Après avoir anesthésié la souris, pincez doucement l’une des pattes de la souris pour vérifier si la souris est correctement anesthésiée. Administrer des gouttes de solution ophtalmique de tropophamide à 1 % pour dilater les yeux de la souris et attendre 30 secondes. Ensuite, pour réduire les mouvements oculaires et les clignements, appliquez des gouttes de chlorhydrate de proparacaïne à 0,5 % sur les deux yeux, suivies de gouttes de gel lubrifiant pour les yeux et placez la souris sur un coussin d’eau chauffant.
Préparez un mélange de colorants contenant un volume égal de vert d’indocyanine, ou ICG, et de colorant à la fluorescéine. Injecter 250 microlitres du mélange par injection intrapéritonéale dans le quadrant inférieur gauche près des pattes arrière de la souris, en le positionnant parallèlement à la peau pour éviter la perforation des organes. Rétractez soigneusement le piston en vous assurant qu’aucun sang n’a pénétré dans le capuchon de la seringue.
Procédez en injectant progressivement le colorant à un rythme régulier. Ensuite, placez la souris sur le coussin chauffant de la plate-forme d’imagerie. Ajustez le positionnement du corps de la souris à un angle de 45 degrés par rapport à la caméra et inclinez doucement la tête légèrement vers le bas.
Essuyez délicatement l’œil à imager à l’aide d’un coton-tige pour enlever la couche de gouttes ou de gels oculaires lubrifiants. Déplacez la caméra vers l’œil de la souris et sélectionnez le canal FA dans le module d’acquisition. Disposez la tête de la souris de manière à ce que le nerf optique soit centré sur l’écran, évitant ainsi d’avoir à incliner l’ophtalmoscope à balayage laser.
Maintenant, passez au canal ICGA sur le module d’acquisition. Une fois que l’œil occupe tout l’écran du logiciel d’imagerie, tournez le bouton rond noir du module d’acquisition pour régler la sensibilité de l’image. Utilisez le bouton de l’ophtalmoscope pour affiner la mise au point.
Ensuite, appuyez sur le bouton rond noir du module d’acquisition pour normaliser l’image. Après la normalisation, cliquez sur le bouton ACQUÉRIR sur l’écran tactile pour enregistrer l’image. Passez au canal FA à l’aide du module d’acquisition et ajustez à la fois la sensibilité et la mise au point de chaque image comme indiqué précédemment pour capturer la fuite de la néovascularisation choroïdienne ou de la lésion CNV.
Ensuite, capturez des images pour la phase précoce de l’ICGA et de l’AF trois à quatre minutes après l’injection. Une fois toutes les images nécessaires capturées, appliquez un gel lubrifiant ou une pommade sur l’œil de la souris. La CNV capillaire domine les lésions de CNV chez les jeunes souris.
En revanche, les souris âgées présentent une CNV artériolaire, caractérisée par des vaisseaux de gros calibre, des anses vasculaires et des connexions anastomotiques. Les souris jeunes et âgées montrent une visibilité claire du système vasculaire rétinien dans FA.In les images ICGA des jeunes souris, le système vasculaire rétinien n’est pas visible et les vaisseaux choroïdiens semblent estompés. Sur les images ICGA de souris âgées, on peut observer une vascularisation partielle de la rétine tandis que les vaisseaux choroïdiens semblent estompés.
La CNV artériolaire chez les souris âgées présente une taille de CNV plus grande et beaucoup plus de fuites par rapport à la CNV capillaire chez les jeunes souris.
