Commencez par prendre 500 à 1000 nanogrammes de la rare bibliothèque d’ADN cellulaire. Sécher l’ADN avec un concentrateur sous vide et le remettre en suspension dans 3,4 microlitres d’eau sans nucléase. Après avoir ajouté les bloqueurs, et pendant que vous êtes sur le thermocycleur, à 65 degrés Celsius, transférez la solution d’hybridation avec l’ARN biotinylé dans la bibliothèque bloquée.
Après avoir fermé fermement le couvercle du tube, incuber dans le thermocycleur pendant la nuit à 65 degrés Celsius. Ensuite, transférez 50 microlitres de billes de streptavidine T1 par échantillon dans un tube à faible liaison d’ADN de 1,5 millilitre et placez-les sur un aimant tubulaire de 1,5 millilitre. Une fois que toutes les perles sont collées au mur, retirez le surnageant en laissant les perles derrière.
Maintenant, lavez les billes trois fois avec 200 microlitres du tampon de liaison du kit d’enrichissement cible et remettez les perles en suspension dans 200 microlitres de tampon de liaison. Transférer l’échantillon dans les billes remises en suspension sur le thermocycleur et incuber pendant 30 minutes. Après avoir lavé les billes avec 200 microlitres de tampon de lavage 1, incuber pendant 15 minutes, en tournant à température ambiante.
Ensuite, lavez les billes trois fois avec 200 microlitres de tampon de lavage 2 chauffées à 65 degrés Celsius et incuber dans un bloc thermique. Enfin, après amplification de la bibliothèque par PCR, effectuer une purification de l’ADN à l’aide de billes paramagnétiques en ajoutant 270 microlitres de billes mères à l’échantillon et en mélangeant par vortex. Un profil d’électrophorèse automatisé provenant d’une bibliothèque, juste avant la capture, a fourni 49,7 nanogrammes par microlitre d’ADN dans un volume de réaction de 20 microlitres.
Cependant, 3,06 nanogrammes par microlitre d’ADN sont obtenus à partir d’un profil d’électrophorèse automatisé à haute sensibilité à partir d’une bibliothèque de lixiviation finie.
