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  • Résumé
  • Résumé
  • Introduction
  • Protocole
  • Résultats
  • Discussion
  • Déclarations de divulgation
  • Remerciements
  • matériels
  • Références
  • Réimpressions et Autorisations

Résumé

Des cartes quantitatives 3D de l’oxygène des tumeurs murines ont été imagées de manière non invasive à l’aide de la résonance paramagnétique électronique pulsée. L’échographie en mode B et le Doppler de puissance ont été utilisés pour l’anatomie et la structure vasculaire. Des images des deux modalités ont été superposées, ce qui a permis une analyse multiparamétrique des tumeurs.

Résumé

La mesure précise et en temps réel de la pression partielle d’oxygène (pO2) apporte des informations précieuses dans de nombreuses pathologies, dont le cancer. Un faible taux de pO2 tumoral (c’est-à-dire l’hypoxie) est lié à l’agressivité tumorale et à une faible réponse au traitement. La quantification de la tumeur pO2 permet d’évaluer l’efficacité du traitement. L’imagerie par résonance paramagnétique électronique (EPRI), en particulier l’EPRI pulsée, est apparue comme une méthode tridimensionnelle (3D) avancée d’évaluation de l’oxygénation tissulaire in vivo. Cette innovation a été rendue possible par les développements technologiques en EPR (Electron Paramagnetic Resonance) et l’application des sondes de spin oxymétriques solubles dans l’eau de la famille des triaryles, offrant des données d’oxygénation rapides et sensibles. Le temps de relaxation de la sonde de spin (T1 et/ou T2) fournit des informations précises sur pO2 dans les voxels sélectionnés.

Des tumeurs de glioblastome humain LN229 ont été cultivées dans le coussinet interscapulaire de souris nues BALB/c. L’imagerie par ultrasons (US) a été utilisée comme référence pour les informations anatomiques de la tumeur. Pour imager les tissus pO2, les animaux ont été placés dans une position fixe dans le lit de l’animal avec des repères, permettant l’enregistrement entre les modalités d’imagerie. Après l’administration de l’agent de contraste OX071, l’EPRI a été effectué, suivi du mode US B. En raison de la faible toxicité de la sonde de spin, la procédure peut être répétée pendant la croissance tumorale ou le traitement. Après l’imagerie, le processus d’enregistrement a été effectué à l’aide d’un logiciel écrit dans MATLAB. En fin de compte, la fraction hypoxique peut être calculée pour une tumeur spécifique, et l’histogramme de la distribution tissulaire de pO2 peut être comparé au fil du temps. L’EPRI combiné à l’échographie est un excellent outil pour la cartographie de l’oxygène des tumeurs dans le cadre préclinique.

Introduction

La compréhension du microenvironnement tumoral (TME), avec ses interactions spatiales et dynamiques complexes, permet une compréhension plus complète de la biologie tumorale. L’hypoxie, ou faible taux d’oxygène, est l’élément clé de l’EUT et joue un rôle essentiel dans le développement d’autres maladies potentiellement mortelles, notamment les maladies cardiovasculaires, les troubles métaboliques tels que le diabète et les maladies rénales chroniques 1,2,3. L’oxygénation des tissus est un facteur fondamental, en particulier dans le contexte du cancer, où la pression partielle d’oxygène des tissus (pO2) est corrélée à la résistance au traitement. Un niveau de pO2 supérieur à 10 mm Hg est associé à une augmentation de l’efficacité de la radiothérapie à faible transfert d’énergie linéaire (LET) (effet d’amélioration de l’oxygène).

Des études récentes utilisant l’imagerie par résonance paramagnétique électronique (EPRI) ont démontré que la radiothérapie guidée par l’oxygène peut entraîner une amélioration deux fois plus importante des taux de survie dans différents cancers dans des modèles murins 4,5. Ceci est similaire à celui des sujets humains dont le pO2 tumoral a été mesuré avec plusieurs mesures à l’électrode d’Eppendorf et s’est avéré avoir des valeurs médianes ou moyennes de pO2 inférieures à 10 torr6. Outre la radiothérapie, l’hypoxie tumorale a été directement corrélée à l’agressivité tumorale et aux résultats d’autres thérapies, telles que l’immunothérapie 7,8. Cette association souligne l’importance de mesures précises de l’oxygène dans l’amélioration des résultats thérapeutiques et la compréhension de la physiopathologie des maladies.

L’oxymétrie in vivo optimale nécessite une mesure directe de la pression partielle d’oxygène dans les tissus, indépendamment de facteurs tels que la perfusion tissulaire et la saturation de l’hémoglobine. La procédure doit être non invasive, avec une durée d’imagerie brève et précise pour éviter les impacts potentiels sur l’organisme, tels qu’une anesthésie prolongée, des altérations de la température des tissus ou des changements significatifs de la pression et du pH des tissus. L’oxymétrie tissulaire doit faire preuve d’une grande précision et d’une grande fiabilité, garantissant des mesures cohérentes quelles que soient les variations du microenvironnement tissulaire, y compris les différences de pH et d’état redox. Pour une planification efficace du traitement, la reconstruction des données d’image en temps réel et une interprétation simple sont cruciales. Cela implique non seulement d’atteindre une résolution spatiale de préférence inférieure à 1 mm, mais aussi de permettre une collecte rapide de données pour surveiller les changements dynamiques de l’état de l’oxygène des tissus, tels que l’hypoxie cyclique.

Dans ce contexte, diverses techniques de mesure de l’oxygène moléculaire ou d’évaluation de l’hypoxie ont été développées, chacune ayant une applicabilité et des avantages uniques. L’électrode de platine, considérée comme la « référence » pour l’oxymétrie des tissus cellulaires et des animaux vivants, offre des mesures cohérentes grâce à une insertion précise dans les tissus. D’autres approches, telles que les méthodes optiques utilisant des sondes fluorescentes, la photoacoustique, la surveillance des effets de l’hypoxie par l’expression de gènes ou de protéines, ou les tests de comètes, sont faciles à utiliser, mais sont indirectes ou limitées par le chemin optique dans les tissus. Des alternatives prometteuses pour évaluer l’hypoxie et/ou l’oxygénation semblent être l’imagerie par résonance magnétique (IRM)-OE-IRM10 -- ou MOBILE11, la tomographie par émission de positons (TEP) avec diverses sondes sensibles à l’hypoxie12, ou la résonance paramagnétique électronique (EPR).

L’EPR a une longue histoire dans le domaine de la biomédecine. Le phénomène lui-même a été signalé pour la première fois en 1944 et a été largement adopté comme outil d’analyse des structures chimiques et, plus récemment, pour les systèmes biologiques et les matériaux avec des électrons non appariés13. La spectroscopie EPR a été utilisée pour étudier la dynamique et la structure des systèmes biologiques tels que la photosynthèse, les métalloprotéines, les enzymes radicalaires et les membranes phospholipidiques 14,15,16. La spectroscopie et la tomographie par résonance paramagnétique électronique (EPR) sont devenues des méthodes non invasives essentielles pour étudier l’oxygénation tumorale et le microenvironnement avec une résolution spatiale de ~1 mm, une résolution temporelle de 1 à 10 min et une résolution pO2 de 1 à 3 torr 5,17,18.

Les méthodes EPR à ondes continues (CW) restent largement utilisées dans la plupart des applications en raison de la simplicité d’enregistrement et d’interprétation des spectres. Les interactions oxygène-sonde de spin fonctionnent en évaluant les modifications de l’intensité du signal EPR ou de la forme de la ligne, ce qui donne un aperçu des niveaux d’oxygène dans l’échantillon. L’EPR CW présente un avantage notable en termes de sensibilité à une gamme plus large de pO2 par rapport aux méthodes par impulsions. En appliquant diverses séquences d’impulsions, des informations telles que les temps de relaxation de spin des électrons, les temps de relaxation de spin du réseau et les interactions avec les spins voisins peuvent être élucidées18,19. Les techniques EPR d’impulsion, telles que la récupération d’inversion avec lecture d’écho de spin électronique (IRESE), mesurent les taux de relaxation du réseau de spin, évitant ainsi l’artefact de relaxation causé par la relaxation sonde de spin-sonde de spin à de faibles concentrations d’oxygène19,20. L’EPR peut être utilisé pour surveiller les changements de concentration d’oxygène avec une résolution temporelle et spatiale élevée ; cependant, en oxymétrie à des concentrations élevées d’oxygène, l’EPR pulsé est limité en raison des courts temps de relaxation de l’aimantation transversale mesurés avec l’écho de spin électronique (ESE). En fin de compte, la CW et l’EPR pulsée sont complémentaires, et une compréhension fiable du système de spin nécessite l’application des deux méthodes.

Les techniques d’oxymétrie EPR reposent sur la relation linéaire entre les niveaux d’oxygène et le réseau de spin ainsi que sur les taux de relaxation spin-spin en solution. Toutes les sondes oxymétriques sont souvent divisées en deux types : les sondes de spin solubles et les sondes de spin particulaires. Le choix de la sonde de spin correcte dépend de la configuration expérimentale et des informations nécessaires 21,22,23. Les sondes de spin solubles, telles que les nitroxides ou les dérivés trityliques24,25 tels que OX063 et sa forme deutérée OX071, réparties dans tout le tissu, fournissent des informations à partir de l’ensemble du volume. Alternativement, pour la mesure en un seul point, et pour les évaluations prolongées et récurrentes de l’oxygène, des sondes à l’état solide comme le LiPc, le LiBuO ou les dérivés du carbone peuvent être utilisées (voir tableau 1)22,23,26.

L’imagerie par ultrasonographie en mode B est largement utilisée en clinique pour l’imagerie des tissus mous. La résolution dépend de la fréquence du transducteur utilisé, et pour les études précliniques, 18 MHz et plus offrent une résolution suffisante dans le plan et la profondeur de l’image. Un avantage supplémentaire de l’échographie est la possibilité d’obtenir des images vasculaires fonctionnelles à l’aide du mode Power Doppler. Ici, nous présentons l’imagerie de l’oxygène par résonance paramagnétique électronique (EPROI) comme méthode pour générer des cartes d’oxygène 3D de tumeurs chez des souris vivantes. L’échographie correspondante permet d’obtenir la référence anatomique nécessaire à la définition de la tumeur au sein de l’EPROI. Plusieurs séances d’imagerie sont possibles pour chaque animal. La dernière étape est l’analyse, y compris la reconstruction d’images et l’enregistrement entre les modalités pour obtenir un histogramme pO2 à partir du volume tumoral.

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Protocole

Les souris ont été obtenues à partir d’un centre d’élevage d’animaux approuvé et toutes les expériences ont été menées dans le respect des directives éthiques (dans notre cas - Autorisation n° 165/2023, Premier comité d’éthique local, Cracovie, Pologne).

1. Les animaux et la ligne tumorale

REMARQUE : Les souris ont été logées dans des conditions de laboratoire standard : Lumière/obscurité : 12 h/12 h, humidité : 60 %, température : 23 °C. Ils ont reçu un régime alimentaire standard avec un accès gratuit à l’eau potable dans les cages communautaires.

  1. Culture de lignées cellulaires de glioblastome murin multiforme LN229
    1. Culture de cellules LN229 dans des flacons de culture tissulaire de25 cm 2 dans un milieu DMEM complété par 10 % de sérum bovin fœtal inactivé par la chaleur (FBS) et de pénicilline-streptomycine à des concentrations de 10 U/mL et 0,1 mg/mL, respectivement.
    2. Maintenir les cellules dans une atmosphère humidifiée contenant 5 % de CO2 à 37 °C, en passant toutes les 48 h en utilisant 0,25 % de trypsine-EDTA et PBS sans ions magnésium et calcium (pH 7,4).
  2. Inoculation tumorale
    1. Une semaine avant l’inoculation, manipulez les souris tous les jours pour les familiariser avec l’investigateur.
    2. Le jour de l’inoculation, pesez les souris.
    3. Suspendez 200 000 cellules LN229 dans 50 μL de matrice extracellulaire sans facteurs de croissance. À l’aide d’une aiguille de 29 G, inoculer le mélange cellulaire par voie sous-cutanée dans le coussinet adipeux intra-scapulaire de souris nues BALB/c âgées de 16 semaines (N = 5).

2. Imagerie Doppler US

La chronologie globale de l’imagerie tumorale est illustrée à la figure 1. L’imagerie par ultrasons est utilisée à la fois pour l’imagerie vasculaire par Doppler US et Anatomy US comme référence juste avant l’EPROI (Figure 2). L’imagerie anatomique en mode B est essentielle pour l’analyse de l’oxygénation tumorale par EPR et est décrite dans la rubrique 3. Bien que l’imagerie par ultrasons Doppler (section 2) ne soit pas obligatoire pour une performance d’enregistrement réussie, elle fournit néanmoins des informations précieuses sur la fenêtre temporelle optimale pour l’étude EPR et permet de déterminer la vascularisation active dans la zone tumorale.

  1. Préparation de la souris
    1. Attendez que les tumeurs atteignent environ 30 mm3. Si nécessaire, rasez les souris manuellement autour du site de la tumeur.
    2. Induisez l’anesthésie à l’aide d’isoflurane à 2 % et maintenez-la à 1-1,5 % d’isoflurane.
    3. Transférez l’animal de la chambre d’anesthésie vers un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle à 37 °C pendant la préparation (en fonction de la sonde de température rectale). Stabiliser la température de l’animal pour obtenir un retour d’information approprié sur les paramètres physiologiques.
  2. Échographie
    1. Utilisez l’échographe avec un transducteur de 57 à 25 MHz pour l’imagerie préclinique (Figure 2, étape 1).
    2. Acquérez des mesures 3D en mode B pour la visualisation de la morphologie tumorale dans une direction sagittale. Utilisez une taille de pas de 0,1 mm.
      REMARQUE : Ne déplacez pas l’animal ou le transducteur pour conserver exactement les mêmes paramètres.
    3. Utilisez le mode Doppler puissant pour visualiser le système vasculaire tumoral fonctionnel avec les paramètres suivants : Vitesse : 1,5 kHz, Filtre mural : Faible, Priorité : 75 %, Persistance : Moyenne, Taille du pas 0,10 mm.
    4. Tournez le transducteur pour répéter les étapes 2.2.2 et 2.2.3 dans le sens axial.
    5. Effectuez l’analyse des données à l’aide du logiciel fourni par le fabricant de l’échographie. Marquez la bordure de la tumeur, téléchargez-la dans une image 3D et calculez le volume de la tumeur et le pourcentage de vascularisation.

3. L’EPROI

  1. Préparation de la sonde
    1. Dissoudre la poudre OX071 conservée à -80 °C dans du H2O injectable jusqu’à une concentration finale de 1 g/10 mL (~70 mM).
  2. Préparation de la souris
    1. Anesthésiez les souris avec 1 à 3 % d’isoflurane mélangé à de l’air ambiant et placez-les sur un support pour animaux.
    2. Administrer 1 mL de solution saline physiologique par voie sous-cutanée pour maintenir le bon niveau d’hydratation.
    3. Surveillez la fréquence respiratoire (80 ± 20 BPM) et la température (37 ± 1 °C) de l’animal à l’aide d’un capteur d’oreiller respiratoire et d’un thermomètre de surface fixé à la peau de la souris. Surveillez la température rectale comme point de référence (37 °C ± 1 °C).
    4. Insérer un tube en polytétrafluoroéthylène (PTFE) (0,7 mm de diamètre externe) par voie intrapéritonéale pour l’administration de la sonde de spin. Fixez la canule à l’aide de polysiloxane de vinyle (VPS) pour éviter qu’elle ne tombe de la cavité abdominale.
    5. Insérez un cathéter urinaire (24 G) pour recueillir la sonde de spin excrétée.
    6. Fixez la souris dans un lit d’animal à l’aide de l’argile dentaire VPS pour l’immobilisation (Figure 2A).
  3. Imagerie anatomique échographique pour l’enregistrement
    1. Allumez la table contrôlée en 3D et nivelez le lit. Réglez la température de la plate-forme à 60 °C de sorte que la température de l’animal isolé par le support de lit en plastique soit maintenue à 37 °C.
    2. Placez le lit d’animal avec l’animal immobilisé dans le support de lit et transférez-le sur une table contrôlée en 3D pour l’imagerie anatomique avant la mesure EPR (Figure 2B). Assurez-vous que l’animal est fixé dans le support de lit et ne touche pas la plate-forme de chauffage.
    3. Fixez la position du support de lit en trois dimensions pour éviter la rotation, en particulier la rotation XZ (plan sagittal), qui est cruciale pour un repérage précis.
    4. Placez un marqueur de position (fil de pêche sur le ruban, 0,35 mm de diamètre) sur le support de lit, marquant le début du résonateur.
    5. Effectuez l’imagerie en mode B manuellement avec un pas de 1 mm dans les directions axiale et sagittale vers l’axe Y.
    6. Imagez la structure tumorale avec les paramètres suivants en fonction de la fréquence spécifique du transducteur ; pour un transducteur 18 MHz, profondeur 20 mm, plage dynamique 84 dB, puissance 8 dB, gain 80 % ; pour transducteur 40 MHz, profondeur 20 mm, plage dynamique 32 dB, gain 100 % ; pour sonde 57 MHz, profondeur 13 mm, gain 6 dB, puissance 100 %. Ajustez le réglage de la mise au point du transducteur en fonction de l’emplacement particulier de la tumeur.
    7. À la fin de l’imagerie anatomique, essuyez l’excès de gel de la souris et retirez la souris immobilisée dans le lit de l’animal du support de lit.
  4. Imagerie EPR de l’oxygène
    1. Utilisez l’imageur d’oxygène pour l’EPR d’impulsion, fonctionnant dans des fréquences radio allant de 685 MHz à 735 MHz. Pour la configuration, utilisez des bobines décalées pour l’imagerie 3D et l’analyse des temps de relaxation. Utilisez un résonateur horizontal de 32 mm x 35 m.
    2. Transférez rapidement la souris immobilisée dans le lit de l’animal vers l’imageur EPR après l’échographie anatomique (Figure 2C). Maintenir soigneusement la position du lit d’animal pour minimiser les rotations à l’intérieur du résonateur, comme c’est le cas à la section 3.3.
    3. Reconnectez la sonde de température pour assurer une surveillance et un maintien continus de la température de l’animal, en la corrélant avec la température à l’intérieur du résonateur.
    4. Dans le logiciel du spectromètre EPR, effectuez le réglage du résonateur en utilisant la molette de réglage pour centrer la fréquence autour de 725 MHz (Figure 3A).
      REMARQUE : Un résonateur bien adapté doit avoir un creux de 25 dB ou mieux.
    5. Optimisez la puissance micro-ondes pour obtenir un pic à 60 ns (Figure 3B) en ajustant la valeur d’atténuation de 20 dB à 3 dB.
    6. Réglez l’instrument de manière à ce que la décroissance à induction libre (FID) des repères positionnés dans le lit de l’animal soit centrée dans le champ magnétique et mise en phase (Figure 3C).
    7. Administrer 100 μL d’OXO71 par voie intrapéritonéale à l’aide de la canule préalablement insérée, suivie d’un rinçage avec 50 à 100 μL de solution saline.
    8. À l’aide d’une séquence de file d’attente programmée, acquérir des mesures avec des paramètres définis ; une séquence typique contient des temps de relaxation T1, T2, un écho de spin électronique 3D (ESE) pour les images repères et un écho de spin électronique de récupération d’inversion 4D (IRESE) pour l’image animale. Collecter l’imagerie IRESE avec un gradient de 1,5 G/cm, un temps de répétition de 55 μs, un pré-déclenchement de -250 ns, t90 est de 60 ns et tau 400 ns ; Temps total d’acquisition ~12 min. Répéter l’imagerie IRESE au moins pendant 30 à 40 minutes (3 à 4 fois) après l’injection de la sonde.
    9. Après l’imagerie, transférez la souris du lit d’animal au coussin chauffant. Administrer 1 mL de solution saline physiologique par voie sous-cutanée pour maintenir le bon niveau d’hydratation. Surveillez jusqu’à ce que la souris retrouve sa locomotion verticale.

4. Analyse des données

  1. Analyse de reconstruction 4D dans « ProcessGUI »
    1. Avant la reconstruction, appliquer une correction de référence sur les projections en sélectionnant le scénario « PulseRecon.scn » et en chargeant le fichier de paramètres « IRESE_64pts_mouse_STANDARD_CHIRALITY.par » pour analyser les données brutes IRESE.
    2. Filtrez chaque projection avec un filtre gaussien d’une largeur de 4 points, un paramètre par défaut pour le scénario sélectionné.
    3. Sous-échantillonnez les projections filtrées à 64 points (taille de la matrice), un paramètre par défaut pour le scénario sélectionné.
    4. Filtrez davantage les projections avec un filtre Ram-Lak avec apodisation à 0,6 fois la fréquence de Nyquist (cliquez sur Paramètre de reconstruction | FilterCutOff).
    5. Rétroprojetez les projections filtrées pour produire une image spectrale-spatiale 4D.
    6. Utilisez un algorithme d’ajustement pour extraire la largeur de raie du paquet de spin du spectre dans chaque voxel. Configuration des paramètres d’ajustement de la section : Rallonge du dernier point - 3, méthode de réglage - par défaut.
    7. Utilisez les paramètres par défaut pour les paramètres de la procédure d’ajustement, y compris l’amplitude du spectre, la phase, le centre spectral et la largeur de raie du paquet de spin spectral.
  2. Enregistrement entre l’échographie anatomique et l’EPROI dans « ArbuzGUI » (Figure 4)
    REMARQUE : La procédure MATLAB « ArbuzGUI » développée par Boris Epel de l’Université de Chicago a été utilisée pour effectuer l’enregistrement. Le logiciel est disponible chez EPR-IT https://github.com/o2mdev/eprit. La boîte à outils d’inscription a été expliquée précédemment ailleurs27. Voir le manuel d’utilisation pour des instructions détaillées étape par étape28.
    1. Chargez des images US 2D sous forme d’empilement avec un pas de 1 mm (le pas est strictement lié à l’acquisition d’images sur l’imagerie en mode B, point 3.3.7) pour créer des images US 3D.
    2. Ajoutez les images pO2 collectées (reconstruites à l’étape 4.1) en tant que type d’image 3D défini comme données « PO2_pEPRI ». Stockez les données dans le projet.
    3. Créez une séquence d’enregistrement et une transformation en sélectionnant Spécial | Enregistrement MRI-EPRI.
    4. Sélectionnez l’image qui doit être ajustée dans les données EPRI (par exemple, US axial 3D) en sélectionnant Séquence | ajouter une action. Utilisez Stage 5 :T2 pour obtenir les meilleures performances. Dans le cas, un symbole plus noir apparaîtra devant le nom de l’image sélectionnée.
    5. Ouvrez l’image américaine dans SliceMaskEditPLG. Ajustez l’échelle de l’image américaine en fonction de la règle présentée sur les images. Marquez le marqueur de position US, le contour de l’animal et la position de la tumeur en fonction des images sélectionnées.
    6. Dans le SliceMaskEditPLG, marquez le contour et le repère de la carte pO2 dans les images 4D pO2 reconstruites.
    7. À l’aide de la visionneuse de figures et de la boîte à outils RotateImagePLG, faites pivoter l’image US en fonction du marqueur de position US par rapport aux positions repères pour enregistrer la carte pO2 avec le contour US.
    8. Transformez le masque tumoral de l’image US en carte pO2 .
    9. Visualisez le masque tumoral dans la carte pO2 de la souris et exportez les valeurs pO2 pour chaque voxel.

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Résultats

La figure 5 montre une coupe efficace représentative de l’image échographique d’une tumeur LN229 se développant dans le coussinet adipeux intra-scapulaire, ainsi que dans un système vasculaire. Une partie du système vasculaire est visible en dehors de la bordure de la tumeur. De manière inattendue, le pourcentage de volume vasculaire tumoral n’a pas diminué et est resté stable avec la croissance tumorale.

Comme indiq...

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Discussion

Le protocole d’imagerie décrit comporte quelques étapes critiques. Tout d’abord, pour enregistrer les images anatomiques avec les cartes d’oxygène, l’IRM pourrait être un meilleur choix que l’échographie en raison de sa meilleure résolution et de sa capacité à fournir des données 3D détaillées19. L’échographie avec un transducteur haute fréquence offre une excellente résolution et une profondeur d’imagerie suffisante pour les études pr...

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Déclarations de divulgation

Le Prof H. Halpern et B. Epel sont cofondateurs d’O2M Technologies. Les autres auteurs : G. Dziurman, A. Bienia, A. Murzyn, B. Płóciennik, J. Kozik, G. Szewczyk, M. Szczygieł, M. Krzykawska-Serda et M. Elas n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Nous remercions O2M Technology pour son aimable support technique. Les subventions n° 2020/37/B/NZ4/01313 (imageur Jiva-25) et NCBiR : ENM3/IV/18/RXnanoBRAIN/2022 (coûts des animaux) sont reconnues. L’achat de l’échographie VevoF2 a été soutenu par la Faculté de Biochimie, de Biophysique et de Biotechnologie dans le cadre de l’Initiative d’Excellence du Programme Stratégique de l’Université Jagellonne.

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matériels

NameCompanyCatalog NumberComments
aqua pro injectionePolpharma1280610-
ArbuzGUI O2M Technologies-accesible in the github repository
disodium phosphatePOCH S.A.799280115-
Dulbecco′s Modified Eagle′s Medium - high glucoseMerck Life ScienceD56484500 mg/L glucose and L-glutamine
fetal bovine serum Gibco, Thermo Fisher Scientific10500064-
fishing wireGood FishA-55A-035US position marker - 0.35 mm
GeltrexGibco, Thermo Fisher ScientificA1413302reduced growth factor basement membrane matrix
ibGUIO2M Technologies-accesible in the github repository
injectio natrii chlorati isotonicaPolpharmamultipe items were used9 mg/mL
insulin needles 29 G Becton, Dickinson and Companymultipe items were used-
Jiva 25O2M Technologies-EPROI
MATLABMathWorks-version R2021b
penicillin-streptomycinMerck Life ScienceP4333with 10,000 units penicillin and 10 mg streptomycin/mL
potassium chloridePOCH S.A.739740114-
potassium dihydrogen phosphatePOCH S.A.742020112-
ProcessGUIO2M Technologies-accesible in the github repository
PTFE tubing Cole Palmer Instrument Co06412-11-
sodium chloridePOCH S.A.794121116-
SpecMan4EPRFEMI Instruments-version 3.4 CS 64bit
Surflash I.V. CatheterTerumoSR*FF2419size: 24G x ¾"
tape3M multipe items were usedmicropore
Trypsin-EDTA Gibco, Thermo Fisher Scientific25200072-
UltrasonographyTelemed-Anatomical US
US gelKONIXNUG-0019-
VetfluraneVirbac1373171000 mg/g
Vevo F2FujiFilms, Visual Sonics-B-mode and Doppler
vinyl polysiloxane dental clay 3M ESPEmultiple items were used-

Références

  1. Chen, P. -S. Pathophysiological implications of hypoxia in human diseases. J Biomed Sci. 27, 63(2020).
  2. Lopez-Pascual, A., Trayhurn, P., Martínez, J. A., González-Muniesa, P. Oxygen in metabolic dysfunction and its therapeutic relevance. Antioxid Redox Signal. 35 (8), 642-687 (2021).
  3. Vaupel, P., Mayer, A., Höckel, M. Tumor hypoxia and malignant progression. Methods Enzymol. 381, 335-354 (2004).
  4. Gertsenshteyn, I., et al. Absolute oxygen-guided radiation therapy improves tumor control in three preclinical tumor models. Front Med (Lausanne). 10, 1269689(2023).
  5. Epel, B., et al. Oxygen-guided radiation therapy. Int J of Radiat Oncol Biol Phys. 103 (3), 977-984 (2019).
  6. Hockel, M., et al. Association between tumor hypoxia and malignant progression in advanced cancer of the uterine cervix. Cancer Res. 56 (19), 4509-4515 (1996).
  7. Semenza, G. L. Intratumoral hypoxia and mechanisms of immune evasion mediated by hypoxia-inducible factors. Physiology (Bethesda). 36 (2), 73-83 (2021).
  8. Dewhirst, M. W., Mowery, Y. M., Mitchell, J. B., Cherukuri, M. K., Secomb, T. W. Rationale for hypoxia assessment and amelioration for precision therapy and immunotherapy studies. J Clin Invest. 129 (2), 489-491 (2019).
  9. Tatum, J. L., et al. Hypoxia: importance in tumor biology, noninvasive measurement by imaging, and value of its measurement in the management of cancer therapy. Int J Radiat Biol. 82 (10), 699-757 (2006).
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