Un essai biologique in vivo à haute résolution sur l’hydratation du pollen à grain unique pour Arabidopsis thaliana

Résumé

Une méthode améliorée pour mesurer les profils d’hydratation du pollen chez Arabidopsis thaliana est décrite ici. La nouvelle méthode offre une résolution plus élevée, est non invasive et est hautement reproductible. Le protocole représente un nouvel outil pour une dissection plus fine des processus qui régulent les premiers stades de la pollinisation.

Résumé

La reproduction sexuée chez les plantes à fleurs nécessite une interaction initiale entre le grain de pollen et la surface stigmatique, où un dialogue moléculaire est établi entre les partenaires en interaction. Des études portant sur diverses espèces ont révélé qu’une série de points de contrôle moléculaires régulent l’interaction pollen-stigmate pour s’assurer que seul le pollen compatible, généralement intraspécifique, réussit à effectuer la fécondation. Chez les espèces qui possèdent un « stigmate sec », comme la plante modèle Arabidopsis thaliana, le premier point de contrôle de compatibilité prézygote post-pollinisation est l’établissement de l’hydratation du pollen.

Cette phase de pollinisation est étroitement réglementée, les signaux du grain de pollen suscitant la libération d’eau du stigmate, permettant ainsi l’hydratation du pollen. La capacité de mesurer et de suivre avec précision l’hydratation du pollen au fil du temps est essentielle à la conception d’expériences visant à comprendre la régulation de cette étape critique de la reproduction. Les protocoles publiés utilisent fréquemment des fleurs qui ont été excisées de la plante mère, maintenues sur des milieux liquides ou solides et pollinisées en vrac.

Cet article décrit un essai biologique de pollinisation in vivo non invasif qui permet un suivi minute par minute de l’hydratation des grains de pollen individuels d’A. thaliana à haute résolution. Le test est hautement reproductible, capable de détecter des variations très subtiles des profils d’hydratation du pollen, et convient donc à l’analyse des mutants qui affectent les voies régulant la pollinisation. Bien que le protocole soit plus long que ceux décrits pour les pollinisations en vrac, la précision et la reproductibilité qu’il fournit, ainsi que sa nature in vivo , le rendent idéal pour la dissection détaillée des phénotypes de pollinisation.

Introduction

La reproduction sexuée réussie chez les angiospermes repose généralement sur le transfert de grains de pollen intraspécifiques de l’anthère au stigmate, soit à l’intérieur des individus ou entre eux (c.-à-d. pollinisation). Ce transfert de grains de pollen à une fleur réceptive est généralement médié par des pollinisateurs ou des facteurs abiotiques; En tant que tel, cela entraîne également fréquemment le dépôt de pollen hétérospécifique dans des conditions naturelles. À quelques exceptions près, la progression de la pollinisation par le pollen hétérospécifique est désavantageuse sur le plan de l’évolution, réduisant la capacité de reproduction en raison de la perte d’opportunités d’accouplement, la plupart des descendants hybrides qui en résultent ne se développant pas correctement ou étant stériles¹. Ainsi, des mécanismes ont évolué pour bloquer la pollinisation par des pollens hétérospécifiques « incompatibles^{» 2}. La reconnaissance rapide du pollen compatible est donc sans doute le processus le plus important dans les premiers stades de la reproduction sexuée chez de nombreuses plantes à fleurs.

Dans la famille des Brassicaceae, où les stigmates sont de type « sec », une série de points de contrôle moléculaires agissent à plusieurs stades du processus de reproduction régulant la pollinisation, de sorte que seul le pollen compatible est efficace. L’hydratation du pollen est l’un des points de contrôle les plus importants (Figure 1), car le pollen qui ne parvient pas à s’hydrater ne peut pas progresser pour produire un tube pollinique et ensuite livrer des spermatozoïdes au gamétophyte femelle. Fréquemment, les grains incompatibles ne franchissent pas ce premier point de contrôle de pollinisation et n’ont donc pas accès à l’eau stigmatisante³. Chez les membres de la famille des Brassicaceae, la reconnaissance du pollen se produit rapidement, la compatibilité étant établie dans les minutes suivant la fixation du grain de pollen au pistil ^4,5. Ces dernières années, beaucoup de progrès ont été réalisés et nous commençons maintenant à comprendre les mécanismes moléculaires qui régulent les principaux points de contrôle de la pollinisation.

Figure 1 : Aperçu des événements clés lors de la pollinisation compatible. Ces étapes, telles que l’hydratation du pollen et la germination du tube pollinique, sont également des « points de contrôle » de pollinisation qui doivent être parcourus avec succès pour effectuer une pollinisation compatible. Le diagramme représente un stigmate de type « sec », typique des espèces de la famille^des Brassicaceae ^2,20. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Des recherches pionnières sur le système d’auto-incompatibilité (SI) de Brassica, où le pollen « soi » est reconnu et rejeté, ont établi le paradigme de la reconnaissance de la stigmatisation pollinique chez les Brassicaceae 6,7,8,9,10. Le SI chez Brassica et ses parents est médié par des protéines de « reconnaissance » qui résident à la surface du pollen et à la membrane plasmique stigmatique qui, lors de l’interaction, conduisent au rejet du pollen. Le rejet du pollen SI opère par perturbation du système de compatibilité pollen-stigmate basal qui, lorsqu’il est pleinement activé par la perception du pollen compatible, conduit à une sécrétion ciblée par le stigmate, entraînant ainsi l’hydratation du pollen (pour les examens du mécanisme de compatibilité pollinique, voir^11,12). Dans l’exemple du SI, le ligand transmis par le pollen est une petite protéine riche en cystéine, riche en cystéine S-locus (SCR/SP11), et le récepteur stigmatique est la kinase du récepteur S-locus (SRK).

Récemment, chez Arabidopsis thaliana, un autre groupe de petites protéines riches en cystéine transmises par le pollen, les protéines d’enveloppe pollinique de classe B (AtPCP-Bs), se sont révélées être des régulateurs importants de l’acceptation du pollen par l’activation de l’hydratation du pollen¹³. Les récepteurs stigmatiques des PCP-Bet les aspects de la voie réglementaire en aval ont également été décrits^{récemment 14,15}. Il est intéressant de noter que les études mutationnelles de gènes codant pour des médiateurs potentiels de signalisation du pollen transmis par le pollen et stigmatiques de l’hydratation du pollen (y compris AtPCP-Bs) n’ont pas réussi à générer des plantes qui ont un blocage complet au point de contrôle de l’hydratation du pollen. Cela suggère fortement que de multiples autres facteurs, encore non découverts, jouent un rôle dans la régulation de l’hydratation du pollen. En nous appuyant sur la méthode décrite pour la première fois par Wang et ^al.13, nous décrivons ici un essai biologique in vivo amélioré à haute résolution adapté à l’identification des défauts subtils d’hydratation du pollen dans les lignées candidates mutantes A. thaliana.

Protocole

1. Croissance des plantes et préparation des fleurs

1. Stratifier les graines d’A. thaliana dans de l’agarose à 0,1 % ou de l’eau stérile pendant 3 jours à 4 °C, ou sous forme de graines sèches pendant 16-24 h à -20 °C (uNASC, communication personnelle).
2. Transférer les graines stratifiées dans des pots de compost et les placer dans une chambre de croissance à environnement contrôlé. Propager les plantes avec une photopériode claire:foncée de 16:8 h fournie par des tubes fluorescents (130 μmol ^{m-2 s-1}). Maintenez la température à 21 ± 2 °C avec environ 40 % d’humidité relative.
3. S’assurer que les plantes donneuses et réceptrices de pollen, ainsi que toute autre lignée de plantes « témoins » appropriée, sont semées ensemble pour assurer une floraison synchrone. Multipliez les plantes pendant environ 6 semaines jusqu’à ce que les inflorescences soient bien établies.
4. Sélectionnez les boutons floraux de stade 12 sur la plante réceptrice de pollen 1 jour avant la réalisation du test biologique pour l’émasculation 16,17-ce sont des boutons floraux non ouverts qui compléteront l’ouverture de la fleur et la déhiscence de l’anthère le lendemain ¹⁸.
   REMARQUE: Évitez les trois premières fleurs produites sur l’inflorescence principale, car elles présentent généralement un comportement reproducteur inhabituel. Si l’étude est disponible et appropriée pour l’étude, utiliser une lignée de plantes stériles mâles, comme la lignée de A. thaliana (accession Col-0) pA9-barnase, où les anthères ne parviennent pas à maturité¹⁹.
5. Pour émasculer les fleurs du receveur de pollen, placez la plante, dans son pot, sur le côté. Collez la tige de la plante, dans la région proche des fleurs qui seront émasculées, sur une lame de verre qui est en position sous un microscope à dissection stéréo.
6. À l’aide d’une paire de pinces à pointe fine, ouvrez soigneusement le bouton floral et retirez tous les pétales et anthères des fleurs. Assurez-vous que le pistil n’est pas endommagé et que le stigmate est exempt de pollen contaminant.
   REMARQUE: Les lignées de plantes stériles mâles ne nécessitent pas d’émasculation.
7. Remettez les plantes dans la chambre de croissance et assurez-vous que les fleurs émasculées n’entrent pas en contact avec d’autres plantes ou des corps étrangers.

2. Dosage de l’hydratation du pollen - acquisition de données brutes

1. Le lendemain matin, retirez les plantes de la chambre de croissance. Posez la plante réceptrice de pollen sur le côté et positionnez la fleur sur la scène d’un microscope inversé (Figure 2) afin que le stigmate puisse être clairement imagée.
2. Fixez la position de la fleur à imager en immobilisant la tige sur une lame de verre à l’aide de bandes de ruban de masquage. Maintenir la température entre 18 °C et 25 °C et l’humidité relative en dessous de 60 %.
   NOTE: Pour la lignée de plantes stériles mâles pA9-barnase, il est optimal d’effectuer le test le matin lorsque les fleurs s’ouvrent et que les pétales n’entravent pas le champ de vision.
3. Ensuite, retirez une fleur saine et fraîchement ouverte de la plante donneuse de pollen. Placer sous un microscope à dissection et recueillir quelques grains de pollen sur l’extrémité d’une pince propre à pointe fine en touchant doucement les anthères (figure 3A). Un cil collé à une tige courte est également un outil efficace pour recueillir et transférer le pollen (Figure 3C).
4. Enlevez l’excès de pollen des pinces en les touchant légèrement contre les pétales des fleurs d’où les grains de pollen ont été récoltés, jusqu’à ce qu’une monocouche de grains de pollen se forme à l’extrémité de la pince.
   REMARQUE: Une monocouche de grains de pollen sur l’extrémité des pinces à pointe fine facilitera considérablement le transfert d’un seul grain dans les étapes suivantes. Il est également possible d’obtenir un seul grain de pollen sur la pince par cette technique (Vidéo supplémentaire S1).
5. Retourner à la plante réceptrice du pollen et, à l’aide d’une lentille d’objectif de faible puissance (p. ex. lentille d’objectif 10x; Figure 3B), focaliser le microscope inversé sur le stigmate à polliniser.
6. En tenant la pince le long de l’ouverture entre les bras de la pince (Figure 4), approchez-vous prudemment d’une cellule papillale stigmatique non pollinisée (« vierge »).
   REMARQUE: Nous avons constaté que cette méthode de maintien des forceps facilite la dextérité et réduit l’impact de la poignée de main. Un micromanipulateur peut être utilisé pour les utilisateurs moins expérimentés ou ayant des difficultés à appliquer avec précision un seul grain de pollen à la main.
7. Choisissez un grain de pollen convenablement positionné sur la pince pour le transférer au stigmate. Continuez à vous approcher de la cellule papillaire stigmatique non pollinisée jusqu’à ce que le grain de pollen sélectionné entre en contact léger avec sa surface. Retirez lentement les forceps et confirmez la fixation du pollen (Figure 5).
   REMARQUE: La vidéo supplémentaire S1 et la vidéo supplémentaire S2 démontrent cette étape avec des grains de pollen simples et multiples présents sur les pinces.
8. Assurez-vous que le grain de pollen est orienté de manière à ce que son axe équatorial soit clairement visible et net. Passez immédiatement à un objectif de puissance supérieure (par exemple, 20x) et capturez une image du grain de pollen. Cette première image est T = 0. Continuez à capturer d’autres images à intervalles de 1 min pendant un total de 10 min.
9. Ajustez la mise au point au besoin pour tenir compte des petits mouvements du grain de pollen ou du stigmate. Enregistrez la température ambiante et l’humidité relative de la pièce toutes les 2 minutes pour permettre des comparaisons futures entre les répétitions expérimentales.
10. Une fois que toutes les images ont été capturées, enregistrez-les dans un format sans perte, tel que le format propriétaire du fabricant ou au format TIFF.
    REMARQUE : Il y aura 11 images par grain de pollen échantillonné (figure supplémentaire S1). Les paramètres d’acquisition accélérée automatisé/manuel de la plupart des logiciels d’acquisition d’images propriétaires sont des fonctionnalités utiles pour faciliter l’organisation de chaque série chronologique.
11. Répétez les étapes 2.4 à 2.9 pour les grains de pollen supplémentaires. Acquérir des données pour un nombre presque équivalent de pollinisations témoins (type sauvage [WT]) et expérimentales.

Figure 2 : Configuration de l’équipement utilisé pour le bioessai d’hydratation du pollen. Dans cet exemple, une lignée de plantes mâles stériles pA9-barnase était le receveur de pollen. La plante, dans son pot, a été placée sur le côté et la tige a été collée à une lame de verre positionnée sur la scène du microscope. Pour réduire les contraintes mécaniques et faciliter le positionnement de la plante, une plate-forme réglable a été utilisée pour soutenir le pot de la plante. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Prélèvement des grains de pollen de la fleur donneuse de pollen. Les images montrent l’utilisation de (A) pinces à pointe fine et (C) d’un morceau de cil. Les touffes de pollen (flèche rouge) doivent être enlevées en les touchant légèrement contre les pétales des fleurs donneuses jusqu’à l’obtention d’une monocouche de grains de pollen (flèche verte). (B) Image à haute résolution d’un stigmate mâle stérile d’A. thaliana (Col-0) pA9-barnase non pollinisé qui a atteint le stade de développement approprié pour le bioessai d’hydratation du pollen. Barre d’échelle = 100 μm (B). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Méthode de maintien des forceps lors du transfert de pollen au stigmate receveur. A) Orientation incorrecte pour tenir les forceps; (B) orientation correcte pour tenir la pince. Tenir les forceps latéralement dans cette configuration, comme l’indique la position du pouce entre les bras de la pince, offre une plus grande stabilité pour faciliter le transfert des grains de pollen vers les papilles stigmatiques non pollinisées. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Transfert d’un seul grain de pollen de l’extrémité d’une paire de forceps à une cellule papillale stigmatique non pollinisée (« vierge ») d’une plante mâle stérile pA9-barnase. (A) Approche prudente de la cellule papillaire. (B) Fixation d’un grain de pollen positionné de manière appropriée (flèche bleue) à la cellule papillale (flèche orange). (C) Retrait des forceps et confirmation visuelle de la fixation du pollen (flèche violette). Les panneaux A-C ont été photographiés avec un objectif 10x (distance de travail de 10,5 mm; ouverture numérique de 0,25) et sont des instantanés dérivés du clip vidéo présenté dans la vidéo supplémentaire S1. (D) Passage à un objectif 20x (distance de travail de 2,1 mm; ouverture numérique de 0,5) pour le lancement de la capture d’images dans une série chronologique. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

3. Mesures d’essai d’hydratation du pollen

1. Définir le taux d’hydratation du pollen comme le changement de longueur du demi-petit axe (figure 6) du grain pollinique (c.-à-d. le rayon équatorial) au fil du temps et le présenter en pourcentage de changement (équation [1]) :
   (1)
2. À l’aide d’un logiciel d’analyse d’images, enregistrez les valeurs des demi-petits axes pour chaque grain de pollen de la série expérimentale.
   REMARQUE : Le nom de cette option de mesure dépend du logiciel, par exemple « Ellipse pivotée » ou « Ellipse à 5 points ».
3. Répéter les étapes 3.1 à 3.2 pour tous les autres grains de pollen à mesurer. Pour des raisons de cohérence, appliquez le même degré de zoom numérique et la même approche pour définir la « limite pollinique » pour toutes les mesures des ensembles de données.
4. Une fois toutes les mesures terminées pour une série chronologique, exportez les valeurs brutes des demi-petits axes de chaque pile d’images vers une feuille de calcul et présentez les données en colonnes par pile d’images. Veiller à ce que les données d’au moins 15 grains de pollen hydratés soient incluses dans l’analyse pour chaque lignée végétale (tableau supplémentaire S1).
5. Il n’est pas rare qu’un petit nombre de grains de pollen ne parviennent pas à hydrater ou s’hydratent beaucoup plus lentement que prévu. Ces grains « ratés » peuvent être le résultat d’un mauvais contact entre le grain et la cellule papillaire ou liés à la viabilité du pollen. Recherchez-les et excluez-les de l’ensemble de données, sauf si cela est nécessaire dans leur conception expérimentale.
6. Calculez les valeurs moyennes pour chaque point temporel par ligne d’usine. Utilisez des tests t non appariés et une ANOVA unidirectionnelle pour l’analyse statistique des données d’hydratation des lignées WT et mutantes à chaque point temporel. Utilisez un test t multiple pour la comparaison simultanée des moyennes entre WT et les lignées mutantes à plusieurs points temporels.
   NOTE: Les graphiques XY sont également très utiles pour visualiser la tendance globale de l’hydratation du pollen entre les lignées de plantes comparées.

Figure 6 : Grain de pollen WT hydratant sur une cellule papillaire stigmatique d’A. thaliana (Col-0; lignée stérile mâle pA9-barnase). (A) Point temporel zéro, 0 (0 MAP) et (B) 10 MAP. Le cercle rouge autour du grain pollinique est la « limite pollinique » définie et dessinée par l’opérateur à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images. Les lignes vertes et rouge foncé à l’intérieur du pollen représentent respectivement les demi-grands et demi-mineurs. La longueur du demi-petit axe est utilisée pour calculer le degré d’hydratation du pollen. Une série chronologique complète de cet ensemble de données se trouve à la figure supplémentaire S1. L’image a été prise avec un objectif 20x (distance de travail de 2,1 mm; ouverture numérique de 0,5). Barres d’échelle = 50 μm. Abréviation : MAP = min-après-pollinisation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Pour les plantes à fleurs, les tout premiers stades de la reproduction sexuée sont sans doute les plus importants. Au niveau de l’interaction pollen-stigmate, des décisions moléculaires sont prises qui déterminent la « compatibilité » des partenaires en interaction. De telles décisions, si elles sont prises correctement, évitent le gaspillage de ressources qui pourrait avoir une incidence sur la capacité de reproduction²¹. Ainsi, permettre uniquement au pollen compatible d’effectuer la fécondation est un élément important du maintien de génotypes bien adaptés et, par conséquent, du succès évolutif des espèces. Les recherches menées avec la plante modèle A. thaliana ont été extrêmement précieuses pour approfondir notre compréhension de ce processus. Un certain nombre d’études au cours des dernières décennies ont révélé la présence de facteurs dans le manteau pollinique qui agissent au premier « point de contrôle » de compatibilité, où le pollen accède à de l’eau stigmatique pour permettre l’hydratation du pollen¹³. Malgré ces premières informations sur les mécanismes qui régulent la compatibilité pollen-stigmate, il existe encore de nombreuses lacunes dans notre compréhension de ce processus. À ce jour, aucun mutant de ligands transmis par le pollen ou de récepteurs stigmatiques connus pour avoir un impact sur l’hydratation du pollen ne peut bloquer complètement la pollinisation compatible, suggérant la présence d’autres déterminants non découverts de l’hydratation du pollen. En étant capable d’observer facilement le phénotype d’intérêt, le bioessai d’hydratation du pollen décrit ici est l’une des techniques les plus simples pour étudier les mutants potentiels qui régulent la pollinisation.

Les méthodologies existantes pour mesurer l’hydratation du pollen utilisent généralement des pollinisations en vrac et rapportent moins de points temporels 14,22,23^, et peuvent donc manquer d’importants phénotypes de profil d’hydratation subtil. Par exemple, l’étude de Wang et ^al.13, ainsi que les travaux sur d’autres mutants de la protéine du manteau pollinique dans notre laboratoire (observations non publiées), ont révélé des différences intrigantes dans les profils d’hydratation entre les mutants. De telles différences subtiles peuvent contenir des indices importants sur les mécanismes de régulation sous-jacents à une pollinisation compatible.

La méthode décrite ici se concentre sur l’acquisition d’un nombre relativement faible de mesures entre les lignées végétales mutantes et WT, en mettant l’accent sur la précision méthodologique pour réduire la variation dans les ensembles de données. Bien que cette méthode soit hautement reproductible (comme le montre la figure 7), en supposant que la température et l’humidité sont correctement contrôlées, il est important de recueillir des données d’hydratation pour un nombre presque égal de pollen WT et mutant le même jour afin de réduire davantage le potentiel de variation. Les données peuvent ensuite être regroupées sur différents jours si nécessaire. En outre, la sélection des plantes de contrôle WT appropriées est essentielle pour une interprétation correcte des résultats d’hydratation. Pour le receveur de pollen, la même lignée végétale doit être utilisée pour recevoir à la fois des grains de contrôle WT et des grains de pollen mutants.

Par exemple, nous utilisons la lignée végétale mâle stérile pA9-barnase, qui est également présentée dans le protocole vidéo, comme destinataire du pollen WT (témoin) et mutant (expérimental) lors de l’étude des lignées mutantes de pollen d’ADN-T (telles que le mutant 'KD' décrit à la figure 8). Le mélange des données d’une telle lignée stérile masculine, qui n’a pas besoin d’être émasculée, avec celles recueillies à partir d’une lignée témoin émasculée manuellement doit être évité car ces stigmates se comporteront probablement différemment. De même, les lignées mutantes émasculées doivent être utilisées en conjonction avec une lignée WT émasculée (témoin) chaque fois que cela est possible. La même prudence doit également être appliquée lors de l’examen du patrimoine génétique des plantes étudiées. Alors que les collections les plus populaires de mutants d’ADN-T ont été générées dans le fond Col-0, d’autres, telles que la collection FLAG de l’Institut national de la recherche agronomique (INRA), sont disponibles dans le fond génétique de Wassilewskija (WS)^24,25. Dans de tels cas, il est conseillé d’utiliser les lignées de plantes WT de l’écotype respectif comme témoins.

Bien que nous nous soyons concentrés ici sur l’hydratation du pollen au cours des 10 premières minutes de l’interaction pollen-stigmate, cette méthode peut également être adaptée pour englober des profils d’hydratation couvrant une période plus longue. Une caractéristique clé du protocole est que les fleurs restent attachées au courant végétal parent Les protocoles publiés nécessitent généralement l’excision du pistil et leur placement dans un milieu pour soutenir le tissu pendant la durée de l’expérience^14,18,26. Bien qu’il n’y ait aucune preuve directe suggérant qu’une telle approche semi-in vivo ait un impact sur l’hydratation du pollen ou modifie même la régulation in vivo de ce processus, il est concevable que l’excision des fleurs de la plante mère puisse avoir un impact sur la pollinisation. Ainsi, ce protocole permet d’obtenir un véritable environnement in vivo pour l’étude de l’interaction pollen-stigmate, où l’intégrité structurelle de la plante est préservée.

Le transfert de grains de pollen uniques à des papilles stigmatiques « vierges » est sans doute l’une des opérations les plus difficiles décrites dans ce protocole. Il n’est pas rare de transférer des grappes de grains de pollen par erreur. Cependant, le risque que cela se produise peut être considérablement réduit en s’assurant que seule une monocouche de pollen est présente sur la pince (Figure 3A) (ou même un seul grain de pollen; Figure 5), et/ou en utilisant des grains de pollen déjà orientés, de sorte qu’ils « dépassent » des autres sur l’extrémité de la pince. Nous avons constaté qu’un opérateur expérimenté peut réussir le transfert d’un seul pollen vers une cellule papillaire stigmatique en environ 3 minutes et enregistrer des données pour jusqu’à cinq grains de pollen sur une période de 1 heure. Ainsi, sur une période de 2 à 4 jours, suffisamment de données peuvent être accumulées pour une analyse statistique significative des lignées végétales étudiées.

L’erreur humaine est potentiellement la plus grande source de variation dans l’analyse des ensembles de données dérivés d’études utilisant ce protocole. Par exemple, la définition de la « limite pollinique » lors de l’analyse de l’image dépend du jugement du chercheur individuel. Ainsi, il est possible que les mesures effectuées par différents chercheurs, même sur le même ensemble de données, puissent générer des variations. Dans la mesure du possible, un seul chercheur devrait effectuer les mesures afin de minimiser les erreurs d’échantillonnage. En outre, le couplage de l’analyse des ensembles de données WT et mutants par le même opérateur annule la définition potentiellement subjective de la « limite pollinique » et de la variation interopérateur.

En conclusion, une méthode sophistiquée mais précise pour mesurer les profils d’hydratation du pollen dans l’organisme modèle A. thaliana est décrite. Nous avons démontré qu’en utilisant ce protocole, des données très cohérentes sur l’hydratation du pollen pour A. thaliana peuvent être facilement acquises. Trois lots indépendants de données sur les pollinisations de WT acquises à des jours différents ont montré de petits écarts constants de <3% à tous les points temporels (figure 7 et tableau supplémentaire S1). Bien que l’essai biologique présenté ici soit légèrement plus complexe que la plupart des protocoles existants, la résolution des données générées est supérieure et convient à l’identification et à la caractérisation de nouveaux mutants qui ont un impact sur les voies régulant la pollinisation compatible.

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
A9-barnase line	University of Bath	Courtsey of Prof. Rod Scott	Male sterile Arabidopsis thaliana wildtype equivalent line of the ecotype Columbia-0
Dumont Tweezer, Dumont #5 Inox 11cm	Fisher	Dumont 500342	Tweezer uses for transfer of pollen grain
GraphPad Prsim (version 8.0.2)	Dotmatics	Prism	Comprehensive data analysis, graphing and statistics software
JMP (version 17)	JMP Statistical Discovery LLC	JMP 17	Statistical analysis software
Levington F2S seed & modular compost (with sand)	Levington	LEV75F2SMS	General-purpose compost for plant growth
Micromanipulator	Singer instrument Co. LTD.	Singer Micromanipulator	Micromanipulator to aid transfer of pollen grain
Nikon Digit sight DS-U1	Nikon	DS-U1	Microscope camera (coupletd to SMZ1500)
Nikon Eclipse TE2000-S Inverted Microscope	Nikon	TE2000-S	Inverted microscope
Nikon SMZ1500 Stereomicroscope	Nikon	SMZ1500	Stereomicroscope
Nikon DS-Fi3 microscope camera	Nikon	DS-Fi3	Microscope camera (coupletd to TE2000-S)
Nikon NIS-Elements Basic Research	Nikon	NIS-Elements BR	Image accquisition and analysis software (for DS-Fi3)
Nikon NIS-Elements F	Nikon	NIS-Elements F	Image accquisition and analysis software (for DS-U1)
WT Col-0 plant line	NASC	N700000	Wildtype Arabidopsis thaliana, ecotype Columbia-0