Commencez par préparer une solution mère à 10 % contenant les lipides et le détergent. Pour ce faire, prenez le lipide pré-séché, qui est un mélange de cinq moles pour cent de cholestérol et de 95 mole pour cent de DMPC, et ajoutez-y la solution détergente CHAPSO dans de l’eau déminéralisée. À l’aide d’un sonicatère au bain-marie, remettre en suspension le mélange de détergent lipidique en le sonifiant dans de l’eau glacée sous tension continue jusqu’à ce que la solution soit claire.
Ensuite, à l’aide d’un filtre centrifuge de 0,2 micron, retirez tous les composants non dissous. Ensuite, en travaillant sur la glace, combinez la solution mère bicellaire résultante avec l’échantillon de protéine pré-préparé à un rapport volumétrique de un à quatre. Incuber le mélange bicellaire de protéines sur de la glace pendant 30 minutes.
Pour la cristallisation, dans une plaque à 48 puits, mélanger 0,5 ou un microlitre du mélange bicellaire protéique avec un volume égal de solution de réservoir de cristallisation. Ensuite, mettez en place la cristallisation en mode de diffusion de vapeur à goutte suspendue à l’aide de la plaque à 48 puits et incubez la configuration de cristallisation à 20 degrés Celsius. Le lendemain, vérifiez les plateaux de cristallisation pour vous assurer que le verre de protection est correctement scellé.
Vérifiez la croissance cristalline au moins une fois par jour à l’aide d’un stéréomicroscope de table équipé d’un polariseur. Enfin, faites tremper les cristaux de protéines dans du malate de sodium de 0,2 molaire et congelez-les rapidement dans des boucles cryogéniques de 50 ou 100 micromètres en utilisant de l’azote liquide. Les cristaux matures qui se prêtaient à la collecte de données apparaissaient généralement dans un délai d’une à deux semaines et avaient généralement des dimensions de 50 microns sur 100 microns sur deux microns.
