Les auteurs remercient le personnel de nombreux APE dont les contributions fait de la surveillance effectuée au cours de l&#39;ICR et UCMR3 possible, les enquêteurs principaux suivants d&#39;autres études APE signalés: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, et Tim Wade; et Shannon Griffin et Michael Ware pour un examen critique de ce manuscrit. Les auteurs remercient les Indian Hill Water Works pour l&#39;utilisation d&#39;un de leurs stations de pompage pour démontrer la collecte d&#39;échantillons. Bien que ce travail a été examiné par l&#39;EPA et approuvé pour publication, il peut ne pas refléter nécessairement la politique officielle de l&#39;Agence. La mention de marques de commerce ou de produits commerciaux ne constitue pas une approbation ou une recommandation à l&#39;emploi.

1. Procédures préliminaires <ol><li> Assembler un dispositif de filtre standard, comme illustré sur la figure 1 consistant en un module d&#39;entrée, un module de logement de cartouche, et un module de décharge comme décrit dans Matériels supplémentaires. </li><li> Étalonner le débitmètre / totalisateur les débits utilisés pour l&#39;échantillonnage avant la première utilisation. Vérifier l&#39;étalonnage après la première utilisation et après un mois d&#39;utilisation. Si l&#39;étalonnage de débit a changé après soit la première utilisation ou après le premier mois d&#39;utilisation, déterminer la fréquence des contrôles d&#39;étalonnage comme décrit dans Matériels supplémentaires. <ol><li> Connectez un module de décharge à un module d&#39;admission, puis connecter le module d&#39;admission à un robinet. Réglez le débitmètre / totalisateur de lire le débit. Ouvrez le robinet complètement et ensuite ajuster le débit à 10 L / min en utilisant la vanne bronze globe. Une fois le débit est stable à 10 L / min, réinitialiser le débitmètre / totalisateur à lire volume total. </li><li> Placez le surlaisser du module de décharge dans une 4 L ou plus graduée et réinitialiser simultanément le totalisateur à zéro. Mesurer la lecture du compteur à la marque de 4-L et le temps nécessaire pour atteindre la barre des 4 L sur le cylindre. Changez le réglage de retour au débit du débitmètre / totalisateur. NOTE: Si le débit a chuté au-dessous de 9,95 L ou augmenté à plus de 10,05 L après avoir terminé l&#39;étape 1.2.2, attendez jusqu&#39;à ce que le débit est stable et répétez l&#39;étape 1.2.2. Un compteur correctement calibré atteindra la marque de 4 L sur le cylindre gradué à 24 ± 1 sec avec une lecture de compteur de 4,0 ± 0,04 L. </li><li> Si la lecture du compteur est inférieure à 3,96 ou plus de 4,04 L, calculer un facteur de correction nécessaires pour tenir compte de la différence observée. Par exemple, si le débitmètre / totalisateur lit 3,9 L à la marque de 4 L sur l&#39;éprouvette graduée, le facteur de correction serait 1,026 (4 ÷ 3,9). Ainsi, si le volume souhaité d&#39;un échantillon de terrain ont été 300 L, le volume collecté selon la ra lecture sur le débitmètre / totalisateur doit être de 300 ÷ 1,026 = 292,4 L. </li></ol></li><li> Stériliser l&#39;appareil de filtre standard et de le préparer pour la collecte de l&#39;échantillon. <ol><li> Stériliser les modules de boîtier d&#39;admission et de la cartouche avec de l&#39;hypochlorite de sodium 0,525% pendant au moins 30 min avant chaque utilisation, soit en immergeant complètement les modules dans les solutions, soit par la circulation de l&#39;hypochlorite de sodium si les modules en utilisant une pompe. Rincer les modules avec dH 2 O stérile puis déchlorer dans une solution contenant 50 ml de 1 M de thiosulfate de sodium par litre d&#39;eau de qualité réactif stérile pendant 5 min. Couvrir le module d&#39;appareil d&#39;échantillonnage de filtre se termine par une feuille d&#39;aluminium stérile. </li><li> Ajoutez un filtre à cartouche électropositif au module de logement de cartouche de manière aseptique. REMARQUE: Veillez à ce que le filtre de la cartouche est bien en place dans les logements. Correctement assis filtres ne fuient pas et le filtre ne se déplace pas dans le logement quand on les secoue. Les joints sur aproperly filtre assis aura indentations visibles montrant où les contacts de les filtrer. Les joints d&#39;étanchéité doivent toujours être vérifiées pour indentations immédiatement après le filtre est retiré du boîtier. </li><li> Enregistrer un numéro unique d&#39;échantillon sur une feuille de données de l&#39;échantillon (voir Matériaux supplémentaires pour un exemple), puis prendre ou expédier l&#39;appareil d&#39;échantillonnage de filtre et l&#39;échantillon Fiche technique à la personne qui viendra chercher l&#39;échantillon sur le terrain, avec les instructions nécessaires concernant l&#39;échantillon collection (par exemple, le volume de l&#39;échantillon, l&#39;emplacement d&#39;échantillonnage, etc.). </li></ol></li></ol> 2. Préparation pour le recueil des échantillons sur le site d&#39;échantillonnage <ol><li> Se laver les mains à l&#39;arrivée sur le site de collecte et enfiler des gants chirurgicaux pour minimiser la possibilité de contamination des échantillons. Ne pas collecter d&#39;échantillons si des symptômes intestinaux ou respiratoires. Changer de gants fréquemment, et surtout après avoir touché les robinets d&#39;eau et d&#39;autres éléments qui peuvent être suiteaminé. </li><li> Enregistrez échantillon représentatif des informations de suivi sur une feuille de données échantillon. Les informations pertinentes comprennent le site et l&#39;identification de l&#39;échantillon, le nom de l&#39;échantillonneur, et les modèles d&#39;équipement et de numéros de série. </li><li> Ouvrez le robinet d&#39;eau pendant 2-3 min pour effacer tous les débris qui se est installé dans la ligne. Si nécessaire, utilisez un tuyau ou un tube jardin pour atteindre un drain pendant cette étape. </li><li> Si les modules de l&#39;appareil d&#39;échantillonnage sont connectés, débranchez-les et protéger les extrémités ouvertes du module de logement de la cartouche avec du papier stérile. Connecter le module de décharge au module d&#39;admission puis brancher à la fois à la prise d&#39;eau. Connecter un tuyau d&#39;arrosage à l&#39;extrémité du module de décharge et placer l&#39;extrémité libre dans le récipient de polypropylene de 1 L. </li><li> Tournez le robinet et passer au moins 75 L de l&#39;eau à échantillonner à travers l&#39;appareil. <ol><li> Mesurer et enregistrer les paramètres de qualité de l&#39;eau pendant la période à plat sur l&#39;eau qui coule dans le récipient polypropylène chlore résiduUAL, le pH, la température et la turbidité. </li><li> Après avoir coupé l&#39;eau du robinet, débrancher le module de décharge à partir du module d&#39;admission, puis connecter le module de logement de cartouche à la sortie du module d&#39;entrée et le module de décharge à la sortie du module de logement de cartouche. Réinitialiser le totalisateur lecture à zéro. </li></ol></li></ol> 3. Champ de prélèvement des échantillons <ol><li> Enregistrez la lecture initiale du totalisateur avec la date et l&#39;heure, puis ouvrir lentement le robinet d&#39;eau. <ol><li> Assurez-vous que le boîtier de cartouche est en position verticale et qu&#39;il remplit complètement avec de l&#39;eau. Certaines enceintes sont pourvues d&#39;un bouton d&#39;aération qui peut être pressé pour expulser l&#39;air hors du boîtier pendant l&#39;opération de remplissage. </li><li> Ouvrez complètement le robinet. Réglez le taux à 10 L / min en utilisant la vanne bronze globe, puis enregistrer le débit initial. </li></ol></li><li> Passez 300 L d&#39;eau de surface ou 1500 à 1800 L d&#39;eau souterraine à travers l&#39;appareil à l&#39;aideles lectures des compteurs (ajusté, si nécessaire). Si les sabots de filtre avant le volume requis est atteint et plus de la moitié du volume a été recueilli, utiliser un second module de boîtier de filtre pour recueillir l&#39;échantillon restant, si elle est disponible. </li><li> Observez le débit que le volume de l&#39;échantillon se rapproche de la fin de la période d&#39;échantillonnage, puis éteindre le débit d&#39;eau à l&#39;échantillon robinet. Enregistrez le taux final de flux, la date, l&#39;heure, la lecture finale du totalisateur, et le volume total de l&#39;échantillon. </li><li> Déconnecter l&#39;appareil d&#39;échantillonnage de filtre du robinet. Déconnecter le module de logement de cartouche à partir des autres modules. <ol><li> Tournez le logement (s) de filtre à l&#39;envers et permettre l&#39;excès d&#39;eau se écouler jusqu&#39;à ce que plus l&#39;eau se écouler de deux ports d&#39;entrée et de sortie. </li><li> Tourner le boîtier debout et couvrir les raccords rapides à chaque extrémité d&#39;une feuille d&#39;aluminium stérile. Placer le boîtier dans un ou plusieurs sacs en plastique refermables. </li><li> Videz l&#39;eau de l&#39;admission et discharge modules. Placez les modules dans un ou plusieurs sacs en plastique hermétiques. </li></ol></li></ol> 4. L&#39;expédition d&#39;échantillons sur le terrain <ol><li> Placer les modules de l&#39;appareil d&#39;échantillonnage de filtre dans un stockage et le transport glacière. </li><li> Ajouter briquettes congelées ou des cubes de glace double-ensachées pour le stockage et le transport de refroidisseur pour se assurer que l&#39;échantillon reste entre 1-10 ° C pendant le transport. Deux grandes ou 6-8 petits paquets de glace devraient être suffisantes. </li><li> Placez un système d&#39;enregistrement de la température dans le stockage et le transport isolé poitrine dans un endroit sans contact avec des packs de glace ou des sacs de glace. REMARQUE: le dispositif d&#39;enregistrement de la température est facultatif si le laboratoire d&#39;analyse sera utilisant un thermomètre infrarouge visuel pour mesurer la température du boîtier de la cartouche dès l&#39;arrivée et l&#39;ouverture du récipient. </li><li> Remplir tout l&#39;espace vide avec le matériel d&#39;emballage et ensuite placer la fiche de données de l&#39;échantillon, protégé dans un sac en plastique refermable, le top. Fermez le stockage et le transport isolé poitrine et du ruban adhésif pour empêcher toute fuite d&#39;eau. </li><li> Transporter ou expédier l&#39;échantillon au laboratoire d&#39;analyse. Assurez-vous que l&#39;échantillon arrive au laboratoire d&#39;analyse au plus tard 24 heures après le début de la collecte des échantillons sur le terrain (ce est à dire, le temps enregistré à l&#39;étape 3.1). </li></ol>

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	<li>Katayama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=One-year+monthly+quantitative+survey+of+noroviruses,+enteroviruses,+and+adenoviruses+in+wastewater+collected+from+six+plants+in+Japan.">One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan.</a> Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).</li><li>La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+real-time+PCR+of+enteric+viruses+in+influent+and+effluent+samples+from+wastewater+treatment+plants+in+Italy.">Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy.</a> Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).</li><li>Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+an+enterovirus+sewage+surveillance+system+by+comparison+of+clinical+isolates+with+sewage+isolates+from+milwaukee,+wisconsin,+collected+august+1994+to+december+2002.">Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).</li><li>Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+diversity+of+noroviruses+in+raw+and+treated+sewage+water.">Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water.</a> Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).</li><li>Haramoto, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Seasonal+profiles+of+human+noroviruses+and+indicator+bacteria+in+a+wastewater+treatment+plant+in+Tokyo,+Japan.">Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan.</a> Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).</li><li>Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+enteric+viruses+in+stream+water+with+RT-PCR+and+cell+culture.">Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture.</a> J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).</li><li>Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Detection+of+human+viruses+in+rivers+of+a+densly-populated+area+in+Germany+using+a+virus+adsorption+elution+method+optimized+for+PCR+analyses.">Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses.</a> Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).</li><li>Lieberman, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).</li><li>Parshionikar, S. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Waterborne+outbreak+of+gastroenteritis+associated+with+a+norovirus.">Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).</li><li>Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gastroenteritis+outbreak+caused+by+waterborne+norovirus+at+a+New+Zealand+ski+resort.">Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort.</a> Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).</li><li>Shaw, S., Regli, S., Chen, J., Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+occurrence+and+health+risks+in+drinking+water.">Virus occurrence and health risks in drinking water.</a> Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).</li><li>Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+Enteroviruses+from+Large+Volumes+of+Water.">Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water.</a> Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).</li><li>Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+in+water.+II.+Evaluation+of+membrane+cartridge+filters+for+recovering+low+multiplicities+of+poliovirus+from+water.">Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water.</a> Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=40+CFR+Part+141+National+Primary+Drinking+Water+Regulations:+Monitoring+Requirements+for+Public+Drinking+Water+Supplies;+Final+Rule.">40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule.</a> Federal Register. 61 (94), 141 (1996).</li><li>Pang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microbial+removal+rates+in+subsurface+media+estimated+from+published+studies+of+field+experiments+and+large+intact+soil+cores.">Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores.</a> J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).</li><li>Johnson, T. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+and+Bacteria+in+Karst+and+Fractured+Rock+Aquifers+in+East.">Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East.</a> Ground Water. 49 (1), 98-110 (2011).</li><li>Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).</li><li>Fout, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , 1-91 (2012).</li><li>Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Viruses+in+nondisinfected+drinking+water+from+municipal+wells+and+community+incidence+of+acute+gastrointestinal+illness.">Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness.</a> Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).</li><li>Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scientific+Investigations+Report+2004-5219,+U.S.+Geological+Survey.">Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey.</a> Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).</li><li>Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+the+Risk+from+Giardia+and+Viruses+in+Drinking-Water.">Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water.</a> Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Parts+141+and+142+Revisions+to+the+Unregulated+Contaminant+Monitoring+Regulation+(UCMR3)+for+Public+Water+Systems;+Final+Rule.">Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule.</a> Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).</li><li>Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+enteroviruses,+adenoviruses,+and+noroviruses+from+drinking+water+by+use+of+glass+wool+filters.">Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).</li><li>Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+various+real-time+RT-PCR+assays+for+the+detection+and+quantitation+of+human+norovirus.">Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus.</a> J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).</li><li>Cashdollar, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+Evaluation+of+EPA+Method+1615+for+Detection+of+Enterovirus+and+Norovirus+in+Water.">Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).</li><li>Cashdollar, J. L., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+primary+concentration+of+viruses+from+water+samples:+a+review+and+meta-analysis+of+recent+studies.">Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies.</a> J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).</li><li>Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+hollow-fiber+ultrafiltration+primary+concentration+of+pathogens+and+secondary+concentration+of+viruses+from+water.">Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water.</a> J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).</li><li>Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+of+a+virus+concentration+method+and+its+application+to+detection+of+enterovirus+and+norwalk+virus+from+coastal+seawater.">Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater.</a> Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).</li><li>Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recovery+of+human+norovirus+from+water+by+virus+concentration+methods.">Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods.</a> J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).</li><li>Sobsey, M. D., Jones, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+of+poliovirus+from+tap+water+using+positively+charged+microporous+filters.">Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).</li><li>Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+electropositive+filter+for+concentrating+enteroviruses+and+noroviruses+from+large+volumes+of+water.">New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).</li><li>Ko, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+electropositive+filtration+for+recovering+norovirus+in+water.">Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water.</a> J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).</li><li>Liu, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laboratory+Evidence+of+Norwalk+Virus+Contamination+Levels+on+the+Hands+of+Infected+Individuals.">Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Différents types de filtres pour concentrer les virus dans les eaux environnementales ont été utilisés au cours des années 26. Les méthodes actuelles utilisent des ultrafiltres, filtres 27 électronégatifs 13,28,29, des filtres en laine de verre 23, 30 et des filtres électropositifs. Électronégatif filtres ont été largement utilisés depuis de nombreuses années, mais une exigence pour l&#39;addition de sel et l&#39;ajustement du pH de l&#39;eau dans le champ avant ou pendant l&#39;échantillonnage limite leur utilité 13. Le choix de filtre le plus pratique pour échantillonnage sur le terrain est filtres électropositifs. Ces filtres permettent l&#39;échantillonnage de grands volumes d&#39;eau à des débits élevés et sans aucun conditionnement de l&#39;eau. Filtres de laine de verre sont l&#39;option la moins coûteuse, mais avoir des débits plus lents que les filtres électropositifs et ne sont pas disponibles dans le commerce. Ultrafiltres fournissent les recouvrements plus élevés de virus sur une large gamme de qualité de l&#39;eau, mais l&#39;équipement requis pour Sampling est pas facilement portable champ et le temps nécessaire pour prélever des échantillons 27 est beaucoup plus longue. Méthodes ont été développées récemment que l&#39;utilisation préconditionné filtres électronégatifs pour éviter la nécessité d&#39;un ajustement dans le domaine, mais ceux-ci peuvent ne pas être applicables pour la collecte de grands volumes d&#39;échantillons 28,29. Méthode EPA 1615 utilise des filtres à cartouche électropositifs qui obtiennent leur charge positive soit de nanofibres d&#39;oxyde d&#39;aluminium ou des amines quaternaires. Les avantages du premier sur le second, ce est qu&#39;il est moins cher et recueille efficacement le virus dans les eaux sur une plus large gamme de pH naturel valeurs 30,31; Toutefois, chaque cartouche, ainsi que les filtres de laine de verre utilisés par Borchardt et ses collègues donnent recouvrements similaires de entérovirus et de norovirus 23,31,32 de l&#39;eau (Cashdollar, données non publiées). Les filtres à cartouches sont placées dans un appareil d&#39;échantillonnage simple qui est conçu pour simplifier la collecte d&#39;échantillonset réduire la contamination pendant l&#39;échantillonnage. Les méthodes standard sont inestimables lorsque de grandes études sont effectuées avec plusieurs laboratoires d&#39;analyse. Méthode EPA 1615 prévoit des procédures et des conseils pour minimiser les deux grandes questions de collecte de l&#39;échantillon qui peuvent affecter les données recueillies au cours de ces standards études-faux résultats positifs découlant de la contamination lors de la collecte de l&#39;échantillon ou de composants de l&#39;appareil mal désinfectée, et le colmatage des pores du filtre par des composants en l&#39;eau étant échantillonné. Tout comme les virus entériques peuvent se propager de personne à personne en raison de manque d&#39;hygiène, les virus peuvent être introduits dans des échantillons provenant de la main ou des mains mal lavées avec des gants contaminés 33. Il est essentiel que les échantillonneurs à comprendre les voies potentielles de contamination et utilisent une technique aseptique lors de l&#39;échantillonnage. Échantillonneurs doivent comprendre que les gants sont principalement utilisés pour protéger l&#39;échantillonneur de l&#39;exposition et de ne pas protéger l&#39;appareil de contamination. Les mains doivent être lavées avant le début de l&#39;échantillonnage et de soins doivent être prises au cours de l&#39;enfilage de gants pour prévenir main gant contamination. Échantillonneurs de gastro-entérite ou des symptômes respiratoires ne doivent pas prélever des échantillons, car ils pourraient être versaient entérovirus ou norovirus dans les niveaux élevés. Deuxièmement, il faut veiller à éviter toute contamination du virus à partir des événements d&#39;échantillonnage précédentes. Pour réduire cette source potentielle de contamination, le dispositif d&#39;échantillonnage dans la méthode 1615 a été modifiée de celle de l&#39;ICR par l&#39;exclusion d&#39;un régulateur de pression et de mesure de pression entre l&#39;entrée et le module de logement de cartouche. Ces composants ont été retirés parce que les pressions observées pendant les événements d&#39;échantillonnage étaient toujours en dessous de la note maximale du logement (par exemple, 125 psi pour les boîtiers de cartouches 5 pouces) et parce qu&#39;ils étaient difficiles à désinfecter. Ce dernier problème a été démontrée grâce à l&#39;utilisation de l&#39;équipement témoins à blanc en studies la suite de l&#39;ICR 6,20. Le degré auquel il affecté les données ICR est inconnue, mais était probablement faible; il n&#39;y avait que deux échantillons de faux positifs d&#39;évaluation des performances négatives pendant l&#39;étude (données non présentées). Pour réduire davantage la possibilité de contamination par transfert, il est également recommandé que le module de tubulure d&#39;entrée est remplacé après chaque événement d&#39;échantillonnage. Il est particulièrement important d&#39;assurer une désinfection adéquate si l&#39;appareil a été utilisé pour un contrôle de qualité ou de rendement qui a été ensemencée avec des virus. Avant de procéder à la désinfection, la concentration de chlore libre doit être mesurée de la perte au cours du stockage. En plus des modifications de la configuration de l&#39;appareil décrit ci-dessus, il est essentiel que les ébauches de l&#39;équipement normal être exécutées pour démontrer que la désinfection est efficace. Méthode 1 615 mandats qui ébauches de matériel être effectuée en utilisant des appareils qui ont été désinfectés après avoir été utilisée pour les contrôles de virus tête de série, ce qui simplifiela procédure en éliminant la nécessité de passer d&#39;une solution de virus tête de série à travers l&#39;appareil avant la désinfection. La concentration de désinfectant a été porté à 0,525% d&#39;hypochlorite pour la méthode 1615, que cette concentration est nécessaire à la fois pour inactiver tout virus viables sur le matériel et à dégrader les acides nucléiques. Par conséquent, les blancs d&#39;équipement doivent être analysés en utilisant à la fois la culture cellulaire et analyses qPCR. Les deux types de filtres électropositifs ont fait l&#39;objet d&#39;une obstruction pendant les études rapportées dans le tableau 1. Un nombre inconnu d&#39;échantillons avec des volumes réduits peut-être dû à des erreurs d&#39;échantillonnage, comme une lecture erronée du totalisateur ou un arrêt plus tôt intentionnelle de l&#39;échantillonnage de rencontrer un autre date limite, en particulier pour les eaux à turbidité lectures de moins de 20 NTU. Le degré de colmatage dépend à la fois les paramètres de type de filtre et la qualité de l&#39;eau. Préfiltres fournissent une certaine mesure de l&#39;amélioration, mais se il est utilisé, doivent être traitées et analyséesséparément du filtre électropositif. La recommandation actuelle pour la UCMR3 est que l&#39;échantillon soit prélevé sans préfiltres en utilisant des filtres à base de nanofibres d&#39;oxyde-deux aluminium si au moins la moitié du volume peut être recueillie à l&#39;aide du premier filtre.

Les virus entériques humains répliquent dans le tractus gastro-intestinal et se propagent par la voie fécale-orale. Ces virus sont souvent trouvés dans les eaux usées à forte concentration de 1 à 3. Ils peuvent persister dans les effluents d&#39;eaux usées 4,5, et 6,7 surface, rez-de-8-10 et 11 eaux potable traitée. Lorsqu&#39;il est présent, la concentration du virus dans les eaux environnementales aux États-Unis est généralement trop faible pour la mesure directe 12,13. Cela exige que les virus soient concentrées à partir de grands volumes d&#39;eau. Au cours de la Règle de collecte de l&#39;information (ICR) de suivi menées par l&#39;Environmental Protection Agency des États-Unis (EPA) 14, les concentrations de virus d&#39;échantillons positifs dans l&#39;eau de source de grands services publics à l&#39;échelle nationale à distance de 0,009 à 19,7 nombre le plus probable d&#39;unités infectieuses (NPP) / L. Les concentrations médianes et moyennes des échantillons positifs étaient 0,03 et 0,17 MPN / L pour les eaux de source de ruisseaux, 0,01à 0,07 MPN / L pour ceux des lacs et des réservoirs, et de 0,04 à 0,74 MPN / L pour ceux qui utilisent les eaux souterraines 11 (données de la base de données d&#39;accès de 18 mois ICR Aux1 datée du 25.04.2000). concentrations de virus d&#39;échantillons positifs d&#39;une étude de l&#39;EPA des eaux souterraines nationales allaient de 0,009 à 2,12 unités infectieuses / L avec la médiane et les concentrations moyennes de 0,13 et 0,29 unités infectieuses / L 8. La concentration du virus dans des échantillons d&#39;eau souterraine positifs était plus élevé que ceux des ruisseaux. La plupart des installations utilisant des eaux souterraines dans ces études obtenu l&#39;eau des aquifères situés dans des régions karstiques. Ceux-ci, ainsi que ceux situés dans le calcaire et cristallin paramètres (du substratum rocheux fracturé) sont susceptibles d&#39;avoir des concentrations de virus plus élevés que dans d&#39;autres contextes 8,15,16. Méthodes de virus EPA précisent volumes d&#39;échantillonnage de 200 L (ICR) à 300 L (Méthode 1615) de l&#39;eau de surface et 1000 L (ICR) pour 1500 L (Méthode 1615) des eaux souterraines 17,18. Cependant, même avec l&#39;utilisation degrands volumes d&#39;échantillons, la plupart des échantillons de surface et des eaux souterraines sont négatifs pour le virus 8,11,19,20. Les virus présents dans les eaux de surface présentent un risque sanitaire potentiel pour les consommateurs d&#39;eau potable. La Surface Water Treatment Rule exige que tous les usines de traitement utilisant l&#39;eau de surface pour réduire les concentrations de virus d&#39;au moins 4 log. Même avec une réduction de 4 log, les concentrations de virus infectieux dans la source d&#39;eau aussi petit que 0,0044 MPN / L pourraient conduire à une infection par jour en supposant une telle exposition et de traitement des conditions moyennes et les paramètres de dose-réponse pour le rotavirus 11,21. Le risque de virus dans les eaux souterraines non traitées pourrait être encore plus grande en raison de l&#39;absence de traitement et l&#39;apparition virale. Borchardt et ses collègues estiment que jusqu&#39;à 22% des gastro-entérite aiguë chez les adultes et 63% chez les enfants de moins de cinq ans pourraient être attribuables au virus dans l&#39;eau potable dans les communautés en utilisant les eaux souterraines non traitées 19. EPA Méthode 1615 a été développé pour détecter et entérovirus norovirus au cours de troisième cycle de suivi de la surveillance de la contamination non réglementée règlement (UCMR3) 22 comme un ressortissant suivi des conclusions de Borchardt et collègues 19,23. La méthode EPA a été conçu principalement pour mesurer le virus dans les systèmes utilisant les eaux souterraines non traitées, mais a été écrit plus généralement à d&#39;autres types de matrice de l&#39;eau. La nouvelle méthode est un hybride en préservant de nombreux éléments de la méthode du virus utilisé lors de la précédente IC 17, l&#39;ajout de procédures moléculaires basée sur la méthode de Borchardt et al. 19,23 et jeux d&#39;amorces supplémentaires pour les norovirus 24. Le but de cet article est de décrire la procédure d&#39;échantillonnage et les mesures nécessaires pour maintenir l&#39;intégrité de l&#39;échantillon lors de la collecte et l&#39;expédition. Une évaluation de la méthode globale est décrite dans Cashdollar et al. 25. Ce protocole couvre collectio simple sur le terrainn des eaux de surface et souterraines où une pompe et pré-filtre ne sont pas nécessaires et où les ajustements ne sont pas nécessaires pour le pH ou la présence d&#39;un désinfectant dans l&#39;eau à échantillonner. Les exigences d&#39;échantillonnage plus complexes sont décrits dans Fout et al. 17,18.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="711">
	<tbody>
		<tr height="46">
			<td height="46" style="height:46px;width:215px;">Name of the reagent/Equipment</td>
			<td style="width:99px;">Company</td>
			<td style="width:129px;">Catalogue number</td>
			<td style="width:271px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">1-L polypropylene bottle</td>
			<td style="width:99px;">Nalgene</td>
			<td style="width:129px;">2104-0032</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Aluminum foil squares</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06275-40</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Autoclave</td>
			<td style="width:99px;">Steris</td>
			<td style="width:129px;">Amsco Lab Series</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Bubble wrap</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50776</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Uline</td>
			<td style="width:129px;">S-12283</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Closable bag</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">S31798C</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Commercial ice packs</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06345-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Cool safe box</td>
			<td style="width:99px;">Diversified Biotech</td>
			<td style="width:129px;">CSF-BOX</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Gauze sponge</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-415-469</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Graduated cylinder</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06135-90</td>
			<td style="width:271px;">4-L or larger</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Hype Wipe</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">14-412-56</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">iButtons temperature data logger</td>
			<td style="width:99px;">Maxim</td>
			<td style="width:129px;">DS1921G</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Insulated storage and transport chest</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">11-676-12</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Packing tape</td>
			<td style="width:99px;">U.S. Plastics</td>
			<td style="width:129px;">50083</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable chlorine colorimeter II test kit</td>
			<td style="width:99px;">Hach</td>
			<td style="width:129px;">5870062</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable pH and temperature probe</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">PHH-830</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Portable turbidity meter</td>
			<td style="width:99px;">Omega</td>
			<td style="width:129px;">TRB-2020-E</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">PTFE thread tape</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">08270-34</td>
			<td style="width:271px;">Use on all threaded connections</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Pump, Centrifugal Magnetic Drive</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">72010-20</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Reduction nipple</td>
			<td style="width:99px;">Cole-Parmer</td>
			<td style="width:129px;">06349-87</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;">Use locally available household bleach</td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Sodium thiosulfate (Na2S2O3)</td>
			<td style="width:99px;">Sigma Aldrich</td>
			<td style="width:129px;">217247</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Surgical gloves</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">19-058-800</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;">Waterproof marker</td>
			<td style="width:99px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:129px;">22-290546</td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="28">
			<td height="28" style="height:28px;width:215px;"></td>
			<td style="width:99px;"></td>
			<td style="width:129px;"></td>
			<td style="width:271px;"></td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:215px;">Media</td>
			<td style="width:99px;">Composition</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="299">
			<td height="299" style="height:299px;width:215px;">0.525% sodium hypochlorite (NaClO)</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.&#160; Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="240">
			<td height="240" style="height:240px;width:215px;">1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate</td>
			<td style="width:99px;">Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.&#160; Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. i. collection of virus samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Colmatage du filtre est un problème potentiel majeur qui peut être rencontré avec la méthode 1615. colmatage diminue le débit d&#39;eau à travers le filtre. Dans certains cas, cela peut être surmonté par l&#39;ouverture du robinet à soupape pour permettre un plus grand débit. Dans d&#39;autres cas, le filtre va devenir complètement bouché avant que le volume requis est passé à travers lui. Le tableau 1 montre le pourcentage d&#39;échantillons avec des volumes réduits en fonction du type de filtre, du type de l&#39;eau, et de la turbidité. Colmatage se est produite avec des échantillons à la fois de l&#39;eau souterraine et de l&#39;eau de surface, avec le filtre à base de nanofibres d&#39;oxyde d&#39;aluminium surperforme le filtre à base d&#39;amine quaternaire pour les échantillons d&#39;eau souterraine alors que l&#39;inverse était le cas pour les échantillons d&#39;eau de surface. Dans l&#39;ensemble, 6% des échantillons prélevés en utilisant le filtre à base d&#39;amine quaternaire était déficiente dans le volume tandis que 10% des échantillons prélevés avec les filtres à base de nanofibres d&#39;oxyde d&#39;aluminium n&#39;a pas respecté le volume minimum spécifié nécessaire en raison de l&#39;obstruction. Dans genresl, colmatage augmentait avec la turbidité, mais un certain nombre de différents composants contribuent à la turbidité et certaines d&#39;entre elles ne conduisent pas à l&#39;encrassement. Par exemple, 43% de tous les événements survenus au cours de colmatage l&#39;étude ICR se limitait à deux systèmes fluviaux (données non présentées). Au cours de l&#39;ICR le volume cible minimum pour l&#39;eau de surface est de 200 L. Le volume moyen recueillies au cours de l&#39;étude était de 217 ± 32 L avec un volume médian de 208 L (données de la base de données d&#39;accès de 18 mois ICR Aux1 datés 25/04/2000) . Ainsi, le volume complet peut être recueillis auprès de nombreuses eaux, même avec de hauts turbidité. L&#39;ICR nécessaire échantillonneurs d&#39;utiliser un préfiltre lorsque la turbidité étaient plus de 75 NTU, mais même avec un préfiltre, 34% des échantillons prélevés dans les eaux dont la turbidité de plus de 75 NTU bouché. Méthode 1615 recommande l&#39;utilisation d&#39;un préfiltre avec des eaux de plus de 50 NTU; Cependant, depuis la publication de la méthode de 1615, plusieurs options de préfiltre en plus à celles énumérées dans la méthode ont ététester. Aucun de ceux-ci conduit à une amélioration significative du volume de l&#39;échantillon (données non présentées). <img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/52067/52067fig1.jpg" /> Figure 1. Filtre standard Appareil. L&#39;appareil de filtre standard se compose d&#39;admission, boîtier de filtre, et des modules de décharge (voir Matériaux supplémentaires pour une description de chaque module). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52067/52067fig1large.jpg" target="_blank">Se il vous plaît cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0"><tbody><tr><td> Total des échantillons A </td><td> Nombre d&#39;échantillons déficients b </td><td> Pourcentage échantillons déficients </td><td> Turbidité (NTU) </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Les eaux souterraines utilisant NanoCeram<html> Filtres c </td></tr><tr><td> 113 </td><td> 1 </td><td> 1 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> l&#39;eau de surface en utilisant des filtres de NanoCeram c </td></tr><tr><td> 83 </td><td> 12 </td><td> 14 </td><td> &lt;20 d </td></tr><tr><td> 8 </td><td> 4 </td><td> 50 </td><td> 20 - &lt;50 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 5 </td><td> 83 </td><td> ≥ 50 d </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="230px" style="text-align:center"> Total NanoCeram c </td></tr><tr><td> 210 </td><td> 22 </td><td> 10 </td><td> ≥ 0 </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="200px" style="text-align:center"> Les eaux souterraines utilisant 1MDS Filtres c </td></tr><tr><td> 374 </td><td> 75 </td><td> 20 </td><td> &lt;20 </td></tr><tr>ext-align: center &quot;&gt; eau de surface en utilisant 1MDS Filtres c </td></tr><tr><td> 2693 </td><td> 27 </td><td> 1 e </td><td> &lt;20 e </td></tr><tr><td> 505 </td><td> 36 </td><td> 7 f </td><td> 20 - &lt;50 f </td></tr><tr><td> 122 </td><td> 19 </td><td> 16 e </td><td> 50 - &lt;75 g </td></tr><tr><td> 175 </td><td> 60 </td><td> 34 e, f </td><td> ≥ 75 e, f, g </td></tr><tr><td colspan="4" fo:padding-left="240px" style="text-align:center"> Total des 1MDS c </td></tr><tr><td> 3869 </td><td> 217 </td><td> 6 </td><td> ≥ 0 </td></tr></tbody></table> Tableau 1. la capacité de filtre un échantillons sont des études suivantes à partir de laquelle les données de volume et de turbidité sont disponibles:. 1) étude de l&#39;EPA (ICR de données provenant de la base de données d&#39;accès de 18 mois ICR Aux1 du 4/25/2000), 2) l&#39;étude EPA des eaux souterraines 8, 3) EPA-Laurent et Lowell, l&#39;étude MA (données non publiées), 4) une étude EPA fleuve Mississippi (données non publiées), 5) étude EPA potable de l&#39;usine de traitement de l&#39;eau (données non publiées), 6) Méthode EPA 1615 étude d&#39;évaluation 25, et 7) les trois premiers mois de la surveillance UCMR3 (données non publiées). échantillons B où le filtre bouché avant que le volume minimum d&#39;eau spécifié pour chaque étude ont été recueillis. Ce était de 200 L pour les eaux de surface et 1500 L pour les eaux souterraines, mais était de 200 L pour les eaux de source qui étaient souterraine sous l&#39;EPA ICR et 1893 L pour l&#39;étude des eaux souterraines EPA. C La capacité de recueillir la pleine volume minimum spécifié est significativement différent pour échantillons prélevés à l&#39;aide de filtres et NanoCeram 1MDS (P = 0,002) et entre les eaux de surface et des eaux souterraines à la fois globale (P &lt;0,001) et pour chaque type de filtre (P &lt;0,001) en utilisant le test de Mann-Whitney Rank Sum. d &amp; #8211; groupes G avec la même valeur en exposant sont significativement différentes (P &lt;0,05) selon le Kruskal-Wallis Une Analyse de variance sur le test des rangs et Pairwise méthode des comparaisons multiples de Dunn. Pour tous les tests statistiques la variable dépendante est le volume ayant traversé le filtre comme une fraction du volume minimum spécifiée, mais avec une valeur maximale de 1,0.

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EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Méthode EPA 1615. Mesure de entérovirus et Norovirus présence dans l&#39;eau par Culture et RT-qPCR. I. Prélèvement des échantillons de virus

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

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Research

JoVE Journal

Environment

12.0K vues.  U.S Environmental Protection Agency. EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Vidéo: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

Une procédure de petit volume pour la concentration virale de l&#39;eau

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

Recherche

Environnement

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

Méthode EPA 1615. Mesure des entérovirus et Norovirus Présence dans l&#39;eau par la culture et de RT-qPCR. II. Total des cultivable Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

Méthode EPA 1615. Mesure des entérovirus et Norovirus présence dans l&#39;eau par la culture et RT-qPCR. Partie III. Détection de virus par RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Sélection de la taille Gel automatisé pour améliorer la qualité des bibliothèques de séquençage de prochaine génération Préparé à partir d&#39;échantillons d&#39;eau de l&#39;environnement

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

A Simple Method for Automated Solid Phase Extraction of Water Samples for Immunological Analysis of Small Pollutants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and enables to perform rapid, automated and simple SPE. The pre-concentrated solution is compatible with analysis by immunoassay, with a low organic solvent content. A method is described for the extraction and pre-concentration of natural hormone 17&#946;-estradiol in 100 ml water samples. Reverse phase SPE is performed with octadecyl-silica sorbent and elution is done with 200 &#181;l of methanol 50% v/v. Eluent is diluted by adding di-water to lower the amount of methanol. After preparing manually the SPE column, the overall procedure is performed automatically within 1 hr. At the end of the process, estradiol concentration is measured by using a commercial enzyme-linked immune-sorbent assay (ELISA). 100-fold pre-concentration is achieved and the methanol content in only 10% v/v. Full recoveries of the molecule are achieved with 1 ng/L spiked de-ionized and synthetic sea water samples.

A protocol for the extraction and pre-concentration of estradiol from water samples by using an automated and miniaturized system is presented.

Une méthode simple pour l&#39;extraction des échantillons d&#39;eau automatisée en phase solide pour immunologique analyse des petits polluants

A new method for solid phase extraction (SPE) of environmental water samples is proposed. The developed prototype is cost-efficient and user friendly, and ...

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VACUSIP, une méthode Inex améliorée pour<em&gt; In Situ</em&gt; Mesure des particules et composés dissous transformés par suspensivores actifs

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Use of a Filter Cartridge for Filtration of Water Samples and Extraction of Environmental DNA

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies employed disk fiber filters to collect eDNA from water samples, although a number of microbial studies in aquatic environments have employed filter cartridges, because the cartridge has the advantage of accommodating large water volumes and of overall ease of use. Here we provide a protocol for filtration of water samples using the filter cartridge and extraction of eDNA from the filter without having to cut open the housing. The main portions of this protocol consists of 1) filtration of water samples (water volumes &#8804;4 L or &gt;4 L); (2) extraction of DNA on the filter using a roller shaker placed in a preheated incubator; and (3) purification of DNA using a commercial kit. With the use of this and previously-used protocols, we perform metabarcoding analysis of eDNA taken from a huge aquarium tank (7,500 m3) with known species composition, and show the number of detected species per library from the two protocols as the representative results. This protocol has been developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

We describe a protocol for filtration of water samples with a filter cartridge and extraction of environmental DNA (eDNA) without having to cut open the housing to remove the filter. This protocol is developed for metabarcoding eDNA from fishes, but is also applicable to eDNA from other organisms.

Utilisation d&#39;une cartouche filtrante pour la filtration de l&#39;eau et des échantillons d&#39;extraction de l&#39;ADN de l&#39;environnement

Recent studies demonstrated the use of environmental DNA (eDNA) from fishes to be appropriate as a non-invasive monitoring tool. Most of these studies ...

A Lipid Extraction and Analysis Method for Characterizing Soil Microbes in Experiments with Many Samples

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial communities, a relatively precise but effort-intensive technique to assay microbial community composition is phospholipid fatty acid (PLFA) analysis. PLFA was developed to analyze phospholipid biomarkers, which can be used as indicators of microbial biomass and the composition of broad functional groups of fungi and bacteria. It has commonly been used to compare soils under alternative plant communities, ecology, and management regimes. The PLFA method has been shown to be sensitive to detecting shifts in microbial community composition.
An alternative method, fatty acid methyl ester extraction and analysis (MIDI-FA) was developed for rapid extraction of total lipids, without separation of the phospholipid fraction, from pure cultures as a microbial identification technique. This method is rapid but is less suited for soil samples because it lacks an initial step separating soil particles and begins instead with a saponification reaction that likely produces artifacts from the background organic matter in the soil. 
This article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples. The method combines the accuracy achieved through PLFA profiling by extracting and concentrating soil lipids as a first step, and a reduction in effort by saponifying the organic material extracted and processing with the MIDI-FA method as a second step.

The article describes a method that increases throughput while balancing effort and accuracy for extraction of lipids from the cell membranes of microorganisms for use in characterizing both total lipids and the relative abundance of indicator lipids to determine soil microbial community structure in studies with many samples.

Méthode d&#39;extraction et d&#39;analyse de lipides pour caractériser les microbes du sol dans les expériences avec de nombreux échantillons

Microbial communities are important drivers and regulators of ecosystem processes. To understand how management of ecosystems may affect microbial ...

Collection and Extraction of Occupational Air Samples for Analysis of Fungal DNA

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several limitations that have resulted in the exclusion of many species. Advances in the field over the last two decades have led occupational health researchers to turn to molecular-based approaches for identifying fungal hazards. These methods have resulted in the detection of many species within indoor and occupational environments that have not been detected using traditional methods. This protocol details an approach for determining fungal diversity within air samples through genomic DNA extraction, amplification, sequencing, and taxonomic identification of fungal internal transcribed spacer (ITS) regions. ITS sequencing results in the detection of many fungal species that are either not detected or difficult to identify to species level using culture or microscopy. While these methods do not provide quantitative measures of fungal burden, they offer a new approach to hazard identification and can be used to determine overall species richness and diversity within an occupational environment.

Determining the fungal diversity within an environment is a method utilized in occupational health studies to identify health hazards. This protocol describes DNA extraction from occupational air samples for amplification and sequencing of fungal ITS regions. This approach detects many fungal species that can be overlooked by traditional assessment methods.

Collecte et Extraction des échantillons d’Air professionnel pour l’analyse de l’ADN fongique

Traditional methods of identifying fungal exposures in occupational environments, such as culture and microscopy-based approaches, have several ...

Optimized Procedure for Determining the Adsorption of Phosphonates onto Granular Ferric Hydroxide using a Miniaturized Phosphorus Determination Method

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide (GFH), with little effort and high reliability. The phosphonate, e.g., nitrilotrimethylphosphonic acid (NTMP), is brought into contact with the GFH in a rotator in a solution buffered by an organic acid (e.g., acetic acid) or Good buffer (e.g., 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) [MES] and N-cyclohexyl-2-hydroxyl-3-aminopropanesulfonic acid [CAPSO]) in a concentration of 10 mM for a specific time in 50 mL centrifuge tubes. Subsequently, after membrane filtration (0.45 &#181;m pore size), the total phosphorus (total P) concentration is measured using a specifically developed determination method (ISOmini). This method is a modification and simplification of the ISO 6878 method: a 4 mL sample is mixed with H2SO4 and K2S2O8 in a screw cap vial, heated to 148-150 &#176;C for 1 h and then mixed with NaOH, ascorbic acid and acidified molybdate with antimony(III) (final volume of 10 mL) to produce a blue complex. The color intensity, which is linearly proportional to the phosphorus concentration, is measured spectrophotometrically (880 nm). It is demonstrated that the buffer concentration used has no significant effect on the adsorption of phosphonate between pH 4 and 12. The buffers, therefore, do not compete with the phosphonate for adsorption sites. Furthermore, the relatively high concentration of the buffer requires a higher dosage concentration of oxidizing agent (K2S2O8) for digestion than that specified in ISO 6878, which, together with the NaOH dosage, is matched to each buffer. Despite the simplification, the ISOmini method does not lose any of its accuracy compared to the standardized method.

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide, with little effort and high reliability. In a buffered solution, the phosphonate is brought into contact with the adsorbent using a rotator and then analyzed via a miniaturized phosphorus determination method.

Procédure optimisée pour la détermination de l’Adsorption de Phosphonates sur hydroxyde ferrique granulaire, en utilisant une méthode de dosage de phosphore miniaturisé

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric ...