvais résultats chez les patients IS fait défaut. Cela est dû en partie à la difficulté d’obtenir des données au niveau tissulaire et d’effectuer des analyses bien contrôlées chez l’homme. Pour tester les interventions qui modulent la PA ou le VPP, des modèles animaux doivent être utilisés pour surmonter ces limitations. Ce rapport décrit l’appariement réussi d’un modèle de SI chez le lapin précédemment validé en utilisant une occlusion contrôlée de l’artère cérébrale postérieure en conjonction avec une mesure intra-artérielle continue de la PA¹⁸. La méthode présentée ici améliore les approches précédentes de la physiopathologie de l’AVC en appliquant un modèle d’AVC validé et reproductible à un système dans lequel une mesure et un contrôle précis de la PA peuvent être obtenus. Dans ce modèle affiné, la charge de l’infarctus peut être évaluée avec une coloration histopathologique post-procédurale du cerveau récolté, qui se prête également à diverses taches et à des analyses plus avancées telles que la transcriptomique spatiale. De plus, l’artère de circulation postérieure obstruée peut également être choisie pour être évaluée pour l’analyse de la morbidité après des procédures de survie.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocole

Ce protocole est approuvé par l’Institutional Animal Care and Use Committee (University of Utah IACUC Protocol Number 21-09021). Les lapins blancs matures de Nouvelle-Zélande sont obtenus auprès de vendeurs commerciaux.

1. Acquisition d’animaux

1. Acclimater les animaux pendant la durée requise après l’arrivée selon le protocole institutionnel, en hébergeant socialement les animaux dans un vivarium avec des régimes standard de chow. La période d’acclimatation à notre établissement est de 2 semaines.

2. Anesthésie et surveillance

1. Induire une anesthésie endotrachéale générale avec injection intramusculaire de buprénorphine (0,03 mg / kg) suivie environ 30 minutes plus tard avec une injection intramusculaire de kétamine (25-35 mg / kg) et de xylazine (3 mg / kg). Maintenir l’anesthésie avec 1% -5% d’isoflurane dans de l’oxygène administré par un tube endotrachéal. Pendant l’induction, utilisez 100% FiO 2, puis titrez jusqu’à la FiO 2 la plus basse qui maintient une SpO₂ à 100%.
   REMARQUE: Une anesthésie ininterrompue est nécessaire pour empêcher le mouvement de l’animal afin que l’AVC soit la seule perturbation du processus d’induction de l’AVC. Cela empêche également les pics de PA qui résulteraient d’une agitation qui pourrait résulter d’une anesthésie inadéquate. Une oxygénation constante est également importante à contrôler pour obtenir des accidents vasculaires cérébraux comparables. Ces mesures sont toutes prises en compte dans les résultats représentatifs décrits ci-dessous.
2. Confirmez une profondeur d’anesthésie adéquate en appliquant des stimuli nocifs à l’orteil. Appliquez une pommade oculaire vétérinaire sur les yeux pour prévenir la sécheresse.
3. Surveiller la saturation en oxygène à l’aide d’un oxymètre de pouls placé sur l’oreille. Obtenir un accès intraveineux avec un angiocathéter dans une veine auriculaire. Assurez-vous qu’il est fixé avec une suture ou un pansement adhésif transparent. Pour atténuer le vasospasme, placez 0,25 pouce de nitroglycérine transdermique à l’intérieur de l’oreille après l’induction de l’anesthésie.
4. Fournir aux fluides d’entretien une solution saline normale à raison de 1 cc/kg/h. Placez une sonde de température œsophagienne pour surveiller la température corporelle. Maintenir la normothermie (33-37 °C) au besoin avec des couvertures chauffantes placées sous l’animal.

3. Préparation chirurgicale

1. Placez le lapin en décubitus dorsal sur une table d’opération compatible avec la fluoroscopie. Étendez la tête car elle optimise le positionnement pour les vues angiographiques ultérieures. Les lapins ont des artères extrêmement sensibles sujettes au vasospasme après l’instrumentation.
2. Enlevez la fourrure des deux régions inguinaux à l’aide de tondeuses électriques. Ensuite, palper les impulsions artérielles fémorales bilatérales pour confirmer une clairance adéquate en coupant bilatéralement. Préparez la peau avec des gommages de chlorhexidine et d’alcool, puis drapez la peau de la manière stérile habituelle.
3. Administrer une anesthésie locale en injectant par voie sous-cutanée 2 mL de lidocaïne à 1 % dans les régions inguinales bilatérales. Faites une incision chirurgicale de 5 cm avec une lame numéro 10 à l’endroit où la lidocaïne a été injectée. Utilisez un curage contondant pour exposer le faisceau neurovasculaire (figure 1A). Si nécessaire, étendez l’incision pour exposer adéquatement un segment artériel suffisamment grand pour y accéder.
4. Lors de l’isolement du faisceau neurovasculaire, gouttez plusieurs gouttes de lidocaïne à 1% sur l’artère pour prévenir le vasospasme. Séparez doucement l’artère de la veine et du nerf adjacent à l’aide d’une pince. Identifier l’artère par l’aspect caractéristique de sa paroi musculaire par rapport aux parois minces de la veine. L’artère aura un sang plus brillant, tandis que la veine contiendra du sang plus foncé.

4. Accès artériel

1. Une fois l’artère isolée, passez la pince à angle droit sous le vaisseau. Saisissez deux boucles de vaisseau avec l’instrument et passez-les doucement sous l’artère. Placer un à chacune des extrémités amont et aval du navire exposé.
2. Soumettre l’artère à une traction douce en tirant les boucles du vaisseau. À ce stade, inspectez le vaisseau à la recherche de tissu résiduel et retirez-le par dissection douce (figure 1B). Cela augmente les chances de réussite de l’accès.
3. Utilisez un angiocathéter de 22 G pour y accéder. Avancez légèrement le cathéter lui-même sur l’aiguille interne, car celle-ci colle souvent lorsqu’elle est complètement assise et peut déloger l’appareil lors des tentatives d’accès.
4. Après avoir disséqué le vaisseau et préparé l’angiocathéter, égoutter à nouveau de la lidocaïne sur le vaisseau. L’artère se dilatera visiblement, ce qui augmente les chances d’accès réussi et de placement d’une gaine en utilisant la technique Seldinger.
5. Appliquez une traction douce sur la boucle du navire en aval pour engorger l’artère en réduisant le débit sortant. Cela stabilise également le navire pour la tentative d’accès. Avancez lentement l’aiguille de l’angiocathéter au milieu du segment artériel exposé (figure 1C). Lorsqu’un éclair de sang est observé dans l’angiocathéter et la chambre à son moyeu, faites avancer le cathéter sur l’aiguille dans la lumière artérielle.
6. Si la tentative d’accès échoue, obtenir une hémostase en appliquant une traction sur la boucle du vaisseau en amont. Rincez l’angiocathéter avec une solution saline et replacez-le sur son aiguille introductrice pour d’autres tentatives.
7. Lorsque l’angiocathéter est placé avec succès dans le vaisseau jusqu’à son moyeu, avancer un microfil Cope à travers la lumière de l’angiocathéter et dans l’aorte (Figure 1D). Retirez l’angiocathéter sur le fil et remplacez-le par une gaine hydrophile mince 5 Français (Figure 1E).
8. Confirmez le retour du sang artériel par la tubulure de l’arme de poing en ouvrant la valve à trois voies. Rincer la gaine avec une solution saline à 0,9 % et verrouiller la valve fermée pendant le rinçage.
9. Fixez le moyeu de gaine à la peau adjacente avec une suture de soie supplémentaire 3-0. Répétez ce processus pour l’artère fémorale controlatérale. Pour obtenir une efficacité plus élevée, deux opérateurs peuvent travailler simultanément tout en se concentrant sur une artère chacun.

5. Angiographie cervico-cérébrale et accès intracrânien

1. Sous visualisation fluoroscopique, avancer un cathéter de glissement français 4 sur un fil glissant de 0,035 pouce inséré à travers la gaine fémorale gauche. Placez l’extrémité du cathéter glissé dans l’artère vertébrale gauche proximale. Retirez le fil et rincez le cathéter avec une solution saline héparinée à 0,9%.
2. Effectuer une angiographie en injectant manuellement l’artère vertébrale gauche avec un contraste iodé sous faible grossissement pour visualiser toute la tête et le cou (Figure 2A). Modulez l’injection de la solution de contraste en commençant par une injection basse pression qui va crescendos pour visualiser l’ensemble du système vasculaire.
   REMARQUE: Une injection suffisante pour visualiser le reflux dans l’artère vertébrale droite est nécessaire, car cette image angiographique sera utilisée pour guider efficacement la feuille de route afin de sélectionner efficacement la bonne artère vertébrale. Une injection douce est nécessaire pour minimiser le vasospasme ou les blessures plus profondes. De plus, une force ou un volume excessif peut induire un mouvement transitoire de l’animal, même sous anesthésie profonde.
3. Pour l’injection vertébrale gauche, injecter 50% de contraste dilué dans une solution saline normale avec un crescendo doux provenant d’une seringue de 3 cc. L’injection de 1-2 cc du contraste dilué est généralement suffisante. Déterminer la quantité adéquate d’injection en vérifiant le reflux dans l’artère vertébrale droite et dans l’artère sous-clavière droite. Lors de cette injection, notez également les artères cérébrales postérieures et cérébelleuses supérieures, dont l’une sera la cible à occlure avec le microcathéter.
4. Préparez un microcathéter français dirigé vers le flux 2.4 avec un microfil de 0,010 pouce. Faites une forme de C sur la pointe du microfil. Sous la direction de la feuille de route, faire avancer le microcathéter à l’intérieur d’un cathéter à glissement 4 français à travers la gaine fémorale droite et sur le fil dans l’artère vertébrale droite. En raison de la propension au vasospasme induit par le cathéter, minimisez le temps de manipulation de l’appareil et le nombre de tentatives de cathéter effectuées.
5. Faites avancer le microcathéter à travers le segment cervical de l’artère vertébrale droite. Pour passer au mieux le virage serré du segment V2 au segment V3, avancez le microcathéter seul pendant que le microfil est de retour proximal à son extrémité. Diriger avec le microfil à ce stade entraînera souvent la sélection de petites branches latérales de l’artère vertébrale et peut être la source d’un vasospasme important.
6. Après avoir passé le virage brusque de V2 à V3, le microcathéter passe souvent facilement à l’artère basilaire proximale. À ce stade, avancez le microfil et sélectionnez les artères cérébrales postérieures ou cérébelleuses supérieures souhaitées. Les injections de microcathéter ne sont pas conseillées étant donné la nature fragile des artères intracrâniennes.
7. Faites avancer le microcathéter sur le microfil dans l’artère cible. Choisissez une position proximale car il est généralement plus sûr dans la partie postérieure de communiquer en raison de son angulation à son origine. Une position plus profonde est possible dans l’artère cérébelleuse supérieure (Figure 2B).
8. Répétez l’angiographie en injectant le cathéter de l’artère vertébrale gauche avec un fort grossissement au-dessus de la tête pour confirmer l’occlusion de l’artère cible (Figure 2B-C). Pour une imagerie optimale, injectez un contraste complet dans la seringue de 3 cc. En règle générale, pas plus de 1 cc sera nécessaire pour une opacification adéquate de toutes les artères intracrâniennes.
9. Retirez délicatement le microfil du microcathéter sous visualisation fluoroscopique pour confirmer une position stable. Placez un robinet d’arrêt sur le moyeu du microcathéter et fermez le robinet d’arrêt pour empêcher la perte de sang due au flux sanguin rétrograde. Retirez le cathéter vertébral gauche pour rendre disponible la gaine d’accès fémoral gauche.
10. Au cours de la période d’occlusion qui s’ensuit, acquérir des images fluoroscopiques intermittentes pour confirmer une position stable du microcathéter occlusif. Les résultats des périodes d’occlusion de l’artère cérébrale postérieure allant de 60 à 240 minutes ont été publiés précédemment¹⁸.

6. Mesure et modulation de la pression artérielle

1. Alors qu’un site d’accès fémoral est utilisé pour le microcathéter intracrânien occlusif, utilisez la gaine controlatérale pour la mesure de la PA.
2. Enregistrez les lectures artérielles continues de PA avec un capteur piézorésistif de calibre 3 français, placé à travers une gaine fémorale et avancé jusqu’à ce que l’extrémité du capteur soit dans l’aorte thoracique inférieure. Connectez ce capteur au matériel d’acquisition de données et visualisez les pressions mesurées avec son logiciel associé. Observez la PA dans la fenêtre de visualisation de la pression. Les enregistrements BP peuvent être exportés dans une feuille de calcul pour visualisation dans le logiciel de statistiques.
3. Alternativement, si une manipulation mécanique de la PA est souhaitée à l’aide d’un cathéter à ballonnet, avancer un cathéter à ballonnet de Fogarty de 4 français de 5 mm à travers la gaine fémorale disponible. Placez le ballonnet dans l’aorte infrarénale. Utilisez la lumière interne de 0,025 pouce pour le traçage de pression afin de surveiller en permanence la PA en amont du ballonnet et le diamètre 4 français du ballon pour une deuxième ligne de traçage de la pression artérielle à connecter à la gaine pour une surveillance continue de la PA en aval du ballon.

7. Euthanasie et prélèvement de tissus

1. Retirez le microcathéter occlusif après 3 h, puis poursuivez la mesure et la modulation artérielle de la PA pendant la période supplémentaire souhaitée. Une période de récupération standard de 3 h est utilisée pour visualiser un infarctus terminé sur l’histologie ultérieure.
2. Après avoir terminé les temps d’occlusion et de récupération prescrits, assurez-vous que l’animal est dans un plan chirurgical d’anesthésie et pratiquez l’euthanasie (fixation de perfusion avec une solution tamponnée au phosphate, suivie d’une décapitation après confirmation de l’absence d’activité cardiaque). Alternativement, effectuez une fixation de perfusion en perfusant du perfusat à travers une gaine fémorale, puis en transectant une veine jugulaire, la veine cave inférieure ou l’oreillette droite.
   REMARQUE : La perfusion peut être préférable pour certaines analyses post-mortem, car l’expression génique ou les valeurs des biomarqueurs peuvent être affectées par la solution. Les deux techniques ont été réalisées avec succès par notre groupe.
3. Dans les procédures aiguës avec prélèvement immédiat du cerveau, confirmez l’euthanasie et décapitez l’animal. Enlevez le calvarium de manière fragmentaire avec des rongeurs, en commençant par la crête occipitale et en travaillant antérieurement jusqu’à ce que le cerveau puisse être récolté intact. Placez le cerveau dans une solution de formol ou de température de coupe optimale et congelez, selon le type d’analyse tissulaire souhaité.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Résultats

Dans les expériences initiales avec ce modèle, notre groupe a réussi à obtenir le résultat souhaité d’une occlusion de l’artère cérébrale postérieure ou cérébelleuse supérieure chez 12 animaux sur 14 (85,7%). Pour l’expérience, sept mâles et sept femelles ont été étudiés. Le poids moyen des animaux était de 3,6 kg (± 0,46 kg). Chez les deux animaux chez lesquels le succès n’a pas été atteint, le vasospasme profond induit par le cathéter a empêché un accès sûr à la circulation intracr...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

Des progrès substantiels ont été réalisés dans la gestion des SI, en particulier compte tenu des progrès réalisés dans les stratégies d’intervention aiguë et de prévention secondaire. Cependant, davantage de travail peut être fait pour améliorer les soins aux patients IS . Les progrès limités dans d’autres aspects du traitement des SI, en particulier dans le domaine de la neuroprotection, résultent probablement des limites de la compréhension physiopathologique des processus mécanistes au niveau tis...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
3-0 Silk Suture	Ethicon	A184H
Buprenorphine	Sigma-Aldrich	B9275
Catheter	Terumo	CG415	4F glide catheter
Endovascular Pressure Sensor	Millar	SPR-524
Euthasol	Virbac	PVS111
Guidewire	Terumo	GR1804
Iohexol	ThermoFisher	466651000	Iodinated Contrast
Ketamine	Biorbyt	orb61131
LabChart Software	ADInstruments
Lidocaine	Spectrum	LI102
Microcatheter	Medtronic	EV3 105-5056	Marathon Microcatheter
Microwire	Medtronic	EV3 103-0608	Mirage Microwire
PowerLab	ADInstruments
Rabbit Brain 2mm Coronal Cutting Matrix	Ted Pella	15026
Saline	FisherScientific	23-535435
Sheath	Merit Medical	PSI-5F-11
Xylazine	ThermoFisher	J61430.14