Pour commencer à colorer les organoïdes rétiniens fixes, ou OI, pour la microscopie électronique à transmission, utilisez une pipette pour retirer l’acide d’osmium précédemment ajouté aux organoïdes dans le tube de microcentrifugation lors de la post-fixation. Ensuite, lavez les OI avec du PBS 0,01 molaire à pH 7,4 trois fois pendant 10 minutes chacune, puis lavez-les à l’eau désionisée trois fois pendant 10 minutes chacune. Retirez le dernier lavage à l’eau déminéralisée, remplacez-le par environ 150 microlitres d’acétate d’uranium et colorez-le pendant une à deux heures à température ambiante.
Ensuite, dans une hotte, retirez l’acétate d’uranium et remplacez-le par un millilitre d’acétone à 50 % pour déshydrater les échantillons pendant 10 minutes. Ensuite, effectuez une déshydratation en gradient à l’aide de 70 % 80 % 90 % et deux fois 100 % d’acétone successivement, chacune pendant 10 minutes. Après la déshydratation par gradient, jetez l’acétone résiduelle et ajoutez environ 150 microlitres d’un mélange d’acétone et de résine Epon-812.
Placez le tube dans un four à 37 degrés Celsius pendant une heure. Après avoir retiré le mélange acétone-résine précédent, remplacez-le par une composition différente de mélange d’acétone et de résine Epon-812. Cette fois, incubez le tube à 37 degrés Celsius pendant la nuit.
Enfin, transférez soigneusement les organoïdes rétiniens dans un nouveau tube contenant environ 500 microlitres de résine époxy pure. Et incubez à 45 degrés Celsius pendant une heure avant de procéder à l’enrobage organoïde.
