Pour commencer, prenez les cellules MSC-Mito-GFP et ARPE19-Mito-RFP co-cultivées et retirez le milieu des plaques à 24 puits. Lavez toutes les cellules une fois avec 500 microlitres par puits de polyformaldéhyde à 4%. Ajoutez 500 microlitres de polyformaldéhyde frais à 4% et fixez les échantillons pendant 20 minutes.
Retirez ensuite le fixateur et lavez les échantillons trois fois pendant 10 minutes chacune avec du DPBS. Après avoir retiré le PBS, ajoutez 500 microlitres par puits de solution de blocage et incubez pendant une heure à température ambiante. Retirez ensuite la solution de blocage.
Pour préparer la solution de coloration à la phalloïdine, diluez la solution de stockage 400x à 1x avec du PBS. Ajoutez 200 microlitres de solution de coloration à la phalloïdine dans chaque puits et incubez pendant une heure à température ambiante. Récupérez ensuite la solution de coloration et lavez les échantillons pendant 10 minutes avec du DPBS.
Après avoir retiré le PBS, prélevez le verre de protection avec une aiguille de seringue et laissez-le sécher à l’air. Appliquez une petite quantité de support de montage sur la diapositive et retournez soigneusement la vitre de protection sur la diapositive pour vous assurer que le support recouvre uniformément toute la surface. Scellez les bords avec du vernis à ongles.
Des nanotubes à effet tunnel ou des structures TNT ont été observés, établissant des connexions intercellulaires entre des types de cellules similaires et différents. Un transfert mitochondrial a été observé dans les cellules ARPE-19 contenant une fluorescence pointillée verte des CSM et dans les CSM contenant une fluorescence pointillée rouge des cellules ARPE-19. L’imagerie à super résolution a confirmé la formation de TNT et a détaillé le transfert mitochondrial via les TNT.
La quantification a montré que les CSM étaient significativement plus capables de donner des mitochondries par rapport aux cellules ARPE-19.
