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Dans cet article

  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Des soins et un entretien appropriés sont essentiels pour qu’un dispositif de lésion de percussion de fluide latéral (LFPI) fonctionne de manière fiable. Ici, nous montrons comment nettoyer, remplir et assembler correctement un appareil LFPI, et nous assurer qu’il est correctement entretenu pour des résultats optimaux.

Résumé

Les traumatismes crâniens (TCC) représentent environ 2,5 millions de visites à l’urgence et d’hospitalisations chaque année et constituent l’une des principales causes de décès et d’invalidité chez les enfants et les jeunes adultes. Le TCC est causé par une force soudaine appliquée à la tête et, pour mieux comprendre le TCC humain et ses mécanismes sous-jacents, des modèles expérimentaux de blessures sont nécessaires. La lésion par percussion de fluide latéral (LFPI) est un modèle de blessure couramment utilisé en raison des similitudes dans les changements pathologiques observés dans le TCC humain par rapport au LFPI, y compris les hémorragies, les perturbations vasculaires, les déficits neurologiques et la perte de neurones. LFPI utilise un pendule et un cylindre rempli de liquide, ce dernier ayant un piston mobile à une extrémité, et une connexion de verrouillage Luer à un tube rigide rempli de liquide à l’autre extrémité. La préparation de l’animal consiste à effectuer une craniectomie et à fixer un moyeu Luer sur le site. Le lendemain, le tube du dispositif de blessure est connecté au moyeu Luer sur le crâne de l’animal et le pendule est levé à une hauteur spécifiée et relâché. L’impact du pendule avec le piston génère une impulsion de pression qui est transmise à la dure-mère intacte de l’animal via le tube et produit le TBI expérimental. Des soins et une maintenance appropriés sont essentiels pour que l’appareil LFPI fonctionne de manière fiable, car le caractère et la gravité de la blessure peuvent varier considérablement en fonction de l’état de l’appareil. Ici, nous montrons comment nettoyer, remplir et assembler correctement le dispositif LFPI et nous assurer qu’il est correctement entretenu pour des résultats optimaux.

Introduction

La lésion cérébrale traumatique (TCC) est causée par une force soudaine appliquée à la tête. À la suite de blessures primaires résultant de l’impact physique, les survivants d’un traumatisme crânien subissent souvent des blessures secondaires, y compris des déficits cognitifs et des dysfonctionnements neurologiques associés à des réponses physiologiques à la blessure initiale1. On estime qu’environ 69 millions de personnes dans le monde souffrent de TCC chaque année2. Rien qu’aux États-Unis, environ 2,5 millions de visites et d’hospitalisations liées à un TCC se produisent chaque année, ce qui fait des traumatismes crâniens l’une des principales causes d’invalidité et de décès chez les enfants et les jeunes adultes3. Les TCC peuvent être classés comme légers, modérés ou graves, les traumatismes crâniens légers (TCL) représentant environ 70 % à 90 % des cas de TCC4. La pathologie histologique et cognitive du TCC peut survenir dans les minutes à quelques heures suivant la blessure, et les effets du TCC peuvent persister pendant des mois, voire des années, après les dommages initiaux5.

L’élaboration de modèles expérimentaux a joué un rôle déterminant dans la compréhension des effets et des mécanismes sous-jacents des traumatismes crâniens. L’un de ces modèles, la lésion par percussion de fluide latéral (LFPI), est couramment utilisé pour évaluer le TCC in vivo. LFPI reproduit étroitement les pathologies associées aux TCC humains, notamment les perturbations vasculaires, les hémorragies, les pertes neuronales, l’inflammation, la gliose et les perturbations moléculaires 6,7,8. La technique LFPI est utilisée pour un ensemble diversifié d’applications expérimentales, y compris la modélisation des traumatismes crâniens pédiatriques, ainsi que des maladies neurodégénératives chroniques, telles que l’encéphalopathie traumatique chronique 9,10. L’IPFT est une méthode bien définie et reproductible de TCC expérimental qui permet d’ajuster la gravité de la blessure11. Le dispositif LFPI comporte plusieurs composants importants, notamment : un pendule muni d’un marteau lesté, un piston, un cylindre rempli de liquide, un transducteur de pression, un oscilloscope numérique et un petit tube à l’extrémité du cylindre muni d’un verrou Luer qui se fixe à un moyeu sur le crâne de l’animal (figure 1). LFPI fonctionne en balançant le pendule dans le piston, créant une vague de pression à travers le fluide (eau désionisée dégazée ou solution saline) dans le cerveau de l’animal attaché; cela augmente la pression intracrânienne, reproduisant ainsi les caractéristiques mécaniques et les changements biologiques du TBI12. De plus, les animaux utilisés dans les expériences LFPI subissent une craniectomie afin d’exposer le cerveau à l’impact de la pression du fluide de l’appareil.

Une maintenance et une surveillance de routine sont nécessaires pour s’assurer que le dispositif LFPI fonctionne correctement. Les méthodes suivantes sont essentielles pour prévenir l’introduction de bulles d’air contaminantes dans l’appareil. Ici, nous démontrons des méthodes pour nettoyer, remplir et assembler correctement le dispositif LFPI. Nous discuterons également des sorties de l’oscilloscope et des temps de redressement de la souris comme moyens de confirmer la viabilité du LFPI.

Protocole

1. Nettoyage de la bouteille LFPI

  1. Détachez délicatement les seringues attachées au boîtier et à l’orifice de remplissage du transducteur, ainsi que le câble connecté au transducteur de pression (voir la figure 1 pour un schéma des composants du dispositif de blessure).
  2. Tout en faisant attention à ne pas laisser tomber le cylindre, dévissez les poignées à l’arrière de l’appareil des pinces de cylindre pour libérer le cylindre.
  3. Retirez le piston à l’extrémité du cylindre, du transducteur, du boîtier du transducteur et des joints toriques du piston.
  4. Vidangez le liquide hors du cylindre.
  5. Ajouter un détergent doux, tel qu’un détergent à vaisselle, dans le cylindre et frotter légèrement à l’aide d’un plat ou d’une brosseà bouteille 13.
  6. Pour vous assurer que tout le détergent est rincé, remplissez complètement le cylindre d’eau et rincez abondamment.

2. Dégazage du fluide utilisé pour remplir la bouteille

  1. Utilisez une pompe à vide pour dégazer le fluide avant de remplir le cylindre afin d’éviter la formation de nouvelles bulles et d’absorber les bulles existantes.
    REMARQUE : Environ 1,5 L de liquide sera nécessaire pour remplir la bouteille, bien que le dégazage d’environ 2 L laissera une petite quantité pour remplacer tout liquide perdu pendant l’utilisation et les essais.
    REMARQUE: Les aspirateurs domestiques sont trop faibles pour dégazer efficacement le fluide. Le vide doit pouvoir produire une pression de 25 à 28 inHg.
  2. Ajouter une barre d’agitation au liquide et placer le récipient de liquide sur une plaque d’agitation. L’agitation du fluide pendant le processus de dégazage aide à stimuler le bullement et la libération de gaz. L’agitation empêche également une augmentation soudaine importante du bouillonnement.
    NOTE: Le processus de dégazage devrait être terminé lorsque très peu de bulles sont produites; Cela se produit après environ 45 minutes.

3. Remontage du dispositif LFPI

  1. Appliquez une fine couche de vaseline sur le piston du piston.
  2. Fixez le piston du piston dont le piston dépasse d’environ 32 mm du cylindre14.
    REMARQUE: L’air est fréquemment piégé au piston avant le joint torique principal. Pour vous débarrasser de cet excès d’air, tournez le piston tout en le déplaçant vers l’intérieur et vers l’extérieur pour extraire l’air de cet espace.
  3. Appliquez également une fine couche de vaseline sur les autres joints toriques et fixez-les au cylindre, à l’exception du joint torique sur l’orifice de remplissage.
  4. Enroulez deux fois le ruban téflon autour des filetages du transducteur.

4. Remplissage du dispositif LFPI et fixation à la base

  1. Connectez une seringue de 10 ml remplie de liquide dégazé et exempte de bulles d’air au moyeu de verrouillage Luer sur le boîtier du transducteur.
  2. Tenez le transducteur avec l’extrémité filetée pointant vers le haut et remplissez complètement le puits à l’intérieur de la région filetée du transducteur avec le liquide dégazé à l’aide d’une seringue de 10 mL. Le but ici est de bien remplir le transducteur sans introduire de bulles d’air. Veillez à ne pas endommager la membrane délicate au fond du puits transducteur.
  3. Avec le cylindre placé à un angle pour empêcher l’air de pénétrer à nouveau dans le boîtier du transducteur, fixez le boîtier du transducteur au cylindre13 et utilisez une clé pour le serrer solidement.
  4. Retirez le bouchon de l’orifice de remplissage et de la bouteille une fois que le liquide dégazé atteint environ 2/3 de la capacité de la bouteille.
  5. Placez le cylindre horizontalement et finissez de remplir le cylindre avec du liquide dégazé.
    REMARQUE: Pour éviter la formation de bulles d’air, il est recommandé de verser le liquide lentement14.
  6. Replacez le bouchon au niveau de l’orifice de remplissage et fermez tous les robinets d’arrêt.
  7. Manipulez le cylindre pour faire fonctionner les bulles d’air vers le portde remplissage 14.
  8. Ouvrez le robinet d’arrêt sur l’orifice de remplissage et injectez du liquide à l’aide de la seringue sur le boîtier du transducteur pour forcer les bulles d’air hors de l’orifice14.
  9. Inspectez l’ensemble de l’appareil et assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air.
  10. Ajouter une seringue de 10 ml remplie de liquide dégazé au moyeu de verrouillage Luer sur le bouchon de remplissage.
  11. Refixez le cylindre à la base à l’aide des vis à main.
  12. Assurez-vous que le cylindre est horizontal et aligné avec le centre du marteau lesté sur le pendule.

Résultats

Nous avons testé les effets de la contamination par des bulles d’air dans un dispositif LFPI sur la formation de formes d’onde. Nous avons injecté des bulles d’air dans l’appareil et comparé les sorties de l’oscilloscope avec les données de l’oscilloscope collectées à partir d’un appareil LFPI non contaminé. Les conditions étaient les suivantes : non contaminé, injection de 5 mL d’air, injection de 10 mL d’air et injection de 15 mL d’air. Nous avons maintenu le pendule à une hauteur constant...

Discussion

Les techniques décrites ci-dessus montrent comment entretenir correctement un appareil LFPI. Un nettoyage et une surveillance de routine sont nécessaires pour que l’appareil LFPI fonctionne correctement et de manière fiable. De plus, en raison de la nature invasive de la procédure LFPI, il est impératif que le dispositif soit nettoyé à fond pour prévenir l’infection des animaux de laboratoire.

Éviter la formation de bulles d’air dans l’appareil est crucial pour obtenir des bl...

Déclarations de divulgation

Aucun conflit d’intérêts déclaré.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier Custom Design & Fabrication Inc. pour leur assistance technique et leur soutien. Ce travail a été financé par les subventions R01NS120099-01A1 et R37HD059288-19 des National Institutes of Health.

matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
2 - 10 mL syringes with Luer lock capabilityEnsures that needle is secure and reduces possible leaks of fluid 
Degassed fluidHelps to reduce air bubble formation during injury procedure
Fluid Percussion Injury (FPI) device (Model 01-B)Custom Designs & Fabrications Inc.N/AInjury device used to model TBI in rodents
Mild detergentAllows to thoroughly clean the LFPI cylinder 
Petroleum JellyUsed as a water-repellent and protects LFPI device form rust
Teflon tapeHelps with tight seal of pipe joints on the LFPI device
*Materials other than the LFPI device can be purchased from any reliable company.

Références

  1. Centers for Disease Control and Prevention. Surveillance Report of Traumatic Brain Injury-related Emergency Department Visits, Hospitalizations, and Deaths. Centers for Disease Control and Prevention, U.S. Department of Health and Human Services. , (2014).
  2. Dewan, M. C. Estimating the global incidence of traumatic brain injury. Journal of Neurosurgery. 130 (4), 1080-1097 (2018).
  3. National Center for Injury Prevention and Control; Division of Unintentional Injury Prevention. . Traumatic Brain Injury in the United States: Epidemiology and Rehabilitation. , (2015).
  4. Holm, L., Cassidy, J. D., Carroll, L. J., Borg, J. Summary of the WHO Collaborating Centre for neurotrauma task force on mild traumatic brain injury. Journal of Rehabilitation Medicine. 37 (3), 137-141 (2005).
  5. Pavlovic, D., Pekic, S., Stojanovic, M., Popovic, V. Traumatic brain injury: neuropathological, neurocognitive and neurobehavioral sequelae. Pituitary. 22 (3), 270-282 (2019).
  6. Dixon, C. E. A fluid percussion model of experimental brain injury in the rat. Journal of Neurosurgery. 67 (1), 110-119 (1987).
  7. McIntosh, T. K. Traumatic brain injury in the rat: characterization of a lateral fluid-percussion model. Neuroscience. 28 (1), 233-244 (1989).
  8. Ma, X., Aravind, A., Pfister, B. J., Chandra, N., Haorah, J. Animal models of traumatic brain injury and assessment of injury severity. Molecular Neurobiology. 56 (8), 5332-5345 (2019).
  9. Nwafor, D. C. Pediatric traumatic brain injury: an update on preclinical models, clinical biomarkers, and the implications of cerebrovascular dysfunction. Journal of Central Nervous System Disease. 14, (2022).
  10. Turner, R. C. Modeling chronic traumatic encephalopathy: the way forward for future discovery. Frontiers in Neurology. 6, 223 (2015).
  11. Petersen, A., Soderstrom, M., Saha, B., Sharma, P. Animal models of traumatic brain injury: a review of pathophysiology to biomarkers and treatments. Experimental Brain Research. 239 (10), 2939-2950 (2021).
  12. Sullivan, H. G. Fluid-percussion model of mechanical brain injury in the cat. Journal of Neurosurgery. 45 (5), 521-534 (1976).
  13. Pernici, C. D. Longitudinal optical imaging technique to visualize progressive axonal damage after brain injury in mice reveals responses to different minocycline treatments. Scientific Reports. 10, 7815-78 (2020).

Réimpressions et Autorisations

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