1 Commencez par placer2 le flacon à scintillation en verre contenant 3 le scBAT de la souris dans PBS sur l’établi. 4 Remplacez le PBS par 10 millilitres de froid, 5 4% de paraformaldéhyde. 6 Placez le flacon sur un nutator, 7 se balançant à quatre degrés Celsius pendant la nuit 8 pour fixer le scBAT.
9 Le lendemain, remplacez la solution de paraformaldéhyde 10 par 10 à 15 millilitres de PBS. 11 Placez le flacon sur un nutator 12 et faites-le basculer pendant 30 minutes à température ambiante. 13 Remplacez le PBS par une solution saline à 0,85 % 14 et continuez à basculer pendant encore 30 minutes.
15 Remplacez ensuite la solution saline par 10 millilitres 16 de solution saline à 70 % d’éthanol et à 0,85 %. 17 Conservez le flacon dans un réfrigérateur à quatre degrés pendant la nuit 18 ou jusqu’à ce qu’il soit prêt à être intégré à la paraffine. 19 Le lendemain, retirer le mélange salin à 70 % d’éthanol 20 de la fiole et ajouter 10 à 15 millilitres 21 d’alcool déshydrant à 95 %.
22 Basculez la fiole sur un nutator à température ambiante 23 pendant une heure. 24 Après le deuxième lavage, ajoutez 10 à 15 millilitres 25 d’alcool 100% déshydrant 26 et continuez à balancer sur un nutator pendant une heure. 27 Pour dégager scBAT pour l’enrobage, ajoutez 10 millilitres de toluène 28 dans le flacon et continuez à balancer sur un nutator 29 jusqu’à ce que scBAT soit transparent.
30 Incorporez ensuite le scBAT dans de la cire de paraffine. 31 Sectionner le scBAT à l’aide d’un microtome 32 et procéder à la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine. 33 La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine a confirmé 34 que le scBAT comprend des structures tissulaires caractéristiques 35 du tissu adipeux brun, 36 y compris de nombreux petits adipocytes multiloculaires 37 chez les souris postnatales et adultes.
