This work was funded by Genome BC, Genome Canada, and Coastal Genomics. The authors thank Kirby Cronin and Michael Chan for their help in sample collection and processing. We also would like to acknowledge Thea Van Rossum and Dr. Fiona Brinkman for bioinformatics assistance.

1. Collecte de l&#39;eau et de filtration <ol><li> Prélever des échantillons d&#39;eau douce provenant de divers sites (figure 1). Faire passer les échantillons à travers une série de filtres: 1 um filtre, filtre de 0,2 um, et le filtre à écoulement tangentiel 30 kDa de coupure systématiquement eucaryote séparé, des particules virales et bactériennes de taille, respectivement. Note: Seule la purification et l&#39;analyse des matériaux récupérés sur les 0,2 um filtres (bactéries vivant en liberté) est décrite dans le présent rapport, mais des approches similaires peut être utilisé pour les autres particules récupérées sur les filtres. </li></ol> 2. Concentration bactérienne, extraction et purification de l&#39;ADN <ol><li> Retirer le filtre de 0,2 um à membrane (s) à partir du système de filtration de l&#39;eau (schéma, figure 2). Pliez le filtre de 0,2 um de disque en deux et placez-le dans un tube de 50 ml avec le côté ouvert vers le haut. Ajouter 5 ml de solution tamponnée au phosphate (PBS 1x) et 0,01% de Tween, pH 7,4 dansle tube. Si plus d&#39;un filtre est utilisé pendant le processus employer un autre tube par filtre. tube (s) de magasin avec filtre à 4 ° C jusqu&#39;à leur transformation. Sinon, passez à l&#39;étape 2.2. </li><li> Retirer le filtre à membrane de 0,2 um à partir du tube de 50 ml avec des pinces stériles. Placer le filtre (s) sur une boîte de Pétri (quitter le tampon PBS dans le tube). <ol><li> Avec des pinces stériles et ciseaux stériles, couper le filtre en petites lanières (1 cm x 1 cm). Désinfecter pinces et ciseaux par trempage dans 70% d&#39;isopropanol, essuyant avec une surface décontaminant d&#39;ADN et de rinçage avec de l&#39;eau ultra-pure de type 1 entre les différents échantillons. </li></ol></li><li> Placez le filtre coupé en lanières de nouveau dans le même tube de 50 ml. Ajouter 10 ml de 1 x PBS et 0,01% de Tween, pH 7,4 pour le filtre de sorte qu&#39;il ya un total de 15 ml de tampon dans le tube de 50 ml. </li><li> Ajouter six perles de tungstène propres (de 3 mm de diamètre) à chaque tube de 50 ml, couvrir le tube avec du Parafilm, et le vortex vigoureusement pendant 20 min (50 ml utiliser tubes vortex adaptateur). Si multIPLE filtres sont traitées d&#39;un échantillon, le transfert et piscine toute l&#39;homogénat dans un tube de 50 ml propre. Centrifuger les tubes à 3300 g pendant 15 min à 4 ° C. </li><li> Reprendre le culot et aliquotes cellules bactériennes (~ 1 ml de Aliquots) dans 1,7 ml microtubes. Notez qu&#39;il y aura cinq microtubes par échantillon. </li><li> Isoler les microtubes à 10 000 g pendant 10 min, et éliminer la plupart du surnageant jusqu&#39;à ~ 200 pi marque. </li><li> Conserver les échantillons à -80 ° C, ou de procéder à l&#39;extraction d&#39;ADN bactérien en utilisant un kit d&#39;isolement d&#39;ADN disponible dans le commerce selon les instructions du fabricant. Au cours de l&#39;utilisation de bactéries d&#39;extraction d&#39;ADN, soit du PBS ou de l&#39;eau en tant que témoin négatif de l&#39;extraction, et E. coli comme contrôle positif d&#39;extraction. </li><li> Parce que l&#39;ADN de plusieurs tubes de l&#39;extraction, en commun sous-parallèles aliquotes du même échantillon dans un tube de 2 ml. Ensuite procéder à une O / N précipitation en utilisant une solution constituée de 0,1volumes d&#39;acétate de sodium 3 M, 2 volumes d&#39;éthanol à 100%, et 5 pl de 5 pg / pl acrylamide linéaire. Bien mélanger et conserver les échantillons à -80 ° C. </li><li> Centrifuger à vitesse maximale (17 000 xg) pendant 30 min à 4 ° C. Laver culot avec 1 ml d&#39;éthanol à 70% de glace-froid, l&#39;air sec dans une enceinte de biosécurité pour pas plus de 5 min et remettre en suspension culot d&#39;ADN dans 34 ul de 10 mM Tris-Cl, pH 8,5. Remarque: acrylamide linéaire permettra de visualiser l&#39;ADN culot après l&#39;O / N précipitations. </li><li> Déterminer la quantité et la qualité de l&#39;ADN en utilisant une haute sensibilité de l&#39;essai de quantification de l&#39;acide nucléique fluorescent et un spectrophotomètre microvolume, respectivement, en suivant les instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux). Remarque: Si plusieurs échantillons sont préparés à l&#39;époque, un dosage de l&#39;acide nucléique fluorescente ultrasensible pour quantifier l&#39;ADN double brin et fluoromètre / spectrophotomètre à base de plaque peut être utilisé à la place. </li></ol> 3. Préparation de l&#39;ADN Bibliothèque <ol><li&gt; Normaliser l&#39;ADN bactérien génomique extrait à partir d&#39;échantillons d&#39;eau à une concentration de ~ 0,2 ng / ul. </li><li> Fragment enzymatiquement une nanogramme d&#39;ADN bactérien en utilisant un procédé à base de transposons (tagmentation). Ajouter adaptateur et d&#39;index des séquences sur l&#39;ADN fragmenté en suivant les instructions du fabricant. Sous réserve tagmented échantillons à 12 cycles de PCR comme indiqué dans les instructions du fabricant, à quel point les indices de séquençage sont incorporés. </li></ol> Sélection de la taille 4. Gel automatisé <ol><li> Sautez l&#39;étape de nettoyage post-PCR standard décrit dans les instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux). Échantillons post-PCR Sélectionnez la taille directement en utilisant une plate-forme de sélection du format à base de gel-automatisé. <ol><li> Ajouter 3,5 pi de tampon de chargement à chaque échantillon. </li><li> En suivant le protocole du fabricant, charger les échantillons sur le poste de travail d&#39;électrophorèse, en spécifiant une cible de 500 à 800 pb taille-sélection, dans un extrait de 300 ulle volume d&#39;ions, en utilisant une cassette agarose préfabriqué 1,5%. </li><li> Concentrer le matériau de sortie brute (300 pi) jusqu&#39;à 25 pi par précipitation à l&#39;éthanol. Remarque: Vous pouvez également utiliser le poste de travail d&#39;électrophorèse pour automatiser la concentration pour un plus grand nombre d&#39;échantillons par plaque de filtre et le collecteur à vide. <ol><li> Précipiter le volume d&#39;élution brut en utilisant 0,1 volumes de 3 M d&#39;acétate de sodium, 2 volumes d&#39;éthanol à 100% et 5 pl de 5 pg / pl acrylamide linéaire. Mélangez bien, placer les échantillons à -80 ° CO / N. Centrifuger les échantillons à 17 000 g pendant 30 min. </li><li> Jeter surnageants et passez à laver culot d&#39;ADN avec 1 ml de glace-froid à 70% d&#39;éthanol. </li><li> Centrifuger les échantillons à nouveau à 17 000 xg pendant 30 minutes, éliminer les surnageants, l&#39;air sec, et finalement remises en suspension le culot dans l&#39;ADN 25 ul de 10 mM de Tris-Cl, pH 8,5. </li></ol></li></ol></li><li> (Facultatif) Utilisez 1 pl de banques d&#39;ADN taille sélectionnée avec la plate-forme de sélection de la taille de gel automatisé pour faire un cinq-fois la dilution avec une solution de tampon Tris-EDTA, pH 8,0. Analyser les bibliothèques aide d&#39;un instrument d&#39;électrophorèse capillaire sur puce pour analyser la qualité ADNdb selon les instructions du fabricant. </li></ol> 5. Bibliothèque Normalisation et séquençage <ol><li> Passez à normaliser les échantillons en utilisant des billes de normalisation bibliothèque (inclus dans le kit de préparation de la bibliothèque à base de transposons) comme décrit dans le guide de préparation du fabricant. <ol><li> Sinon, mesurez bibliothèques ADNdb utilisant une lampe fluorescente de sensibilité du dosage de l&#39;acide nucléique de la sensibilité élevée, suivie par la mise en commun à des rapports équimolaires pour atteindre une concentration finale de 2 nM ADN double brin. Passez à dénaturer les bibliothèques utilisant 10 pi de bibliothèques en gestion commune et 10 pi de NaOH 0,2 N, incuber pendant 5 min à température ambiante. Diluer bibliothèques dénaturés en utilisant un tampon d&#39;hybridation (fourni avec le kit de préparation à base de transposons) jusqu&#39;à un volume final de 1 ml et la concentration de 23:05. </li></ol></li><li> échantillon de charges dans une plate-forme de séquençage de nouvelle génération en suivant des protocoles classiques de séquençage du fabricant. </li></ol>

<ol>
	<li>Siuda, W., Chrost, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Concentration+and+susceptibility+of+dissolved+DNA+for+enzyme+degradation+in+lake+water+-+some+methodological+remarks.">Concentration and susceptibility of dissolved DNA for enzyme degradation in lake water - some methodological remarks.</a> Aquatic Microbial Ecology. 21, 195-201 (2000).</li><li>Ficetola, G. F., Miaud, C., Pompanon, F., Taberlet, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Species+detection+using+environmental+DNA+from+water+samples.">Species detection using environmental DNA from water samples.</a> Biology letters. 4, 423-425 (2008).</li><li>Liles, M. 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L., Jaszczyszyn, Y., Thermes, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Library+preparation+methods+for+next-generation+sequencing:+tone+down+the+bias.">Library preparation methods for next-generation sequencing: tone down the bias.</a> Experimental cell research. 322, 12-20 (2014).</li><li>Grunenwald, H., Baas, B., Caruccio, N., Syed, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid,+high-throughput+library+preparation+for+next-generation+sequencing.">Rapid, high-throughput library preparation for next-generation sequencing.</a> Nature Methods. 7, (2010).</li><li>Sambrook, J., Russell, D. 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A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+large+genome+center's+improvements+to+the+Illumina+sequencing+system.">A large genome center's improvements to the Illumina sequencing system.</a> Nature methods. 5, 1005-1010 (2008).</li><li>Marine, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+a+transposase+protocol+for+rapid+generation+of+shotgun+high-throughput+sequencing+libraries+from+nanogram+quantities+of+DNA.">Evaluation of a transposase protocol for rapid generation of shotgun high-throughput sequencing libraries from nanogram quantities of DNA.</a> Applied and environmental microbiology. 77, 8071-8079 (2011).</li><li>Rohland, N., Reich, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cost-effective+high-throughput+DNA+sequencing+libraries+for+multiplexed+target+capture.">Cost-effective high-throughput DNA sequencing libraries for multiplexed target capture.</a> Genome research. 22, 939-946 (2012).</li><li>Lamble, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+workflows+for+high+throughput+library+preparation+using+the+transposome-based+nextera+system.">Improved workflows for high throughput library preparation using the transposome-based nextera system.</a> Bmc Biotechnology. 13, (2013).</li><li>Picelli, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tn5+transposase+and+tagmentation+procedures+for+massively+scaled+sequencing+projects.">Tn5 transposase and tagmentation procedures for massively scaled sequencing projects.</a> Genome research. , (2014).</li><li>Rhodes, J., Beale, M. A., Fisher, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Illuminating+Choices+for+Library+Prep:+A+Comparison+of+Library+Preparation+Methods+for+Whole+Genome+Sequencing+of+Cryptococcus+neoformans+Using+Illumina+HiSeq.">Illuminating Choices for Library Prep: A Comparison of Library Preparation Methods for Whole Genome Sequencing of Cryptococcus neoformans Using Illumina HiSeq.</a> PloS One. 9, e113501 (2014).</li></ol>

Jared R. Slobodan et Matthew J. Nesbitt deux détiennent des actions de Coastal Genomics, une société privée Colombie-Britannique offrant la technologie Ranger.

La présence de dimères de l&#39;adaptateur et le regroupement des petites tailles d&#39;insert étant préférentiellement séquencés dans les plateformes actuelles représentent une diminution des rendements et utilisables sous-utilisation de la capacité de l&#39;équipement 15. L&#39;utilisation de méthodes de battage de perles combinées avec une approche à base de transposons pour préparer bibliothèques peut entraîner plus d&#39;ADN cisaillement par rapport à d&#39;autres méthodes d&#39;extract...

Metagenomics involves the sequencing of all the genetic material in a sample to characterize the microbial communities present. It is a complex and expensive process which involves the conversion of extracted nucleic acids into DNA libraries followed by next-generation sequencing. High quality libraries are essential for maximal data output and accurate metagenomics analysis. Environmental samples, such as water samples, often pose significant challenges to generating high quality libraries, due to low amounts of DNA that may also be degraded1-3 and the presence of inhibitors of PCR4-6. 
High quality libraries ideally consist of longer segments of DNA within a narrow range of lengths. In order to maximize the amount of useful data generated per sequencing run, the length of the DNA in the library should be at least as long as the maximum read length of the sequencing method being used. When using a sequencing-by-synthesis technology such as the Illumina MiSeq, the size of the DNA fragments affects the efficiency at which clusters are generated on the flow cell. For instance, when a library contains both shorter and longer DNA fragments, the shorter ones will be over-represented in the sequencing data7,8. In contrast, a library with similarly sized DNA fragments will be proportionally represented in the sequencing data. Many library preparation kits use ligation-based methods to add adapters to the DNA fragments and size selection is necessary to remove adapter dimers that do not contain an insert9,10. There are numerous methods11,12 to achieve this but the one technique that gives the most consistent results is the electrophoretic separation of DNA followed by the recovery of the desired lengths of DNA13,14. This process can be performed manually for a small number of samples, but when faced with processing hundreds of samples, automated solutions are required. The currently available platforms for automated gel size selection are low throughput and new platforms are needed to process large numbers of samples for sequencing. The Ranger Technology can be integrated with existing liquid handling workstations to enable the use of agarose gel electrophoresis for size selection and analytical purposes on a scale that satisfies today&#8217;s high throughput environment.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Peristaltic pump Masterflex P/S 1400 Series</td>
			<td>Thermo Scientific&#160;</td>
			<td>1400-1620</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>0.2 &#181;m Supor Membrane</td>
			<td>VWR</td>
			<td>CA28143-969</td>
			<td>Pall Corporation, Ann Harbor, MI</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tungsten carbide beads 3 mm (200)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>69997</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Isopropyl alcohol 70%</td>
			<td>Jedmon Products</td>
			<td>825751</td>
			<td>Healthcare Plus</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DNA away</td>
			<td>VWR</td>
			<td>7010</td>
			<td>Molecular BioProducts, Inc. San Diego, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Milli-Q water purification system</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>ZMQS6VF0Y</td>
			<td>Merck Millipore. This system has been discontinued.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>20 X PBS pH 7.5</td>
			<td>VWR</td>
			<td>E703-1L</td>
			<td>Amresco, Inc., Solon, OH</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween 20</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP337-100</td>
			<td>Fisher chemicals</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex adapter for 2 (50 ml) tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13000-V1-50</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex-Genie 2, 120V (Model G560)</td>
			<td>VWR</td>
			<td>SI-0236</td>
			<td>Scientific Industries, Inc.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beckman Centrifuge</td>
			<td>Raeyco Lab Equipment Systems Management Ltd</td>
			<td>Model J-6B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PowerLyzer Powersoil DNA isolation kit</td>
			<td>VWR</td>
			<td>12855-100</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vortex adapter for 24 (1.5-2 ml) tubes</td>
			<td>VWR</td>
			<td>13000-V1-24</td>
			<td>MoBio, Carlsbad, CA</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Microfuge 18 centrifuge</td>
			<td>Beckman Coulter</td>
			<td>367160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nimbus Select workstation with Ranger Technology</td>
			<td>Hamilton Robotics</td>
			<td>92720-01</td>
			<td>Includes the liquid handling workstation and integrated Ranger Tech (electrophoresis hardware)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ranger reagent kit</td>
			<td>Coastal Genomics</td>
			<td>CG-10600-150-12-21</td>
			<td>Includes loading buffer and cassettes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ethyl alcohol (anhydrous)</td>
			<td>Commercial Alcohols</td>
			<td>P016EAAN</td>
			<td>Greenfield Ethanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium acetate</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>S2889-250G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Linear acrylamide (5 mg/ml)</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>AM9520</td>
			<td>Ambion</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Eppendorf refrigerated centrifuge</td>
			<td>Raeyco Lab Equipment Systems Management Ltd.</td>
			<td>5417R</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Buffer EB (250 ml)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>19086</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NanoDrop 1000 Spectrophotometer</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>ND-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit fluorometer</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Q32857</td>
			<td>Invitrogen. This product has been discontinued.</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qubit dsDNA HS assay kit</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>Q32854</td>
			<td>Invitrogen</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High sensitivity DNA reagent</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>5067-4626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>High sensitivity DNA chips</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>5067-4626</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Agilent 2011 Bioanalyzer</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>G2938B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT DNA sample preparation kit</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1024</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nextera XT index kit</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>FC-131-1001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MiSeq reagent kit v2 (500-cycles)</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>MS-102-2003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Miseq system</td>
			<td>Illumina</td>
			<td>SY-410-1003</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

automated gel size selection to improve the quality of next-generation sequencing libraries prepared from environmental water samples

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA libraries are needed for optimal results from next-generation sequencing. Environmental samples such as water may have low quality and quantities of DNA as well as contaminants that co-precipitate with DNA. The mechanical and enzymatic processes involved in extraction and library preparation may further damage the DNA. Gel size selection enables purification and recovery of DNA fragments of a defined size for sequencing applications. Nevertheless, this task is one of the most time-consuming steps in the DNA library preparation workflow. The protocol described here enables complete automation of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments. 
In this study, we describe a high-throughput approach to prepare high quality DNA libraries from freshwater samples that can be applied also to other environmental samples. We used an indirect approach to concentrate bacterial cells from environmental freshwater samples; DNA was extracted using a commercially available DNA extraction kit, and DNA libraries were prepared using a commercial transposon-based protocol. DNA fragments of 500 to 800 bp were gel size selected using Ranger Technology, an automated electrophoresis workstation. Sequencing of the size-selected DNA libraries demonstrated significant improvements to read length and quality of the sequencing reads.

Concentration d&#39;ADN, et de l&#39;évaluation de la qualité Les concentrations d&#39;ADN bactériens ont varié de 0,01 à 0,11 ng ​​/ ml pour l&#39;échantillon d&#39;eau des différents sites de partage des eaux (tableau 1). ADN isolé de la fraction bactérienne avait un 260/280 et 260/230 A ratios de 01.04 à 01.08 et de 0,3 à 1,6, respectivement. Bien que certains des rapports A 260/230 ont été relativement fa...

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Automated Gel Size Selection to Improve the Quality of Next-generation Sequencing Libraries Prepared from Environmental Water Samples

This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries.

Sélection de la taille Gel automatisé pour améliorer la qualité des bibliothèques de séquençage de prochaine génération Préparé à partir d&#39;échantillons d&#39;eau de l&#39;environnement

Next-generation sequencing of environmental samples can be challenging because of the variable DNA quantity and quality in these samples. High quality DNA ...

automated-gel-size-selection-to-improve-quality-next-generation

Research

JoVE Journal

Environment

10.4K vues.  The University of British Columbia. This manuscript describes an automated gel size selection approach for purifying DNA fragments for next-generation sequencing. The Ranger Technology provides complete automation of the entire process of agarose gel loading, electrophoretic analysis, and recovery of targeted DNA fragments allowing for high-throughput and high quality next-generation sequencing libraries. 