Au moins trois à quatre jours après l’intervention chirurgicale dans la chambre vitrée, fixez la souris anesthésiée dans une étape d’imagerie avec un accessoire d’anesthésie gazeuse. À l’aide de la microscopie à champ clair, obtenez une image à large champ de vision, assurant la visibilité des divots du repère sur le cadre avant du DSFC. Le même jour, utilisez la méthode de microscopie intravitale pour capturer une image microvasculaire.
Après avoir placé la souris sur le lit d’IRM, insérez une aiguille papillon de calibre 27 avec un microtube attaché dans la veine de la queue. Fixez la chambre de la fenêtre dans un dispositif d’immobilisation imprimé en 3D À l’aide d’une aiguille de calibre 18, injectez du lubrifiant vétérinaire pour les yeux dans les sept tubes du marqueur de référence IRM. Fixez le repère sur le DSFC.
Insérez le lit dans un scanner IRM préclinique de sept Tesla. Pour l’acquisition, réglez un champ de vision de 32 x 32 millimètres avec une matrice de 64 x 64 pour 0,5 x 0,5 millimètre en résolution simple avec des impulsions RF cohérentes. Acquérez des ensembles d’images pondérées T2 coronales et axiales pour visualiser le plan de la chambre de fenêtre.
Prescrire et réorienter de manière itérative un ensemble pondéré en T2 sagittal pour aligner les coupes d’imagerie avec le DSFC et les marqueurs repères, en s’assurant que la tranche cinq contient le signal tissulaire dans le DSFC et que la tranche quatre ne le contient pas. Effectuer l’imagerie microvasculaire à l’aide de la méthode d’IRM dynamique avec contraste sélectionné. Dans l’espace de travail MATLAB, chargez les données d’IRM microvasculaire, de microscopie en champ clair et d’IRM microvasculaire, puis cliquez sur le bouton Exécuter.
Accédez au fichier contenant les tranches IRM pondérées T2 et sélectionnez jusqu’à quatre tranches qui affichent les repères. Placez un point sur chacun des sept marqueurs repères de l’image IRM et associez-les à leur point correspondant sur l’image de microscopie. Sélectionnez au moins trois points de repère microvasculaires sur l’image microvasculaire svOCT et les points correspondants dans l’image microscopique.
Tracez le contour de la tumeur dans l’image de microscopie co-enregistrée, puis l’ensemble de données microvasculaires svOCT, l’image de microscopie co-enregistrée et les cartes de paramètres IRM co-enregistrées apparaissent. Enregistrez la carte pour une analyse ultérieure. Le co-enregistrement de l’imagerie microvasculaire, de la microscopie à champ large et de l’IRM chez les souris saines et tumorales permet l’analyse de corrélation des paramètres microvasculaires et macrovasculaires.
Les mesures macrovasculaires de l’IRM dynamique avec contraste ont montré de fortes corrélations entre les mesures microvasculaires dérivées de svOCT, comme l’indiquent les valeurs R au carré dans les deux graphiques. Les corrélations ont été mesurées chez des souris saines et porteuses de tumeurs pour évaluer la capacité de l’IRM dynamique à mesurer les caractéristiques vasculaires à travers des architectures microvasculaires largement différentes.
