L’établissement d’un modèle d’orthodontie maxillaire murine

Résumé

Nous démontrons ici étape par étape un protocole de mouvement dentaire orthodontique gérable opéré sur un modèle maxillaire murin. Avec l’explication explicite de chaque étape et la démonstration visuelle, les chercheurs peuvent maîtriser ce modèle et l’appliquer à leurs besoins expérimentaux avec quelques modifications.

Résumé

En raison du manque de protocoles reproductibles pour établir un modèle orthodontique maxillaire murin, nous présentons un protocole fiable et reproductible pour fournir aux chercheurs un outil réalisable pour analyser le remodelage osseux associé à la charge mécanique. Cette étude présente un organigramme détaillé en plus de différents types de diagrammes schématiques, de photos d’opérations et de vidéos. Nous avons effectué ce protocole sur 11 souris adultes de type large C57/B6J et avons récolté des échantillons aux jours 3, 8 et 14 postopératoires. Les données micro-CT et histopathologiques ont prouvé le succès des mouvements dentaires couplés au remodelage osseux en utilisant ce protocole. De plus, selon les résultats de la micro-tomodensitométrie des jours 3, 8 et 14, nous avons divisé la modélisation osseuse en trois étapes : étape de préparation, étape de résorption osseuse et étape de formation osseuse. Ces étapes devraient aider les chercheurs concernés par différentes étapes à fixer raisonnablement le temps de collecte des échantillons. Ce protocole peut doter les chercheurs d’un outil pour effectuer une analyse régénérative du remodelage osseux.

Introduction

L’os est un tissu reconstruit très actif qui adapte sa taille, sa forme et ses propriétés tout au long de la vie de l’individu ^1,2. En plus des hormones, du vieillissement, de la nutrition et d’autres facteurs biologiques ou biochimiques³, l’idée que la charge mécanique est le facteur le plus déterminant a été largement acceptée ^4,5. Dans certaines circonstances avec une charge mécanique anormale, le déséquilibre entre la résorption osseuse et la formation osseuse peut entraîner un remodelage osseux anormal et des troubles osseux. Les maladies osseuses telles que la désuétude, l’ostéoporose et la perte osseuse lors d’un alitement de longue durée ou en présence de microgravité lors d’un vol spatial ont une relation étroite avec une charge mécanique anormale ^6,7,8.

La charge mécanique a également été utilisée pour traiter les maladies osseuses telles que le traitement de distraction et le traitement orthodontique. Le traitement par distraction a été utilisé dans les maladies du développement telles que la craniosynostose et l’hypoplasie mandibulaire ^9,10, tandis que le traitement orthodontique a été largement utilisé pour rectifier la position anormale des dents et toute malocclusion¹¹. Le cœur du traitement orthodontique est également la gestion de la charge mécanique. Lorsque le tissu osseux est soumis à une charge mécanique, un processus de remodelage osseux hautement coordonné est induit par le couplage de la résorption osseuse suivi de la formation osseuse, qui peut déplacer les dents pour atteindre l’objectif orthodontique^12,13.

Bien que le traitement orthodontique ait été largement appliqué pour la pratique clinique, comme nos connaissances sur les effets biologiques de la charge mécanique sont limitées, les résultats du traitement orthodontique sont incontrôlables. Pour surmonter ces limitations, plusieurs modèles animaux tels que la souris, le rat, le lapin, le chat, le chien, le singe et le porc ont été établis pour étudier le mécanisme sous-jacent du remodelage osseux induit par la charge mécanique (Tableau 1^{)14,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,} 25,26,27,28,29,30,31,32. Les grands animaux tels que les chiens, les singes et les porcs ont certains avantages par rapport aux petits animaux en opération orthodontique - ils ont des dents et une dentition plus humaines, de sorte que la procédure chirurgicale est facile à reproduire chez l’homme. De plus, une vue large peut réduire la difficulté de l’opération et permettre d’appliquer une variété de schémas orthodontiques^33,34. Cependant, les grands animaux sont difficiles à obtenir, ce qui entraîne des défis liés à la taille de l’échantillon, et ils sont soumis à des restrictions éthiques³⁵. De plus, les procédures d’extraction de routine et les instruments complexes rendent les expériences difficiles à réaliser, ce qui fait que les grands animaux sont rarement utilisés.

Dans de telles circonstances, les rongeurs sont principalement utilisés pour établir des modèles orthodontiques. Parmi ces modèles, les rats et les lapins ont moins de difficultés d’utilisation et plus de mouvements dentaires que les souris. Cependant, le modèle murin présente l’avantage unique qu’il existe un grand nombre de souris génétiquement modifiées disponibles, ce qui est particulièrement crucial pour étudier les mécanismes sous-jacents³⁶. Cependant, le modèle murin est le modèle le plus difficile à manipuler en raison de sa petite taille. En examinant les méthodes actuelles, déplacer la première molaire dans la direction mésiale est la seule méthode pratique pour un modèle orthodontique. Deux dispositifs sont principalement utilisés pour déplacer le ressort hélicoïdal denté et la bande élastique. L’utilisation d’un élastique est plus facile, mais la force orthodontique varie considérablement, ce qui rend difficile l’obtention de résultats stables.

Xu et ^al.15 ont établi un modèle murin avec un ressort hélicoïdal sur la mandibule. Cependant, en raison de la mobilité de la mandibule et de la nature obstructive de la langue, l’opération du maxillaire est toujours le premier choix pour les considérations peropératoires et postopératoires. Taddei et ^al.16 ont décrit un protocole plus détaillé sur le maxillaire murin il y a 10 ans et plus de détails visuels et pellucides devraient être ajoutés. En résumé, ce protocole a systématiquement décrit un protocole détaillé de mouvement dentaire orthodontique dans un modèle maxillaire murin pour aider les chercheurs à maîtriser la méthode de modélisation de manière standardisée et permettre l’évaluation comparative entre différentes études.

Protocole

Les procédures animales de cette étude ont été examinées et approuvées par le comité d’éthique de l’École de stomatologie de l’ouest de la Chine, Université du Sichuan (WCHSIRB-D-2017-041). Des souris C57BL/6 adultes ont été utilisées dans cette étude (voir le tableau des matières). Ce protocole ajoute une charge mécanique à la première molaire maxillaire droite (M1) pour le mouvement mésial où un processus de remodelage osseux hautement coordonné est induit par le couplage de la résorption osseuse et de la formation osseuse (Figure 1).

1. Préparation préopératoire

1. Articles chirurgicaux
   1. Préparez les articles chirurgicaux suivants pour l’opération : plate-forme chirurgicale (figure 2A), attache (figure 2B), instruments chirurgicaux (figure 2C et figure supplémentaire S1), fournitures orthodontiques (figure 2C) et fournitures de restauration dentaire (figure 2D).
      REMARQUE : Le ressort hélicoïdal personnalisé est fabriqué sur mesure et fournit une force de 10cN lorsqu’il est étiré à 10 mm.
2. Stérilisation
   1. Stérilisez les instruments chirurgicaux par autoclave et tous les articles chirurgicaux par irradiation ultraviolette pendant au moins 30 min.
3. Anesthésie
   1. Anesthésier la souris en lui administrant de la kétamine (100 mg/kg) et du diazépam (5 mg/kg) par injection intrapéritonéale.
   2. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux de la murine avec un bâtonnet de coton pour éviter la sécheresse oculaire.
   3. Ne procédez à la chirurgie que lorsque la souris ne répond pas lorsque ses orteils sont pincés avec des pinces.

2. Processus chirurgical

1. Étalez et collez les membres de la souris anesthésiée en position couchée sur la plate-forme chirurgicale à l’aide de ruban adhésif.
2. Épinglez une aiguille de 27 G de chaque côté au-dessus de la tête et une autre aiguille de 27 G de chaque côté sous l’aisselle.
3. Enroulez un élastique autour des deux aiguilles ci-dessus et des incisives supérieures et un autre autour de deux autres aiguilles et des incisives inférieures. Changez la position de l’aiguille pour contrôler le degré d’ouverture et l’orientation de la bouche (figure 3A).
   REMARQUE : Pour l’opération de mouvement dentaire orthodontique, gardez la bouche ouverte au maximum avant que le buccinateur ne devienne complètement serré. La langue doit être tirée vers le côté non opératoire pour exposer le champ opératoire et prévenir l’ischémie.
4. Pliez l’extrémité de 1,5 mm d’un fil en acier inoxydable 304 de 3 cm et poussez l’extrémité pliée à travers l’espace interproche entre la M1 et la deuxième molaire maxillaire (M2) à partir de la face buccale avec une pince ophtalmique incurvée (figure 3B). Lorsque l’extrémité palatine du fil de ligature est vue du côté palatin, tirez-la jusqu’à environ la moitié de sa longueur et passez-la à travers une extrémité du ressort hélicoïdal personnalisé.
5. Faites un nœud carré avec les deux extrémités du fil de ligature dans la direction mésiale du maxillaire M1 jusqu’à ce que le ressort soit fermement fixé à la dent (Figure 3C). Soustrayez l’excédent de fil.
6. De même, percez un deuxième fil d’acier inoxydable 304 de 3 cm à travers l’autre extrémité du ressort hélicoïdal.
7. Nettoyez et séchez les surfaces des incisives avec des boules de coton. Appliquez des adhésifs sur toutes ces surfaces avec des bâtonnets de coton et photopolymérisez-les.
8. Poussez le deuxième fil en acier inoxydable dans l’espace interproche entre les incisives maxillaires et faites un nœud coulant dans le sens labial (Figure 3D). Soustrayez l’excédent de fil et faites en sorte que le reste du fil repose près de la surface de la dent.
9. Injecter de la résine photopolymérisable pour couvrir le nœud et les incisives ; photopolymériser la résine (Figure 3E).

3. Prise en charge postopératoire

1. Après la chirurgie, injecter aux souris 0,05 mg/kg de buprénorphine par voie intrapéritonéale pour une analgésie postopératoire.
2. Placez la souris anesthésiée sur une couverture électrique thermostatique à 37 °C. Lorsque la murine reprend conscience en se promenant, remettez-la dans une cage de logement séparée.
3. En raison du fonctionnement limité des incisives après la chirurgie, remplacez le fourrage dur ordinaire par une alimentation molle.
4. Vérifiez les appareils orthodontiques tous les jours. Si une condition est observée au cours de l’inspection qui affecte la conduction de la force orthodontique, telle que la déformation du ressort, le desserrage du ressort et la chute de l’appareil, la souris doit être exclue de l’expérience.
5. Afin de maintenir la comparabilité des expériences, évaluez le poids des souris quotidiennement après la chirurgie. Toute souris présentant une perte de poids supérieure à 30 % de son poids préopératoire doit être exclue de l’expérience.

Résultats

Nous avons effectué la chirurgie OTM sur 11 souris mâles adultes (C57/BL6, 3 mois). Ils ont été euthanasiés pour les résultats les jours 3, 8 et 14 après l’opération. Dans ces expériences, le côté maxillaire droit est le côté opératoire, tandis que le côté maxillaire gauche est le côté contrôle. La micro-TDM a montré qu’il y avait une augmentation temporelle consécutive de la distance entre M1 et M2 : 30 μm, 70 μm et 110 μm aux jours 3, 8 et 14 après la chirurgie, respectivement (

Discussion

Dans cet article, nous avons essayé de décrire le protocole de mouvement dentaire orthodontique le plus simple sur un modèle maxillaire murin étape par étape pour étudier les mécanismes latents du remodelage osseux induit par une charge mécanique. Outre la recherche sur le remodelage osseux, il existe d’autres applications courantes de cette méthode : 1) recherche méthodologique sur l’accélération du mouvement des dents orthodontiques ; 2) la recherche sur la résorption radiculaire orthodontique ; 3) mé...

matériels

Name	Company	Catalog Number	Comments
Experimental Models: Mouse Lines
C57/B6J	Gempharmatech Experimental Animals Company	C57/B6J
Critical Commercial Assays
Hematoxylin and Eosin Stain Kit	Biosharp	BL700B
Masson’s Trichrome Stain Kit	Solarbio	G1340
Instruments
27 G needle	Chengdu Xinjin Shifeng Medical Apparatus & Instruments Co. LTD.	SB1-074(IV)
Adhesives	Minnesota Mining and Manufacturing Co., Ltd.	41282
Corkboard	DELI Group Co., Ltd.	8705
Cotton balls	Haishi Hainuo Group Co.,  Ltd.	20120047
Cotton sticks	Lakong Medical Devices Co., Ltd.	M6500R
Customized coil spring	Chengdu Mingxing Spring Co., Ltd.	1109-02
Forceps	Chengdu Shifeng Co., Ltd.	none
Light-cured fluid resin	Shofu Dental Trading (SHANGHAI) Co., Ltd.	518785
Light curer	Liang Ya Dental Equipment Co., Ltd.	LY-A180
Medical adhesive tapes	Haishi Hainuo Group Co.,  Ltd.	0008-2014
Medical non-woven fabric	Henan Yadu Industrial Co., Ltd.	01011500018
Needle holders	Chengdu Shifeng Co., Ltd.	none
Rubber bands	Haishi Hainuo Group Co.,  Ltd.	32X1
Surgical scissors	Chengdu Shifeng Co., Ltd.	none
Tweezers	Chengdu Shifeng Co., Ltd.	none