Commencez par enduire les lamelles de 35 millimètres de poly-D-lysine, ou PDL. Pour ce faire, distribuez une gouttelette de PDL de 0,5 microlitre au centre d’une lamelle. À l’aide d’une pipette graduée de 10 microlitres, étalez la gouttelette PDL sur la lamelle.
Laissez sécher la lamelle enduite à 37 degrés Celsius pendant 10 minutes. Pour l’imagerie des spermatozoïdes fraîchement collectés à partir d’un modèle de souris exprimant AcroSensE, ajoutez 80 microlitres de la suspension de spermatozoïdes préparée au centre de la boîte de lamelles revêtue de PDL. Ensuite, ajoutez lentement trois millilitres de média de base de Whitten complété et modifié préchauffé à 37 degrés Celsius dans le plat.
Procédez à l’imagerie à l’aide d’une combinaison d’un microscope et de la configuration d’administration de stimulant à cellule unique. Tout d’abord, montez la boîte contenant les spermatozoïdes sur le microscope. Ensuite, à l’aide du micromanipulateur, positionnez l’extrémité capillaire du système d’administration du stimulant à environ 100 microns sur le côté et à cinq à 10 microns au-dessus du plan de la cellule d’intérêt.
Positionnez le capillaire à moins de 100 microns de la tête du spermatozoïde. Ensuite, démarrez la séquence d’imagerie sur le microscope. Imagez les spermatozoïdes à une fréquence d’images élevée, de préférence supérieure à 10 images par seconde.
10 secondes après le début de l’acquisition de l’image, activez le système d’administration de cellules uniques pour délivrer une bouffée de stimulant de 10 secondes. Continuez à capturer des images de cellules pendant une durée de 10 à 15 minutes. De la même manière, imagez plusieurs cellules d’une seule parabole en fonction des emplacements affichés à l’écran.
