Pour commencer, obtenez la souris euthanasiée administrée avec les plasmides appropriés. Pour la préparation d’un plat de culture, ajoutez 1,9 millilitre de milieu de culture dans un plat en verre et placez-y soigneusement un insert de culture cellulaire. Ajoutez ensuite 500 microlitres de milieu de culture sur le filtre et placez-le sur de la glace.
Retirez les embryons et placez-les dans une boîte de Pétri contenant du PBS glacé. Au microscope, sélectionnez les embryons en fonction de l’expression de la protéine fluorescente verte ou d’autres marqueurs fluorescents. Après avoir disséqué le cerveau, placez-le dans du gel d’agarose fondu prélevé dans un moule cryo et roulez-le plusieurs fois.
Une fois que l’agarose se solidifie à température ambiante, placez-la sur de la glace. À l’aide d’un microtome vibrant, coupez les cerveaux coronalement à une épaisseur de 350 micromètres et disposez-les sur le filtre. Retirez ensuite 600 microlitres de milieu de culture à l’intérieur et à l’extérieur de la coupelle du filtre.
Après cinq minutes, ajoutez 100 microlitres de milieu de culture frais à l’intérieur de l’insert de culture cellulaire. Pour l’imagerie en accéléré, acquérez des images empilées d’environ 10Z à l’aide d’un objectif 20X à longue distance de travail. L’analyse d’images en accéléré du cerveau de souris a fourni les trajectoires des cellules migrantes positives à l’EGFP et des cellules migrantes positives à la RFP de deux à 21 heures.
