Mesenchymal Stem Cell Surface Staining for Immunophenotyping

Pour commencer, centrifugez les cellules souches mésenchymateuses trypsinisées à 300 g pendant six minutes pour obtenir la pastille cellulaire. Ensuite, remettez la pastille en suspension dans un millilitre de milieu MSC avant le comptage cellulaire. Centrifugez à nouveau la suspension cellulaire, puis remettez en suspension la pastille dans un volume approprié du tampon de coloration après avoir éliminé le surnageant.

Pour la préparation des contrôles de compensation, étiquetez sept tubes de télécopie comme non tachés, DAPI, V450, FITC, PE, PerCP-Cy5.5 et APC. Ensuite, préparez les tubes de coloration unique pour la compensation et incubez-les dans l’obscurité pendant 30 minutes. Après l’incubation, laver les cellules de chaque tube deux fois et les billes une fois avec un millilitre de tampon de coloration.

Ensuite, centrifugez les tubes vortex à 200 g pendant 10 minutes à température ambiante. Après avoir éliminé le surnageant, remettez la pastille en suspension dans 500 microlitres de tampon de coloration. Incuber le tube DAPI dans un bain-marie à 60 degrés Celsius pendant cinq minutes, suivi d’une incubation de 15 minutes sur de la glace pour induire l’inclusion du colorant.

Ajouter cinq microlitres de DAPI à la suspension et incuber jusqu’à l’acquisition. Préparez la cellule et la suspension d’anticorps dans cinq tubes de télécopie étiquetés selon le tableau. Faites tourner doucement les tubes avant l’incubation.

Ensuite, lavez chaque tube deux fois avec un millilitre de tampon de coloration. Centrifuger le tube vortex à 200 g pendant 10 minutes à température ambiante, puis remettre en suspension la pastille restante dans 500 microlitres de tampon de coloration.